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Artigo de método

Senescência Associada à Neurodegeneração: Avaliação Simultânea da Atividade de β Gal e da Mancha de Nissl em Seções Histológicas do Cérebro de Roedores

114 vistas

⸱

DOI:

10.3791/70676

⸱

17 de julho de 2026

 ,  , 
1Laboratorio de Neuroinmunología, Unidad de Investigación en Medicina Experimental, Facultad de Medicina-UNAM, Hospital General de Mexico "Dr. Eduardo Liceaga"

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este protocolo é apresentado como uma ferramenta para detectar a atividade de β-galactosidase associada à senescência, para realizar coloração Nissl para avaliação simultânea da senescência e integridade neuronal, e para investigar as ligações entre a carga da senescência e a neurodegeneração.

Resumo

A senescência celular é um processo fisiológico caracterizado por uma parada irreversível do ciclo celular que prejudica a regeneração e a função dos tecidos. Esse fenômeno surgiu como um dos principais impulsionadores da neurodegeneração, impulsionado pelo acúmulo de células senescentes no sistema nervoso central (SNC). As células senescentes adquirem um fenótipo secretor associado à senescência (SASP) pró-inflamatório que sustenta a neuroinflamação crônica e perturba o microambiente neuronal. Consequentemente, processos essenciais como neurogênese, plasticidade sináptica e sobrevivência neuronal são comprometidos. Um extenso corpo de literatura associa a senescência celular a vários distúrbios neurodegenerativos, como a doença de Parkinson, a doença de Alzheimer ou esclerose múltipla, e danos agudos relacionados ao neuril, como isquemia cerebral ou lesão cerebral traumática.

A avaliação combinada da atividade β-galactosidase (SA-β-gal) associada à senescência e da coloração de Nissl em seções histológicas fornece uma abordagem abrangente para avaliar a senescência celular e a integridade neuronal simultaneamente dentro do mesmo contexto tecidual. Essa estratégia permite uma correlação espacial precisa entre o acúmulo de células senescentes em regiões vulneráveis específicas (por exemplo, hipocampo ou córtex) e a perda neuronal ou dano tecidual. Ao integrar um marcador funcional de senescência com um indicador clássico de morfologia e densidade neuronal, essa abordagem fortalece a robustez interpretativa da análise. Além disso, permite uma caracterização mais precisa da relação entre carga senescente e alterações neurodegenerativas, maximizando a obtenção de informações a partir de amostras de tecido limitadas.

Além disso, esse protocolo pode determinar como ocorre o acúmulo de células senescentes em resposta a intervenções (farmacológicas, manipulação genética, etc.) em modelos de roedores de doenças neurodegenerativas, fornecendo assim uma ferramenta poderosa para analisar essa contribuição para sua fisiopatologia.

Introdução

A senescência celular é definida por uma parada essencialmente irreversível do ciclo celular acompanhada de extensas alteraçõesmacromoleculares 1. Além disso, as células senescentes adquirem um fenótipo hipersecretor (SASP), caracterizado pela secreção robusta de uma ampla variedade de citocinas pró-inflamatórias, fatores de crescimento eproteases 2. Coletivamente, esses fatores contribuem para o estabelecimento de um microambiente pró-inflamatório que reforça a senescência e impacta a homeostase tecidual. No SNC central, as células senescentes acumulam-se progressivamente com a idade, especialmente em regiões vulneráveis a patologias relacionadas àidade 3. A senescência celular desempenha um papel significativo nas alterações funcionais associadas ao envelhecimento e aos distúrbios neurodegenerativos, com a carga das células senescentes aumentando progressivamente durante o envelhecimento normal. Múltiplos tipos celulares dentro do SNC são suscetíveis à senescência, incluindo astrócitos, microglias, oligodendrócitos, neurônios e células-tronconeurais 4. A acumulação de evidências implica a senescência dessas populações celulares do SNC na etiopatologia de várias doenças neurodegenerativas, incluindo Alzheimer, doença de Parkinson, demência frontotemporal, esclerose lateral amiotrófica eesclerose múltipla 5. Distúrbios neurodegenerativos foram associados à senescênciacelular 6, e células senescentes demonstraram se acumular nas proximidades de placas amiloides β e emaranhados neurofibrilares. Aumentos relacionados à idade na atividade de SA-β-gal foram descritos em cérebros de roedores (por exemplo, 3, 8, 17 e 24 meses), com elevações estatisticamente significativas mais evidentes na coorte mais velha (24 meses)7.

Diferentes estudos fornecem insights importantes sobre a relação entre alterações histológicas e desfechos funcionais, como comprometimento cognitivo e desregulação metabólica, em modelos animais patológicos que abordam os correlatos funcionais ou comportamentais da lesãocerebral 8,9.

Apesar de extensas pesquisas, não existe um marcador universal único que identifique de forma confiável as células senescentes enquanto as distingue de outros estados não proliferativos; no entanto, o marcador mais amplamente utilizado da senescência celular é a enzima lisossômica associada à senescência β-galactosidase (SA-β-gal), que é detectada no pH 6, uma enzima hidrolase que catalisa a hidrólise de β-galactosídeos em monossacarídeos. Um fator diferenciador chave é o pH. A SA-β-gal apresenta atividade ótima no pH 6, em contraste com a β-galactosidase bacteriana, que atua no pH 7,4, e a β-galactosidase lisossômica endógena, que atua em valores ácidos de pH variando de 3 a5 7,10.

Densidade celular e citoarquitetura cerebral são determinantes fundamentais da organização e função neural. A distribuição espacial e a abundância de populações celulares específicas são críticas para o funcionamento dos circuitos, e sua quantificação precisa é essencial para estudar condições neuropatológicas que envolvem vulnerabilidade ou perda celular seletiva. A coloração Nissl, um método padrão em neurociência, é uma técnica histológica amplamente utilizada para avaliar a densidade neuronal e a citoarquitetura em tecidos nervosos. Ao marcar seletivamente corpos de Nissl dentro dos somatas neuronais, esse método permite a visualização e quantificação confiáveis das populações neuronais em regiõescerebrais 11. Além de sua robustez, a coloração Nissl é caracterizada por sua simplicidade técnica, baixo custo e tempo de processamento relativamente curto, tornando-a uma ferramenta prática e acessível para estudos neuroanatômicos e de neurodegeneração rotineiros.

A avaliação combinada da coloração de Nissl e da atividade β-galactosidase (SA-β-gal) associada à senescência dentro da mesma seção histológica fornece uma estrutura robusta e espacialmente resolvida para investigar simultaneamente a integridade neuronal e a carga celular senescente. Essa abordagem integrativa permite o mapeamento direto da senescência para características neurodegenerativas específicas de cada região, incluindo perda neuronal e disrupção citoarquitetônica. Acoplar um marcador estrutural clássico com um indicador funcional de senescência fortalece a interpretação dos dados e revela ligações mecanicistas entre acúmulo celular senescente e disfunção tecidual, ao mesmo tempo em que maximiza o rendimento analítico a partir de amostras limitadas.

Importante destacar que essa estratégia é particularmente adequada para estudos com disponibilidade de tecido limitada, desenhos longitudinais ou baseados em intervenção (por exemplo, tratamentos senolíticos ou senomórficos) e análises específicas de regiões em estruturas cerebrais complexas, onde correlacionar senescência com vulnerabilidade neuronal é fundamental.

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Protocolo

Realize todos os procedimentos com animais de acordo com as diretrizes institucionais e nacionais para o cuidado e uso de animais de laboratório, e obtenha aprovação prévia do comitê de ética apropriado. Este protocolo está em conformidade com o atual Padrão Oficial Mexicano para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório (NOM-062-ZOO-1999 (Muñoz, 2001)), revisão e aprovação prévias pelos Comitês de Ética e Pesquisa, e pelo Comitê Institucional de Cuidado e Uso de Animais (CICUAL) da Faculdade de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México (FM/DI/039/2023, CICUAL-009-2023). Os animais eram fornecidos pelo vivário da Unidad de Medicina Experimental, Facultad de Medicina.

NOTA: Para permitir a avaliação simultânea da atividade de β-galactosidase (SA-β-gal) associada à senescência e da coloração de Nissl no tecido cerebral de roedores, este protocolo emprega cérebros de roedores fixados a 4% de paraformaldeído, criossecados a -20 ± 1 °C. Todas as seções são primeiro avaliadas quanto à atividade SA-β-gal (passo 1), depois coloridas com Nissl (etapa 2) e, posteriormente, montadas com um meio de montagem antidescoloração (passo 3). Após o processamento, as lâminas são examinadas sob um microscópio óptico de campo claro, permitindo a aquisição de imagens de alta resolução das regiões de interesse para análise posterior.

1. Preparação de seções de tecido e detecção da atividade de β-galactosidase (SA-β-gal) associada à senescência

  1. Preparação de seções cerebrais
    1. Obtenha o cérebro por perfusão transcardíaca com paraformaldeído a 4% seguindo o protocolo descrito anteriormente por Wu et al., 202112. Transfira os cérebros para uma solução salina tamponada com fosfato (PBS) contendo 0,01% de azida de sódio para armazenamento a longo prazo a 4 °C.
    2. Para prosseguir com o protocolo, coloque o cérebro em solução de sacarose a 30%, espere até que ele afunde no fundo e então armazene a -20 a -80 °C. Esse protocolo pode ser usado em diferentes tecidos cerebrais de roedores (por exemplo, rato, camundongo, porquinho-da-índia) e congelado em 2-metilbutano.
    3. Criosseção do tecido a -20 ± 1 °C para obter seções uniformes embutidas em composto de temperatura de corte ideal (O.C.T.) (20–40 μm de espessura) e montagem em lâminas de vidro revestidas com gelatina.
    4. Monte as seções em slides de vidro e armazene em condições frias até o uso.
  2. Detecção de atividade de β-galactosidase (SA-β-gal) associada à senescência.
    1. Prepare a solução de tingimento de SA-β-gal fresca no dia do uso, a partir das soluções mostradas na Tabela 1.
    2. Ajuste a solução para pH 6,0 para garantir a especificidade da atividade SA-β-gal.
      NOTA: Prepare a solução de tingimento SA-β-gal antes do uso; Evite pré-misturar em solução aquosa.
      O 5-bromo-4-cloro-3-indolil-β-D-galactopiranósido (X-Gal) não é estável em solução aquosa.
  3. Equilibre a temperatura das lâminas de tecido.
    1. Remova os slides do armazenamento frigorífico.
    2. Coloque as lâminas em um pote de Coplin e deixe-as se equilibrarem em temperatura ambiente (RT) por 5 minutos.
    3. Hidrate as seções adicionando PBS suficiente para cobrir as lâminas no pote Coplin.
    4. Coloque os slides em um agitador orbital de baixa velocidade por 5 minutos em tempo de descanso.
    5. Repita a lavagem uma vez.
  4. Prepare slides para manchas.
    1. Remova suavemente o excesso de PBS das bordas do slide usando papel absorvente.
    2. Desenhe uma barreira hidrofóbica ao redor de cada seção usando uma caneta barreira repelente à água, evitando contato com o tecido.
  5. Realize tingimento SA-β-gal
    1. Coloque os slides em uma câmara de umidade.
    2. Com uma micropipeta, adicione aproximadamente 200 μL de solução colorante por seção, garantindo cobertura completa do tecido.
    3. Incubar a 37 °C por 48 horas.
    4. Após a incubação, remova a solução de mancha usando papel absorvente.
    5. Coloque os slides em um pote de Coplin e adicione PBS para cobrir os slides, e faça uma agitação suave em um shaker orbital de baixa velocidade por 5 minutos em RT.
      NOTAS: Não use uma incubadora de CO₂. Proceda imediatamente à coloração Nissl.

2. Coloração Nissl

  1. Prepare a solução de funcionamento Nissl.
    1. Prepare soluções de estoque conforme descrito na Tabela 2.
    2. A partir das soluções originais, prepare a solução de trabalho Nissl misturando 15 mL de solução de cresil violeta com 85 mL de tampão de acetato.
    3. Filtre a solução para remover os precipitados com papel de filtro (grau 4, tamanho de poros de 20-25 μm).
    4. Após a solução do filtro, pré-aqueça a 37 °C por pelo menos 30 minutos (ou 40–43 °C em banho-maria).
    5. Adicione 10 gotas de ácido acético 0,1 M imediatamente antes do uso na solução de trabalho Nissl.
      NOTA: Use a solução de trabalho Nissl até quatro vezes no mesmo dia; Não armazene durante a noite.
    6. Prepare etanol acidificado adicionando 95 mL de etanol absoluto a um frasco volumétrico e adicionando 15 gotas de ácido acético 0,1 M. Leve para 100 mL com água destilada e misture bem.
  2. Pré-condicione os slides.
    1. Coloque as lâminas em um pote de Coplin e adicione PBS conforme necessário para cobrir as lâminas e incube a 37 °C por 5 minutos.
  3. Manchas de seções.
    1. Imerga cuidadosamente os slides na solução pré-aquecida de Nissl, slide por slide.
    2. Incube as lâminas por 5 a 20 minutos em solução Nissl.
      NOTA: O tempo depende da espessura do tecido. Monitore a cada 5 minutos até aparecer uma cor roxa profunda.
  4. Lave as seções.
    1. Enxágue os lâminas suavemente em água destilada por 1 minuto. Transfira para slides em um pote Coplin com água destilada fresca por mais 1 minuto.
    2. Avalie a qualidade das manchas. Observe lâminas sob um microscópio de campo claro (10× objetivo).
    3. Em um microscópio de campo claro, confirme a coloração intensa dos pontos roxos com fundo mínimo.
      NOTA: Se o fundo for excessivo, imerga as lâminas em etanol acidificado a 95% por 10 segundos.
    4. Transfira imediatamente para etanol absoluto por 10 segundos para parar a diferenciação.
      NOTA: Retenha se necessário, repetindo as etapas de coloração (8.1-9.3) se a coloração for fraca.
  5. Desidrate e limpe os lâminas.
    1. Imerga slides em xileno por pelo menos 5 minutos (até 2 horas se necessário)
      NOTA: Trabalhe rápido, pois o tecido desidrata em ~2 minutos.

3. Montagem

  1. Preparar o meio de montagem
    1. Misture 8 mL de meio de montagem com 2 mL de xileno.
      NOTA: Prepare apenas o volume necessário; O meio de montagem endurece rapidamente.
    2. Remova as lâminas do xileno e enrole as bordas com cuidado. Coloque os slides em uma superfície plana.
    3. Aplique ~120 μL do meio de montagem sobre o tecido.
    4. Coloque a capa de cobertura lentamente de um lado para evitar bolhas.
  2. Seque os slides e adquira imagens.
    1. Deixe os slides secarem por pelo menos 5 minutos em tempo de descanso.
    2. Observe sob um microscópio de campo claro e adquira imagens das regiões de interesse.
    3. Após a montagem, a secagem completa do meio de montagem requer um tempo prolongado (24 horas).
  3. Guarde os slides.
    1. Armazene slides no RT para preservação a longo prazo (por muitos meses).

4. Quantificação da carga da senescência

NOTA: Esta abordagem é aplicada como uma avaliação qualitativa; no entanto, quando exigido pelo desenho do estudo, ele pode ser estendido para incluir análise quantitativa.

  1. Defina carga de senescência como a abundância relativa de células β-galactosidase (SA-β-gal)–positivas associadas à senescência dentro de uma região definida de interesse (ROI). Expresse essa métrica como uma porcentagem de células positivas em relação ao número total de células, ou como a densidade de células positivas por unidade de área (células/mm2).
  2. Selecione a região de interesse (ROI). Identifique os ROIs com base em marcos neuroanatômicos padronizados usando um atlas cerebral apropriado para a espécie e idade. As regiões recomendadas incluem subcampos do hipocampo (CA1, CA3, giro dentado) e áreas corticais com organização laminar definida.
    1. Selecione de 3 a 5 campos não sobrepostos por ROI por seção.
    2. Analise pelo menos 2–3 seções por animal, espaçadas em intervalos anatômicos consistentes.
    3. Mantenha o mesmo tamanho e formato do ROI em todas as amostras.
    4. Cegue o operador para condições experimentais durante a seleção do ROI para minimizar o viés.
  3. Adquira imagens.
    1. Adquira imagens usando um microscópio de campo claro equipado com uma câmera digital sob condições padronizadas:
      1. Use ampliações consistentes (por exemplo, 10× para visão regional, 20× ou 40× para quantificação).
      2. Mantenha iluminação, tempo de exposição e balanço de branco constantes em todas as amostras.
      3. Evite a saturação do sinal SA-β-gal (azul) e garanta uma visualização clara da coloração de Nissl (roxo).
      4. Salve imagens em um formato sem perdas (por exemplo, TIFF) para análise posterior.
  4. Pré-processe as imagens.
    1. Realize o pré-processamento usando software de análise de imagem (por exemplo, ImageJ/Fiji)13.
      1. Converta imagens para formato RGB, se necessário.
      2. Aplique subtração de fundo para corrigir a iluminação desigual.
      3. Normalize o contraste uniformemente em todas as imagens sem alterar a intensidade relativa do sinal.
      4. Evite o processamento excessivo que possa distorcer os limites do sinal.
  5. Identifique células positivas para SA-β-gal.
    1. Defina células positivas com base na presença de um precipitado azul distinto localizado dentro do citoplasma. Use o limiar de cor para isolar o sinal azul (por exemplo, faixas de matiz/saturação/intensidade determinadas empiricamente).
    2. Valide limiares usando controles negativos (tecido jovem ou não tratado) para excluir a coloração de fundo.
  6. Confirme a consistência morfológica com os perfis celulares observados na coloração de Nissl.
  7. Abordagens de quantificação
    1. Quantificação baseada em células: Conte as células positivas de SA-β-gal manualmente ou usando ferramentas semi-automatizadas. Determine o número total de células dentro do mesmo ROI usando coloração Nissl.
    2. Expresse os resultados como:
      Carga de senescência (%) = (células SA-β-gal-positivas/Células totais) ' 100
    3. Quantificação baseada em densidade: calcule o número de células SA-β-gal–positivas por unidade de área:
      Densidade celular = Células positivas/área ROI (mm2)
    4. Definição de limiares e controles: Estabelecer limiares de detecção empiricamente:
    5. Use controles negativos para definir níveis de sinal de fundo.
    6. Inclua controles positivos (por exemplo, tecido cerebral envelhecido ou modelos induzidos por estresse) para validar a sensibilidade.
    7. Aplique configurações idênticas de limiar em todas as amostras dentro de um experimento. Documente todos os parâmetros de limiar para garantir a reprodutibilidade.

5. Normalização de dados e análise estatística

  1. Normalizar a carga de senescência para levar em conta as diferenças regionais na densidade celular; usar coloração Nissl para estimar o número total de células por ROI — medições médias entre ROIs, seções e animais. Realize análises estatísticas usando testes apropriados (por exemplo, teste t, ANOVA) dependendo do desenho experimental.
  2. Informe os dados como média ± SEM ou SD, especificando o número de réplicas biológicas (n).
  3. Cegueira e reprodutibilidade: Realize todas as análises de quantificação em condições cegas. Validar a reprodutibilidade por: (a) Análise independente por pelo menos dois observadores, ou (b) Reanálise de um subconjunto de imagens para avaliar a variabilidade intra-observador.
  4. Limitações da estratégia de quantificação: Interprete resultados quantitativos junto com marcadores complementares sempre que possível. Além disso, a variabilidade na intensidade da coloração entre seções pode influenciar a quantificação baseada em limiar e deve ser cuidadosamente controlada.

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Resultados

A aplicação combinada da coloração associada à senescência com β-galactosidase (SA-β-gal) e da coloração por Nissl permite a visualização simultânea da carga celular senescente e da citoarquitetura neuronal dentro da mesma seção cerebral.

Após o procedimento de coloração SA-β-gal (passo 1), examine as lâminas sob um microscópio de campo claro. A coloração bem-sucedida é indicada pela presença de um precipitado azul distinto localizado dentro das células que ex...

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Discussão

Atualmente, a disponibilidade limitada de ferramentas robustas e específicas para identificar, isolar e remover seletivamente células senescentes no SNC continua sendo uma grande barreira para estudos mecanicistas. Essa lacuna metodológica limita nossa capacidade de separar as contribuições causais da senescência celular para a neuropatologia da mera correlação com a progressão da doença. O fluxo de trabalho apresentado aqui combina detecção enzimática SA-β-gal com contracoloração Nissl ...

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Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Esse trabalho foi apoiado pelos programas da Dirección General de Asuntos del Personal Académico, UNAM (PAPIIT IN224624), e da Secretaría de Ciencia, Humanidades, Tecnología e Innovación (SECIHTI) Ciência de Frontera CBF-2025-I-1337 e Programa de Posdoutorado da UNAM (POSDOC). O RJRC recebeu o número de bolsa 1020262 do CONAHCyT. O VSV recebeu uma bolsa de pós-doutorado do Programa de Becas Postdoctorales, Dirección General de Asuntos del Personal Académico (DGAPA), UNAM.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
2-metilbutaneSIGMAM32631-500ML
5-bromo-4-cloro-3-indolil β-D-galactopiranosídeo (X-Gal)PROMEGAV394AArmazenar entre -30 e -10 °C
Ácido cítrico MERCK251275-5G
Cresol violeta acetatoSIGMAC5042-10G
DPX Montante para histologiaSIGMA06522-500ML
Papel filtroWhatmanWHA1001929
Ácido acético glacialSIGMA695092-500ML
Caneta hidrofóbica MERCKZ672548
Xilenos de grau histológicoSIGMA534056-500ML
Câmara de umidadeSTAINTRAY25501
Cloreto de magnésio anidroSIGMAM8266-100GAjustar molaridade se for usado cloreto de magnésio hidratado.
OCTSAKURA FINE TEK4583
Soro fisiológico tamponado com fosfato (PBS)SIGMAP4417-50TABSão utilizadas pastilhas comerciais.
Ferricianato de potássio (hexacianoferrato de potássio(III))SIGMAP8131-100G
Ferrocianureto de potássio (hexacianoferrato de potássio(II) tri-hidratado)SIGMAP9387-100G
Acetato de sódio anidroSIGMAS2889-250GAjustar molaridade se for usado acetato de sódio hidratado.
Cloreto de sódioSIGMAS9888-2.5KG
Fosfato de sódio (Fosfato de sódio dibásico dodecahidratado)SIGMA71649-500G

Referências

  1. Melo Dos Santos, L., et al. Cellular senescence in brain aging and neurodegeneration. Ageing Res Rev. 93, 102141(2024).
  2. Chinta, S. J., et al. Cellular senescence and the aging brain. Exp Gerontol. 68, 3-7 (2015).
  3. Baker, D. J., Petersen, R. C. Cellular senescence in brain aging and neurodegenerative diseases: evidence and perspectives. J Clin Invest. 128 (4), 1208-1216 (2018).
  4. Kuźniar, J., et al. Connections between cellular senescence and Alzheimer’s disease—a narrative review. Int J Mol Sci. 26 (17), 8638(2025).
  5. Martínez-Cué, C., Rueda, N. Cellular senescence in neurodegenerative diseases. Front Cell Neurosci. 14, 16(2020).
  6. Wang, Y., et al. The role of cellular senescence in neurodegenerative diseases. Arch Toxicol. 98 (8), 2393-2408 (2024).
  7. Piechota, M., et al. Is senescence-associated β-galactosidase a marker of neuronal senescence? Oncotarget. 7 (49), 81099-81109 (2016).
  8. Zhang, H., et al. Mangiferin alleviated poststroke cognitive impairment by modulating lipid metabolism in rats with cerebral ischemia/reperfusion. Eur J Pharmacol. 977, 176724(2024).
  9. Hussain, M. S., et al. Autophagy and cellular senescence in Alzheimer’s disease: key drivers of neurodegeneration. CNS Neurosci Ther. 31 (7), e70503(2025).
  10. Si, Z., Sun, L., Wang, X. Evidence and perspectives of cell senescence in neurodegenerative diseases. Biomed Pharmacother. 137, 111327(2021).
  11. Meystre, J., et al. Cell density quantification of high resolution Nissl images of the juvenile rat brain. Front Neuroanat. 18, 1463632(2024).
  12. Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio Protoc. 11 (5), (2021).
  13. Lozano-Gerona, J., García-Otín, Á-L. ImageJ-based semiautomatic method to analyze senescence in cell culture. Anal Biochem. 543, 30-32 (2018).
  14. Huang, W., et al. Cellular senescence: the good, the bad and the unknown. Nat Rev Nephrol. 18 (10), 611-627 (2022).
  15. Zeng, W. -J., et al. A novel inflammation-related lncRNAs prognostic signature identifies LINC00346 in promoting proliferation, migration, and immune infiltration of glioma. Front Immunol. 13, 810572(2022).

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