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Este estudo utilizou apenas conjuntos de dados públicos e desidentificados do banco de dados Gene Expression Omnibus (GEO). Como o trabalho envolveu análise secundária de dados públicos existentes e não incluiu contato direto com participantes, intervenção ou acesso a informações pessoais identificáveis, não foi necessário adicional de aprovação de comitês de ética nem consentimento informado.
Fontes de dados e pré-processamento
Todos os conjuntos de expressão gênica e de células únicas foram obtidos do banco de dadosGEO 24. Para o transtorno depressivo major, foi utilizado o conjunto de dados GSE98793, que compreende amostras de sangue periférico de 128 pacientes e 64 controles saudáveis. Para dermatomiose, os conjuntos de dados foram selecionados com base em critérios pré-definidos, incluindo perfil de expressão do Homo sapiens, grupos de doença e controle claramente identificáveis, anotação disponível na plataforma para mapeamento sonda-gene e adequação para análise de descoberta ou validação. Quando uma série de GEOs conteve múltiplos subtipos de miopatia inflamatória, apenas dermatomiosite e amostras controle normais foram extraídas para o presente estudo. GSE1551, GSE46239 e GSE128470 foram usados como conjuntos de dados de descoberta/treinamento, enquanto GSE5370, GSE39454 e GSE11971 foram usados como conjuntos de dados independentes de validação. Os conjuntos de dados de dermatomiosite analisados neste estudo foram derivados principalmente de músculos ou tecidos da pele afetados, em vez de sangue periférico. Dados unicelulares para dermatomiosite foram obtidos a partir do conjunto de dados GSE190510.
Matrizes de expressão brutas foram baixadas do banco de dados GEO junto com os arquivos de anotação correspondentes da plataforma. Os IDs das sondas foram mapeados para símbolos oficiais de genes de acordo com a anotação GPL fornecida pelo fabricante. Sondas que não podiam ser mapeadas de forma inequívoca a um único símbolo genético oficial foram removidas. Quando múltiplas sondas mapeavam para o mesmo gene, elas eram colapsadas no nível do gene usando o valor médio de expressão implementado pela função 'avereps' no pacote limma, gerando assim uma matriz de expressão gene por amostra.
Para reduzir o viés dependente da intensidade e estabilizar a variância, a transformação log2 foi aplicada quando apropriada, de acordo com a distribuição dos valores de expressão. A normalização entre arrays foi então realizada usando a função 'normalizeBetweenArrays' no pacote limma. Valores ausentes, quando presentes, foram imputados usando a imputação de K-vizinho mais próximo. Para os conjuntos de dados integrados de treinamento em dermatomiosite, a correção por lote foi realizada usando a função 'ComBat' no pacote sva, com a origem do conjunto de dados/plataforma tratada como a variável em lote e o grupo amostral (dermatomiosite versus controle saudável) incluídos na matriz de desenho para preservar a variação biológica de interesse durante o ajuste de lote.
Todas as análises foram realizadas em R usando um ambiente de desenvolvimento integrado para R em um sistema operacional desktop. O pacote limma era usado para sumarização e normalização da sonda. O pacote sva foi usado para correção de lote do ComBat. Valores ausentes foram imputados usando a imputação de K-vizinho mais próximo com k = 10.
Análise de rede de coexpressão gênica ponderada
A Análise Ponderada da Rede de Coexpressões Genéticas (WGCNA) foi realizada separadamente para os conjuntos de dados de transtorno depressivo maior e dermatomiosite usando o pacote WGCNA R25,26. As amostras foram agrupadas hierarquicamente usando flashClust para identificar valores atípicos; Amostras acima de 100 altura de dendrograma e genes nos 25% inferiores da variância foram excluídos. Para cada rede, uma potência de limiar suave (β) era selecionada usando pickSoftThreshold para alcançar uma topologia aproximada sem escala (R2 > 0,8). A matriz de adjacência foi transformada em uma Matriz de Sobreposição Topológica (TOM), e os módulos foram identificados por meio de corte dinâmico em árvore com tamanho mínimo de módulo de 60 e altura de corte de fusão de 0,2527. O pacote R do WGCNA foi usado junto com o flashClust para clustering hierárquico. A semente aleatória foi definida para 12345 para reprodutibilidade. Os autogênios do módulo foram correlacionados com o status da doença usando correlação de Pearson, com valores P ajustados pelo método de Benjamini–Hochberg. Para cada doença, o módulo que mostrava a associação mais forte e significativa com o estado doença foi mantido como o módulo principal associado à doença. A sobreposição entre os genes-chave do módulo do conjunto de dados de transtorno depressivo maior e os do conjunto de dados de dermatomiosite foi definida como o conjunto genético compartilhado candidato para análises posteriores. A análise diferencial de expressão da coorte integrada de dermatomiosite foi realizada separadamente para caracterizar alterações transcripcionais relacionadas à dermatomiosite.
Análise de enriquecimento funcional
A análise de enriquecimento por Ontologia Gênica (GO) foi realizada usando R. Símbolos genéticos foram convertidos para IDs Entrez usando org. Hs.eg.db, e termos GO significativamente enriquecidos (p < 0,05) foram identificados usando enrichGO no clusterProfiler. Para visualização multidimensional dos resultados, gráficos de barras e gráficos de bolhas foram gerados usando o pacote enrichplot, enquanto um gráfico circular foi construído com o pacote circlize para exibir categorias GO, contagem de genes e fatores de enriquecimento. As lendas foram adicionadas com o pacote ComplexHeatmap. A análise de enriquecimento de vias da Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG) também foi realizada em R. Símbolos genéticos foram convertidos em IDs Entrez baseados na org. Hs.eg.db banco de dados e caminhos significativamente enriquecidos (FDR < 0,05) foram identificados usando a função enrichKEGG do pacoteclusterProfiler 28,29,30,31. Os resultados do enriquecimento foram visualizados usando gráficos de barra e bolhas.
Análise de redes funcionais de associação baseada em GeneMANIA
Com base nos genes compartilhados previamente identificados, foi construída uma rede funcional de associação baseada no GeneMANIA para explorar o contexto de interação entre esses genes e seus parceiros relacionados. A lista genética foi submetida ao GeneMANIA usando Homo sapiens como espécie de referência. O GeneMANIA integra múltiplos tipos de evidências, incluindo coexpressão, interações físicas, vias, co-localização, interações genéticas e domínios proteicos compartilhados. A rede resultante foi exportada e importada para uma plataforma de visualização de rede para visualização e análise. A análise topológica da rede foi então realizada em uma plataforma de visualização de rede para visualização e análise a fim de identificar os nós candidatos altamenteconectados 32, 33, 34.
Construção de modelos diagnósticos baseados em aprendizado de máquina
Múltiplos algoritmos de aprendizado de máquina foram usados para classificação diagnóstica, incluindo Random Forest (RF), Support Vector Machine (SVM), Linear Discriminatant Analysis (LDA), Naive Bayes, Gradient Boosting Machine (GBM), XGBoost, glmBoost, Elastic Net (Enet), Ridge, Least Absolute Shrinkage and Selection Operator (LASSO), Stepglm (Stepglm) e Partial Least Least Squares Regression Generalized Linear Model (plsRglm)35. Uma estrutura de modelagem em dois estágios foi aplicada para gerar 113 combinações de modelos candidatos. No primeiro estágio, o algoritmo inicial foi usado para triagem variável na coorte de treinamento; No segundo estágio, as variáveis retidas foram usadas para ajustar um modelo de classificação diagnóstica. Modelos com ≤5 variáveis selecionadas foram excluídos de novas comparações. Os conjuntos de dados combinados de dermatomiosite serviram como coorte de treinamento, com rótulos definidos como dermatomiosite versus controles saudáveis, enquanto a(s) coorte(s) independente(s) de validação foram usadas para avaliação externa de desempenho. A reamostragem interna e o ajuste eram específicos de algoritmos: modelos baseados em glmnet (LASSO, Ridge e Elastic Net) usavam validação cruzada 10 vezes para selecionar lambda.min; O GBM utilizou validação cruzada interna de 10 vezes para determinar o número ideal de árvores; O XGBoost usou reamostragem 5 vezes para selecionar a rodada final de impulso de acordo com a perda logarítmica mínima do teste; o glmBoost usava validação cruzada interna baseada em cvrisk para determinar a iteração de parada; e o LDA foi instalado sob o framework de validação cruzada de CARET. Para algoritmos sem etapas explícitas de ajuste na implementação atual, foram usadas configurações fixas ou padrão de pacotes. Para reduzir vazamento de informações, seleção de características, ajuste de modelos e ajuste interno foram realizados usando apenas a coorte de treinamento, enquanto a(s) coorte(s) de validação foram usadas exclusivamente para predição independente e avaliação de desempenho baseada em AUC. O pacote caret era usado para gerenciamento de fluxos de trabalho de aprendizado de máquina, com glmnet, randomForest, e1071, gbm, xgboost, mboost, plsRglm e MASS para algoritmos individuais. A análise SHAP foi realizada usando o pacote shapviz. A semente aleatória era definida para 12345 antes de cada ajuste do modelo. Modelos com menos de 5 características selecionadas foram excluídos. A interpretabilidade do modelo e a contribuição em nível gênico foram avaliadas adicionalmente usando SHapley Additives ExPlanations (SHAP), e os genes mais informativos foram priorizados como características candidatas selecionadas pelo modelo para interpretação biológica posterior.
Avaliação do desempenho diagnóstico
Curvas de características operacionais (ROC) do receptor foram geradas usando o pacote "pROC" R para avaliar o desempenho diagnóstico de biomarcadores candidatos. Os níveis de expressão e a precisão preditiva dos marcadores candidatos foram validados em conjuntos de dados independentes (GSE5370, GSE11971 e GSE39454). O desempenho do modelo foi ainda avaliado usando matrizes de confusão. A expressão diferencial dos genes dos módulos-chave foi visualizada usando plots vulcânicos e em caixa, e curvas ROC foram construídas para avaliar o valor diagnóstico de genes individuais.
Análise de enriquecimento de conjuntos gênicos
Para explorar mudanças funcionais coordenadas associadas aos sinais transcriptômicos compartilhados candidatos, foi realizada a Análise de Enriquecimento de Conjuntos Gênicos (GSEA) usando clusterProfiler36,37. Os dados de expressão gênica de amostras de dermatomiosite e controle foram classificados de acordo com expressão diferencial. Conjuntos genéticos pré-definidos correspondentes às vias KEGG (c2.cp.kegg.Hs.symbols.gmt) foram usados para avaliar se genes dentro de cada via apresentavam uma tendência coordenada de regulação para cima ou para baixo. A significância estatística foi definida como P < 0,05.
Análise de infiltração de células imunes
A matriz de dermatomiosite normalizada, transformada em log2 e corrigida em lote foi usada para a deconvolução imunológica. O algoritmo CIBERSORT foi aplicado para estimar a abundância relativa de subtipos de células imunes usando a matriz de referênciaLM22 38. Amostras com deconvolução P < 0,05 foram retidas para análise a jusante. Diferenças nas proporções inferidas de células imunes entre grupos foram visualizadas usando plots de caixa, e a análise de correlação de Spearman foi conduzida para avaliar associações entre subconjuntos de células imunes e genes candidatos compartilhados.
Análise de sequenciamento de RNA de célula única para contextualização celular
Análises de RNA-seq de célula única foram realizadas em R usando Seurat. Harmony foi usado para correção em lote, DoubletFinder para detecção de duplos, celda/decontX para estimativa de RNA ambiente, Monocle para análise de trajetória pseudotemporal, CellChat para análise de comunicação célula-célula, AUCell para pontuação de atividade em conjuntos gênicos e GSVA para pontuação ssGSEA. Matrizes de contagem brutas foram importadas para objetos Seurat com os parâmetros min.cells = 5 e min.features = 300. Métricas de controle de qualidade, incluindo proporções de genes mitocondriais, ribossomosos e de hemoglobina, foram calculadas para cada célula. As células eram mantidas somente se atendessem a todos os seguintes critérios: nFeature_RNA > 500, nCount_RNA < 5.000, percent_mito < 25, percent_ribo > 3 e percent_hb < 1. Genes detectados em menos de 3 células foram excluídos. Além disso, os genes MALAT1 e mitocondriais foram removidos antes da análise posterior. Após a filtragem inicial, os doublets foram identificados em cada amostra usando o DoubletFinder, com PCs = 1:30 e pN = 0,25; as taxas esperadas de duplicação foram definidas de acordo com o número de células específicas da amostra (<4.000 células: 2,5%; 4.000–8.000 células: 5%; >8.000 células: 6,5%). Apenas as camisolas foram mantidas. A contaminação por RNA ambiente foi ainda estimada usando decontX, e células com pontuações de contaminação < 0,2 foram mantidas.
Os dados filtrados foram normalizados usando o método LogNormalize com um fator de escala de 10.000, seguido pela identificação de genes variáveis, escalonamento de dados e análise de componentes principais. Os efeitos em lote entre amostras foram corrigidos usando Harmony com orig.ident como variável em lote. As primeiras 15 dimensões Harmony foram usadas para visualização UMAP e construção de grafos vizinhos. O agrupamento foi realizado usando FindNeighbors e FindClusters, e o resultado final do agrupamento foi definido com resolução de 0,05. Os tipos celulares foram anotados manualmente de acordo com os genes marcadores canônicos, juntamente com os resultados do FindAllMarkers39.
Para contextualização funcional posterior, a atividade do gene candidato foi avaliada no nível de célula única, e o subconjunto relevante de células imunes foi submetido a análises de trajetória e comunicação intercelular. A análise de pseudotempo foi realizada usando Monóculo com redução de dimensionalidade baseada em DDRTree, seguida pela ordenação celular. A análise de comunicação célula-célula foi realizada usando CellChat com o banco de dados de ligando-receptor humano, restrito à categoria de Sinalização Secretada, e comunicações envolvendo menos de 10 células foram filtradas.
Para cada célula, a atividade do gene candidato foi quantificada usando três abordagens complementares: AUCell, ssGSEA e AddModuleScore. As pontuações AUCell foram calculadas com base em matrizes de classificação genética, e as pontuações ssGSEA foram geradas usando a estrutura GSVA. O AddModuleScore foi calculado usando a função embutida do Seurat. Os valores resultantes de AUCell, ssGSEA e AddModuleScore foram então combinados em uma única matriz de pontuação. Cada tipo de pontuação foi primeiro padronizado por transformação Z-score e posteriormente reescalado para uma faixa 0–1 usando normalização min–max. A pontuação composta final ("Pontuação") para cada célula foi definida como a soma das três pontuações normalizadas:
Pontuação = AUCell normalizado + ssGSEA normalizado + AddModuleScore normalizado.
Para análises de subgrupos posteriores, o subconjunto de células T CD8⁺ foi extraído, e as células foram dicotomizadas de acordo com o valor mediano de pontuação dentro desse subconjunto. Células com valores de pontuação maiores que a mediana foram atribuídas ao grupo High_Hub_genes, enquanto as células restantes foram atribuídas ao grupo Low_Hub_genes.