Declaração ética
Todos os procedimentos com animais foram revisados e aprovados pelo Comitê de Ética de Animais do Laboratório de Biotecnologia Fujian Ambry, número de aprovação: IACUC FJABR2024031202). Realize todos os experimentos com animais de acordo com o protocolo institucional aprovado de cuidado e uso animal.
SDD e preparação de ibuprofeno
A SDD é composta por Shixiao San (9 g), Xiangfu (9 g), Moyao (6 g), Guizhi (9 g), Weilingxian (12 g), Shijianchuan (20 g), Yanhusuo (12 g), Danggui (9 g), Liujinu (15 g) e Xiaohuixiang (5 g). Shixiao San é composto por Puhuang (4,5 g) e Wulingzhi (4,5 g). Todos os componentes herbais eram usados como grânulos concentrados e estão listados na Tabela de Materiais. Prepare a SDD dissolvendo 106 g de grânulos concentrados em 200 mL de água fervente para obter uma concentração final de 0,53 g/mL equivalente a um medicamento bruto. Misture bem até que os grânulos estejam completamente dissolvidos, deixe a solução esfriar até a temperatura ambiente e administre por gavage intragástrico a 2,5 mL/kg por administração. Prepare a suspensão de ibuprofeno de acordo com a concentração necessária para a penetração intragástrica. Administrar ibuprofeno a 0,02 g/kg como tratamento controle positivo.
Animais e agrupamento
Use 36 ratas Sprague-Dawley adultas saudáveis de grau específico livre de patógenos, com idades entre 2 e 3 meses e pesando 200 ± 20 g, sem histórico de gravidez ou acasalamento. Mantenha os ratos sob um ciclo de 12 h/12 horas claro/escuro a 22 ± 2 °C e umidade relativa de 50%–70%, com acesso livre à comida padrão e água potável. Após 1 semana de aclimatação, separe aleatoriamente os ratos em seis grupos (n = 6 por grupo): branco, modelo, SDD, TEAP, SDD + TEAP e grupos ibuprofeno.
Preparação e administração do modelo QSBSPD
Neste experimento, foi utilizado o modelo amplamente aceito de dismenorreia induzida por OT. Resumidamente, os ciclos estrois dos ratos foram avaliados por meio de esfregologia vaginal. Os ratos foram considerados elegíveis para inclusão no estudo se a duração do ciclo estro fosse determinada como de 4 a 5 dias.
Com exceção do grupo em branco, os ratos dos grupos experimentais receberam injeção subcutânea diária de estradiol, benzoato e cloridrato de epinefrina, por 10 dias. Após a injeção de cloridrato de epinefrina na dosagem de 0,9 mg/kg diário, os ratos foram expostos a várias estimulações combinadas (A: Estimulação acústica: ratos foram expostos a estímulos acústicos (90 dB, 1 kHz) por 5 min/time, 3–4 vezes ao dia, com um intervalo de 2 horas entre cada vez. B: Estimulação da luz: ratos foram expostos a estímulos de luz intermitente por 5 min/time, 3–4 vezes ao dia, com um intervalo de 2 horas entre cada vez. C: Estimulação elétrica: ratos foram submetidos a estimulação elétrica (pulsos bifásicos de onda quadrada) a 30–35 V, com corrente alternada aplicada por 0,3 s a cada 2 s. Essa estimulação era administrada por 5 minutos a cada 2 horas, 2 a 4 vezes ao dia. D: Contenção: ratos eram colocados em uma gaiola de contenção construída de arame farpado, medindo aproximadamente 25 cm de comprimento e 5 cm de diâmetro. Uma vez dentro da gaiola, as pontas eram presas para imobilizar os ratos e restringir seus movimentos por 2 horas, uma vez ao dia). Além disso, nos dias 1 e 10, os ratos receberam injeção subcutânea com 5,0 mg/kg/dia de benzoato de estradiol, e nos dias 2–9, receberam 2,5 mg/kg/dia.
A partir do 5º dia da injeção de benzoato de estradiol, os ratos receberam administração intragástrica de diferentes medicamentos por 7 dias, duas vezes ao dia, às 10h e às 16h, exceto o grupo do ibuprofeno, que recebeu uma dose diária às 10h. Nos grupos em branco, modelo e TEAP, os ratos receberam 2,5 mL/kg de soro fisiológico normal. Nos grupos SDD e TEAP+SDD, os ratos receberam 2,5 mL/kg de SDD (preparados como 106 g de droga bruta dissolvida em 200 mL de água, 0,53 g/mL); Essa dose foi convertida a partir da dose clínica diária adulta de 106 g com base na equivalência da área de superfície corporal, resultando em uma dose equivalente a rato. No grupo do ibuprofeno, os ratos receberam 0,02 g/kg de suspensão de ibuprofeno. Nos grupos TEAP e TEAP+SDD, os ratos receberam estimulação com TEAP a partir do 5º dia após a injeção de benzoato de estradiol. Fixe os eletrodos nos pontos auriculares bilaterais Jiaogan, Shenmen, Neishengzhiji e Neifenmi, conforme definido de acordo com um padrão previamente relatado para localização de pontos de acupunturaem ratos 12. Esses pontos estão situados na cavidade cômica bilateral do ouvido, inervados pelo nervo vago. Os eletrodos eram conectados a um instrumento eletrônico de terapia por agulha, que emitia uma onda contínua por 20 minutos (frequência: 20 Hz; intensidade: 1 mA), uma vez ao dia. Os ratos do grupo TEAP+SDD passaram por TEAP após o primeiro ciclo de SDD todos os dias. A estimulação final do TEAP foi realizada antes da injeção intraperitoneal de OT.
Às 24 horas após a última injeção de benzoato de estradiol, ou seja, no 11º dia, 1 hora após a última administração intragástrica, exceto nos grupos em branco e TEAP, os ratos dos outros grupos receberam 2 U de OT por rato com injeção intraperitoneal. Os ratos do grupo TEAP passaram por injeção intraperitoneal de OT na dosagem de 2 U por rato após a estimulação final do TEAP. Os ratos do grupo em branco não receberam injeção de OT. Esse protocolo estabeleceu com sucesso um modelo rat do QSBSPD. A seleção geral dos animais, preparação do modelo, cronograma de administração de medicamentos, parâmetros de estimulação do TEAP e localizações dos pontos auriculares são resumidos na Figura 1.
Coloração de Wright-Giemsa
O ciclo estro foi determinado pela coloração de Wright-Giemsa em manchas vaginais. Um cotoneto estéril foi umedecido com solução de cloreto de sódio 0,9% e inserido suavemente entre 0,5 e 1,0 cm no canal vaginal. O swab foi rodado 1 a 2 vezes para coletar células esfoliadas vaginais, e a amostra foi espalhada uniformemente sobre uma lâmina de vidro limpa em uma direção. A mancha foi seca ao ar em temperatura ambiente. A solução de coloração Wright-Giemsa foi adicionada para cobrir a mancha e incubada por 5 minutos. Um volume igual de soro salino tamponado com fosfato foi então adicionado à solução de coloração, e a coloração continuou por mais 5 minutos. A lâmina foi delicadamente enxaguada três vezes com água ultrapura, seca ao ar e examinada ao microscópio óptico. O estágio do ciclo estroso foi identificado de acordo com os tipos celulares dominantes, incluindo células epiteliais nucleadas, células epiteliais cornificadas e leucócitos.
Coleta de amostras
Os ratos foram colocados em uma caixa de indução de anestesia com concentração de isoflurano ajustada entre 3% e 5%. Após os ratos perder a consciência, foram transferidos para a mesa de cirurgia e mantidos sob anestesia com uma máscara. A concentração foi reduzida de 1,5% a 2,5%. O pelo abdominal do rato foi aparado com tesoura e posteriormente desinfetado com aplicação tópica de álcool. Foi feita uma incisão de 2–3 cm ao longo da linha abdominal mediana. Um lado do útero, junto com seus ligamentos, foi exteriorizado, e o tecido adiposo aderido à superfície uterina foi excisado. O tecido uterino foi então cuidadosamente isolado. Se o rato ainda estiver vivo após a amostragem, eutanasie-o usando asfixia por CO₂.
Coloração por hematoxilina e eosina (HE)
Os tecidos uterinos foram fixados, embutidos na parafina e seccionados com uma espessura de 5 μm. As seções foram desenceradas em xileno duas vezes por 10 minutos cada. As seções foram então reidratadas sequencialmente em etanol absoluto duas vezes por 5 minutos cada, seguidas por etanol 95%, 90%, 80% e 70% por 5 minutos cada. As seções foram enxaguadas em água ultrapura. A coloração com hematoxilina foi realizada por 5 minutos, e as seções foram enxaguadas com água até que não restasse mais o corante. As seções foram imersas em soro salino tamponado com fosfato por 5 minutos para azulamento. As seções foram então tingidas com eosina por 1 minuto e enxaguadas com água. Posteriormente, as seções foram desidratadas em etanol 95% por 10 minutos e etanol absoluto por 10 minutos, limpas em xileno por 10 minutos e montadas com resina neutra. Imagens representativas foram obtidas usando um microscópio óptico ou scanner digital de lâminas.
Ensaio imunossorvente ligado a enzimas (ELISA)
Tecidos uterinos frescos foram enxaguados com solução salina pré-resfriada e protegida com fosfato para remover o sangue residual. Cada amostra de tecido foi pesada, cortada em pequenos pedaços e homogeneizada em soro salino pré-resfriado com fosfato tamponado, com uma proporção tecido-tampão de 1:9. O homogenado foi centrifugado a 5000 × g por 5–10 minutos a 4 °C, e o sobrenadante foi coletado para análise subsequente. Os níveis de IL-1β, IL-6, TNF-α, PGF2α e PGE2 foram medidos usando kits ELISA de ratos, conforme as instruções do fabricante. Todos os reagentes e tiras de microplacas eram equilibrados à temperatura ambiente antes do uso. Padrões ou amostras (50 μL) eram adicionados aos poços designados. Anticorpo de detecção conjugado com peroxidase de raiz-forte (100 μL) foi adicionado a cada poço, exceto aos poços em branco, e a placa foi selada e incubada a 37 °C por 60 minutos. O líquido era descartado, e cada poço era lavado cinco vezes com tampão de lavagem diluído. Posteriormente, 50 μL do substrato A e 50 μL do substrato B foram adicionados a cada poço, seguidos por incubação a 37 °C no escuro por 15 minutos. A solução de parada (50 μL) era então adicionada a cada poço, e a densidade óptica era medida em 450 nm em 15 minutos. As concentrações amostrais foram calculadas a partir das curvas padrão.
PCR quantitativa em tempo real (qRT-PCR)
O RNA total foi extraído dos tecidos uterinos usando um reagente de extração total de RNA, conforme as instruções do fabricante. Brevemente, o tecido foi moído em nitrogênio líquido e 1 mL de reagente de extração de RNA foi adicionado. O lisado foi incubado em temperatura ambiente por 5 minutos. Clorofórmio (200 μL) foi então adicionado, e a mistura foi agitada vigorosamente por 15 segundos, incubada em temperatura ambiente por 5 minutos e centrifugada a 12.000 × g por 12 minutos a 4 °C. A fase aquosa foi transferida para um novo tubo, misturada suavemente com um volume igual de isopropanol, e incubada a −20 °C por 15 minutos. As amostras foram centrifugadas a 12.000 × g por 10 minutos a 4 °C, o sobrenadante foi descartado e o pellet de RNA foi lavado com etanol a 75%. A pastilha foi seca ao ar e dissolvida em água livre de RNase. A concentração e pureza do RNA foram determinadas usando um espectrofotômetro de microvolume. O DNA genômico foi removido e o cDNA foi sintetizado de acordo com as instruções do reagente de transcrição reversa. Para a remoção genômica de DNA, o RNA total foi incubado com o reagente de remoção genômica de DNA a 42 °C por 5 minutos e depois colocado no gelo. A transcrição reversa foi realizada a 50 °C por 15 minutos, seguida por 75 °C por 5 minutos para terminar a reação.
A PCR em tempo real foi realizada usando uma mistura de qPCR baseada em SYBR Green. Cada reação de 20 μL continha 2 μL de cDNA, 0,4 μL de primer direto, 0,4 μL de primer reverso, 10 μL de 2× mistura SYBR qPCR e 7,2 μL de água livre de nuclease. A qPCR foi executada usando o seguinte programa de ciclagem: 95 °C por 1 min; 40 ciclos de 95 °C por 20 s, 56 °C por 20 s e 72 °C por 38 s; seguido pela análise da curva de fusão. O GAPDH foi usado como controle interno, e a expressão relativa do mRNA foi calculada usando o método 2−ΔΔCt . Cada amostra biológica foi medida em triplicado técnico. O valor médio de Ct dos triplicados técnicos foi usado para calcular a expressão de ΔCt e de mRNA relativa para cada réplica biológica. As sequências de espoletas são as seguintes: PPAR-γ2, 5′-CGGAAGCCCTTTGGTGACTT-3′ e 5′-CTCGATGGGCTTCACGTTCA-3′; COX-2, frente 5′-AACCAGGTGAACTTCGTCTATTAG-3′ e 5′-GGTCGTTTTTGATGTGTCACTGTA-3′; GAPDH, 5′-GGTTGTCTCCTGCGACTTCA-3′ e 5′-GGTGGTCCAGGGTCTCTTTACTC-3′.
Análise estatística
Os dados foram analisados usando software estatístico. Todos os dados quantitativos foram apresentados como a média ± desvio padrão. Para a análise qRT-PCR, os triplicados técnicos foram primeiro promediados para cada réplica biológica, e a análise estatística foi realizada usando os valores da réplica biológica. Comparações entre múltiplos grupos foram realizadas usando análise unidirecional da variância, seguidas por testes post hoc de Bonferroni, quando os dados atenderam às suposições de normalidade e homogeneidade da variância. A significância estatística foi definida como P < 0,05.