Aumento Padronizado da Bexiga Ileal para Enterocistoplastia em Ratos via Laparotomia da Linha Média

Resumo

Este protocolo descreve um modelo padronizado de enterocistoplastia de rato usando uma mancha ileal pedicularizada, vascularizada e destubulada, com desvio urinário temporariamente externalizado via tubo de cânula para alcançar aumento reprodutível da bexiga.

Resumo

O aumento da bexiga usando segmentos intestinais continua sendo um procedimento reconstrutivo fundamental para pacientes com bexiga de baixa capacidade ou pouco complacente, quando as terapias conservadoras falham. Apesar de sua relevância clínica, o progresso experimental e o estudo aprofundado são limitados pela falta de protocolos padronizados e reprodutíveis que modelem de forma confiável os princípios cirúrgicos em um ambiente pré-clínico controlado. Aqui, apresentamos um protocolo passo a passo para enterocistochoplastia de rato que utiliza uma placa ileal vascularizada e destubulada como retalho pedicular para aumentar a bexiga nativa. O procedimento inclui laparotomia na linha média, exposição controlada e estabilização da bexiga com suturas, desvio urinário via tubo de Foley da cânula externa, isolamento de um segmento ileal curto com pedículo mesentérico intacto, destubulação e anastomose sem tensão na parede da bexiga. A ênfase é dada à manutenção da perfusão mesentérica, prevenção da torção pedicular, garantia de suturas estanques e garantia da permeabilidade do cateter, que são fundamentais para o sucesso e reprodutibilidade do procedimento. Validação intraoperatória representativa usando imagem hiperespectral (HSI) em oito ratos não sobreviventes demonstrou oxigenação e perfusão do segmento intestinal preservadas após etapas cirúrgicas chave, apoiando a viabilidade tecidual ao final deste procedimento. Assim, esse protocolo fornece uma abordagem experimental padronizada para a implementação cirúrgica reprodutível da enterocistocloplastia de ratos. As potenciais aplicações posteriores do modelo incluem a investigação de alterações metabólicas e eletrolíticas, suscetibilidade a infecções, produção de muco e indução de displasia ou malignidade, e ainda precisam ser abordadas em futuras investigações de sobrevivência.

Introdução

A função fisiológica da bexiga urinária é fundamental para manter uma alta qualidade de vida, pois o armazenamento e a micção eficazes da urina são essenciais para a continência, bem-estar social e saúde geral. Distúrbios que afetam a função da bexiga podem resultar em morbidade substancial, incluindo incontinência urinária, infecções recorrentes, insuficiência renal e um impacto negativo profundo na vida diária.

Tanto patologias brésilicas congênitas quanto adquiridas podem causar comprometimento funcional significativo, frequentemente exigindo intervenção cirúrgica quando tratamentos conservadores e farmacológicos se mostram insuficientes. Anomalias congênitas como válvulas uretrais^{posteriores 1}, exstrofia da bexiga e cloacal, e epispádias ^2,3 estão frequentemente associadas a bexigas de baixa capacidade e pouco complacentes, aumentando assim o risco de deterioração do trato urinário superior. Da mesma forma, condições neurológicas, incluindo mielodisplasia⁴, esclerose^{múltipla 5} e lesão^{medular 6}, frequentemente levam à disfunção neurgênica da bexiga, prejudicando tanto os mecanismos de armazenamento quanto de esvaziamento. Além disso, etiologias infecciosas como^{tuberculose 7} e esquistossomíase⁸ podem induzir fibrose da parede urinária, reduzindo a compliance e predispunzendo a complicações secundárias. Em casos refratários, o aumento da bexiga serve como uma estratégia eficaz para melhorar a capacidade de armazenamento, reduzir a pressão intravesical e preservar a função renal, melhorando a qualidade de vida e mitigando complicações de longo prazo.

De acordo com as diretrizes da Associação Americana de Urologia (AUA) sobre bexiga hiperativa, o aumento da bexiga (enterocistoplastia) é indicado para pacientes com capacidade urinária diminuída, baixa compaciência ou hiperatividade do detrusor, refratário ao manejo^{conservador 9}. Originalmente descrita por Tizzoni e Foggi em 1888 usando um modelo^{canino 10} e posteriormente adaptada para aplicação humana por von Mikulicz em 1899-11, a enterocistoplastia permanece a abordagem cirúrgica padrão para reduzir as pressões de armazenamento urinário e mitigar os riscos de danos renais e incontinência associados a várias disfunções da bexiga, incluindo bexiga neurogênica, exstrofia urinária e válvulas uretrais^{posteriores 12. 13}.

A técnica convencional de enterocistoplastia envolve bivalar a bexiga no plano coronal ou sagital até o trígono, seguida pela incorporação de um segmento intestinal¹² destubulado. O íleo é o segmento intestinal mais utilizado, tipicamente colhido a 25-40 cm proximal da válvula^{ileocecal 12}. Quando o íleo não é adequado, o cólon sigmoide serve como a alternativa^{preferida 12}.

Embora este procedimento ofereça durabilidade a longo prazo e altas taxas de satisfação do^paciente, a introdução de tecido gastrointestinal no trato urinário apresenta desvantagens notáveis, incluindo distúrbios metabólicos, formação de cálculos na bexiga e um risco elevado de^{malignidade 15,16,17}.

Diante dessas potenciais complicações, há uma necessidade crítica de estudos controlados para explorar os mecanismos subjacentes, refinar as técnicas cirúrgicas e avaliar materiais alternativos de aumento. Um modelo de roedor fornece um ambiente estruturado e reprodutível para investigar esses aspectos, permitindo que pesquisadores analisem adaptações metabólicas após o aumento, incluindo equilíbrio ácido-base e distúrbios eletrolíticos. Além disso, permite o exame da remodelação do tecido urinário ao longo do tempo, fornecendo insights sobre fibrose, regeneração urotelial e integração de segmentos aumentados. Além disso, dado o risco aumentado de malignidade associado à enterocistoplastia, um modelo em roedor oferece a oportunidade de estudar mudanças histopatológicas ao longo do tempo e identificar marcadores precoces de carcinogênese. Importante destacar que tal modelo também facilita pesquisas em aplicações de biomateriais e engenharia de tecidos, potencialmente abrindo caminho para materiais alternativos de aumento com menores riscos carcinogênicos e^{imunogênicos 12}.

Embora modelos experimentais de aumento de bexiga em roedores e outras espécies tenham sido relatados, falta um protocolo padrão e diretamente comparável e passo a passo para enterocistoplastia ileal em ratos via laparotomia da linha média. Estudos anteriores com ratos estabeleceram a cistoplastia clássica de aumento como modelo experimental e descreveram variantes como enterocinoplastia soromuscular e assistida por^laser 18,19,20. Trabalhos subsequentes abordaram mudanças histopatológicas e bacteriológicas de longo prazo, desenvolvimento tumoral, fisiologia do transporte e resultados funcionais, enquanto modificações reconstrutivas adicionais, como transplante parcial da bexiga e substituição fotodinâmica da mucosa intestinal por urotélio, também foram^exploradas 21,22,23,24,25,26,27 . Em conjunto, esses estudos mostram que existem modelos de aumento de ratos, mas heterogêneos em escopo e focam principalmente em viabilidade, sequelas biológicas, fisiologia ou modificações reconstrutivas^específicas 18,19,20,21,22,23,24,25,26,27 . Portanto, o objetivo deste trabalho é apresentar um guia procedimental detalhado para a realização de enterocistoplastia padronizada por laparotomia da linha média em ratos. O protocolo foi estabelecido em um ambiente de não-sobrevivência. Aplicações que exigem observação de longo prazo são plausíveis, mas podem exigir adaptação desse protocolo para um contexto de estudo de sobrevivência, com recuperação pós-operatória e acompanhamento longitudinal. Esses podem incluir avaliação de resultados funcionais, mecanismos de falha pós-operatória, regeneração de tecidos ao longo do tempo ou integração em engenharia de tecidos.

O modelo atual foi projetado para reproduzir princípios técnicos chave da enterocistochoplastia clínica em um ambiente controlado com ratos, mantendo a possibilidade de implementação experimental padronizada. Um patch ileal destubularizado foi selecionado porque a destubularização reduz a contratilidade intrínseca do intestino e reflete melhor o princípio reconstrutivo comumente usado em aumento clínico. O uso de um segmento pedicularizado e vascularizado permite a preservação da perfusão mesentérica e possibilita a avaliação direta da viabilidade do tecido durante e após a preparação do enxerto. Desvio urinário externalizado por meio de um tubo de cânula Foley foi incorporado para proporcionar drenagem controlada da bexiga durante o procedimento e facilitar a avaliação padronizada intraoperatória do segmento reconstruído.

Protocolo

Todos os procedimentos com animais descritos neste documento foram realizados em instalações credenciadas e receberam aprovação do comitê institucional de cuidado e uso animal (IACUC) do Conselho Regional de Baden-Württemberg em Karlsruhe, Alemanha (35-9185.81/G-62/23). Animais experimentais foram manuseados de acordo com protocolos institucionais e em conformidade com a legislação alemã que regula o bem-estar animal, além de seguir as diretrizes estabelecidas pelo Conselho da Comunidade Europeia (2010/63/UE) e as diretrizes ARRIVE. Ratos machos de Sprague-Dawley (n = 8), com idades entre 8 e 12 semanas e pesando 400 g, obtidos do Janvier Labs, foram usados após um período de aclimatação de uma semana.

1. Anestesia e analgesia

1. Induza anestesia colocando o animal em uma câmara de indução e usando isoflurano a 4 vol% diluído em 100% de oxigênio a uma vazão de 5 L/min.
2. Para anestesia dissociativa, analgesia e sedação, administre uma injeção subcutânea de 100 mg/kg de cetamina (solução a 10%; igual a 0,35 mL para 400 g de peso corporal) e 4 mg/kg de xilazina (diluição 1:10 da solução a 2%; igual a 0,75 mL para 400 g)28,29,30,31 após perda do reflexo de endireitamento. Administre todos os agentes anestésicos e analgésicos em mg/kg de peso corporal.
   NOTA: Quaisquer volumes de injeção declarados são exemplos aproximados para ratos com peso corporal de 400 g e devem ser calculados individualmente para cada animal.
3. Confirme a profundidade do analgésico pela ausência de uma resposta firme de pinça no dedo do pé usando pinças e aplique pomada corneana para evitar a dessecação corneana.
4. Obtenha analgesia adicional por meio de uma injeção subcutânea de 5 mg/kg de carprofeno (diluição 1:10 da solução a 5%; igual a 0,35 mL para 400 g).
5. Manter a narcose com isoflurano suplementar por meio de uma máscara facial neonatal, conforme necessário durante toda a cirurgia.
6. Realize o controle de temperatura intraoperatório colocando o animal em uma almofada térmica ajustada para 40°C. Além disso, coloque uma sonda de temperatura retal, mas isso não é obrigatório.
7. Fornecer suporte de fluidos perioperatório e pós-operatório por meio da injeção subcutânea de solução salina isotônica de 37 °C de 25 mL/kg por hora (equivalente a 10 mL para 400 g), dividida em injeções a cada 20 minutos. Isso deve incluir uma injeção final após o fechamento abdominal, calculada para a narcose restante esperada, geralmente de 30 minutos.

2. Preparação do local operacional e do instrumento

1. Prepare a mesa de limpeza com instrumentos e materiais, incluindo:
   Pinças de preparação atraumática
   Grampos de sobrecarga sem roça
   Tesoura de preparação
   Sutura monofilamento 6-0 de dois braços não reabsorvíveis
   Sutura 4-0 de polifilamento rápido e reabsorvente de braço único
   Um cateter calibre 20 como cateter de Foley improvisado
   Cotonetes umidificados
   Swabs de gaze
   Solução isotônica de cloreto de sódio
2. Monte o animal no aparelho de exposição cirúrgica a roedores, conforme descrito em publicações^{anteriores 30,31}. Raspe a área de acesso abdominal e esterilize-a realizando esfregagens triplas alternadas com etanol a 70% e swes antissépticos à base de povidona-iodo ou clorexidina, trabalhando em círculos concêntricos do local da incisão para fora. Repita três vezes.
3. Cubra o animal com cortinas estéreis e deixe apenas o campo cirúrgico exposto.

3. Acesso cirúrgico via laparotomia da linha média

1. Realize uma laparotomia abdominal mediana de aproximadamente 5 cm usando tesoura fina e incisa longitudinalmente a linha alba na linha média para acessar a cavidade peritoneal.
2. Use ganchos de preparação e compressas úmidas para retrair a parede abdominal e expor a cavidade peritoneal.

4. Identificação e preparação do intestino delgado e da bexiga urinária (Figura 1)

1. Identifique o intestino delgado e mobilize suavemente um alça usando pinças de preparação atraumática e cotonetes umidificados (Figura 1A.1).
2. Aproxime o alça do intestino delgado até a bexiga para identificar um local apropriado
3. segmento do intestino delgado de aproximadamente 12 mm de comprimento para o aumento (Figura 1A.2). Esse deve ser o primeiro alça intestinal mecanicamente adequada de pelo menos 2 cm proximal à junção ileocecal.
4. Mobilize a bexiga urinária dissecando o tecido conjuntivo ao redor usando tesouras de preparação (Figura 1B).
5. Coloque os pontos de estai nas posições 3, 6, 9 e 12 horas na parede da bexiga usando pontos monofilamento 4-0 não reabsorvíveis de braço único (Figura 1C.1–1C.5).
6. Segure a cúpula da bexiga com fórceps atraumáticos e crie um defeito transversal de aproximadamente 4 mm entre os pontos de estai usando tesouras dissecantes (Figura 1D.1–1D.2).
7. Substitua os 4 pontos de estai para envolver a borda cortada: puxe cada ponto sequencialmente. Uma sutura de cada vez, guie a agulha ao redor da margem da incisão, dê uma mordida do lado luminal diretamente na borda e depois saia pela camada soromuscular adjacente para fazer o laço, retrair e expor a margem (Figura 1E.1–1E.6).

5. Colocação e fixação do tubo de cânula Foley para desvio urinário externo (Figura 1)

1. Insira a cânula intravenosa (G20) através do lúmen da bexiga e avance-a do lado intraluminal pela parede abdominal até a parte externa (Figura 1F.1–1F.3).
2. Remova a cânula metálica do tubo enquanto estabiliza o tubo da cânula com uma pinça como cateter de Foley improvisado (Figura 1F.4–1F.5).
3. Para fixar o tubo de Foley da cânula à pele, passe um ponto monofilamento 4-0 não reabsorvente pelo lúmen do tubo e o fixe com margem de segurança adequada na abertura externa para minimizar o risco de deslocamento subsequente (Figura 1G.1–1G.6).
4. Lave o tubo de Foley da cânula com soro fisiológico para confirmar a permeabilidade, usando o tubo de uma segunda cânula intravenosa um tamanho maior (por exemplo, G18) que a cânula inicial (Figura 1G.1–1G.9).
5. Suture o tubo da cânula Foley intravesicamente na parede da bexiga usando uma sutura rápida e reabsorvente de polifilamento 4-0, mantendo uma margem de segurança do cubo do tubo da cânula para reduzir o risco de deslocamento acidental (Figura 1H.1–1H.4).
6. Segure o cubo do tubo da cânula com pinças e desconecte-o do tubo usando tesoura (Figura 1H.5–1H.7).
7. Coloque o tubo de Foley da cânula na bexiga (Figura 1H.8–1H.9).

Figura 1: Preparação do intestino delgado e bexiga com colocação de um tubo de cânula de desvio de urina externalizado Foley. (A) Identificação e aproximação do intestino delgado e bexiga (A.1–A.2). (B) Mobilização da bexiga por dissecação do peritônio (B.1–B.4). (C) Colocação dos pontos de estai na cúpula da bexiga (C.1–C.5). (D) Dissecação da parede da bexiga (cistotomia) (D.1–D.2). (E) Substituição dos pontos de estai (E.1–E.6). (F) Colocação da cânula para desvio urinário externo através da cistotomia (F.1–F.5). (G) Fixação do segmento externo do tubo da cânula na parede abdominal (G.1–G.9). (H) Fixação e colocação final intravesical da ponta do tubo da cânula (H.1–H.9). (I) Ilustração esquemática resumindo a preparação descrita e a colocação do tubo da cânula como um Foley. A linha pontilhada grossa representa o intestino delgado. A linha fina pontilhada representa a bexiga. Quadrados pretos representam a seção da imagem ampliada na foto seguinte. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

6. Isolamento do segmento do intestino delgado (Figura 2)

1. Coloque o laço do intestino delgado em um swab de gaze estéril, avalie sua mobilidade em direção à bexiga urinária e selecione um segmento apropriado de aproximadamente 12 mm de comprimento (Figura 2A.1–2A.4).
2. Transecte o segmento intestinal selecionado do intestino restante preservando seu suprimento de sangue mesentérico e mantenha a orientação correta para evitar torções subsequentes do pedículo vascular (Figura 2B.1–1B.4).
3. Exprima suavemente o conteúdo residual luminal de ambas as extremidades intestinais seccionadas usando um cotonete (Figura 2C.1–2C.6).
4. Refletir ambos os membros adjacentes do alça do intestino delgado para cima, de modo que apenas o segmento selecionado permaneça no swab de gaze (Figura 2D–2E).

Figura 2: Identificação e isolamento de um segmento do intestino delgado para aumento da bexiga. (A) Mobilização e identificação de um segmento adequado do intestino delgado para aumento da bexiga (A.1–A.4). (B) Transeção do segmento selecionado do intestino delgado do alça intestinal restante (B.1–B.4). (C) Evacuação dos conteúdos luminais residuais (C.1–C.4). (D) Separação e posicionamento das extremidades oral e aboral do remanescente do intestino delgado. (E) Segmento isolado do intestino delgado preparado para aumento subsequente. (F) Ilustração esquemática resumindo a seleção e isolamento de segmentos. A linha pontilhada grossa representa o segmento isolado do intestino delgado. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

7. Preparação do segmento intestinal e aumento da bexiga (Figura 3)

1. Abra o segmento intestinal isolado ao longo da borda antimesentérica usando tesoura, criando assim uma mancha destubulada de aproximadamente 12 mm × 8 mm (Figura 3A.1–3A.3).
2. Retire as bordas recém-formadas dos cantos do enxerto (Figura 3B.1–3B.3).
3. Prossiga com a anastomose do segmento do intestino delgado usando uma sutura monofilamentosa 6-0 de braço duplo. Na posição das 12 horas, passe a agulha pela parede da bexiga do lado extraluminal para o intraluminal (Figura 3C.1–3C.2).
4. Passe a agulha pelo canto inferior direito do segmento do intestino delgado, do lado intraluminal para o lado extraluminal. Certifique-se de que o ponto de dois braços seja puxado até aproximadamente seu ponto médio, pois isso define o ponto de ancoragem superior (Figura 3C.3–3C.4).
5. Aperte o ponto para aproximar o enxerto do intestino à bexiga, resultando em uma rotação de aproximadamente 45° no sentido anti-horário do segmento. Faça o nó pelo lado extraluminal (Figura 3D.1–3D.2) e passe a segunda agulha ao redor do mesenterio do segmento intestinal para permitir a sutura circunferencial do enxerto de ambos os lados (Figura 3E.1).
6. Inicie a anastomose circunferencial do adesivo de aumento da bexiga: suture sequencialmente o segmento intestinal no defeito da bexiga usando uma mordida de fora para dentro na borda da bexiga, seguida por uma mordida de dentro para fora pelo segmento intestinal, e então prossiga com o próximo ponto.
7. Libere sequencialmente os pontos de estaio (Figura 3E.1–3E.15). Use mordidas um pouco maiores para a zona do intestino delgado do que para a bexiga; no entanto, pretende-se que haja substancialmente mais comprimento para cobrir na mancha, para que o excesso de comprimento do intestino delgado não suturado permaneça.
8. Após concluir o fechamento circunferencial do defeito da bexiga, amarre uma das extremidades da sutura. Usando a sutura restante, feche a porção livre residual do segmento intestinal de forma cônica ("em forma de tampa pontiaguda") e amarre a sutura (Figura 3F.1–3F.6).
9. Retorne a bexiga à sua posição anatômica e reposicione o intestino, garantindo que o intestino não esteja torcido (Figura 3G.1–3G.2).

Figura 3: Construção do patch do intestino delgado e anastomose de aumento da bexiga circunferencial. (A) Dissecação e preparação do segmento do intestino delgado (preparação do enxerto) (A.1–A.3). (B) Excisão das bordas dos cantos do enxerto (B.1–B.3). (C) Iniciação da anastomose colocando o ponto de ancoragem entre o enxerto e a abertura da bexiga (C.1–C.4). (D) Fixação do ponto de ancoragem para alinhar as margens do enxerto e da cistotomia (D.1–D.2). (E) Anastomose circunferencial do patch de aumento da bexiga até a parede da bexiga (E.1–E.15). (F) Fechamento do tecido restante do segmento do intestino delgado em uma configuração cônica de capucha pontiaguda (F.1–F.6). (G) Reposicionamento dos órgãos para sua posição anatômica (G.1–G.2). (H) Ilustração esquemática resumindo a preparação do enxerto e a anastomose do aumento da bexiga. A linha pontilhada grossa representa o segmento do intestino delgado. A linha fina pontilhada representa a abertura da parede da bexiga. A seta branca representa a agulha. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

8. Anastomose do intestino delgado de ponta a ponta (Figura 4)

1. Use o ponto monofilamento 6-0 de dois braços não reabsorvível, cortado ao meio para a anastomose. Passe a agulha pela borda antimesentérica de ambas as extremidades intestinais. Não aperte o nó ainda, mas use uma técnica de paraquedas colocando uma pinça no segmento do ponto entre as extremidades intestinais para preservar a visualização (Figura 4A.3–4A.6).
2. Coloque um ponto através da borda mesentérica de ambas as extremidades intestinais e prenda de forma semelhante (Figura 4A.7–4A.10).
3. Coloque dois pontos na parede anterior de ambas as extremidades do intestino delgado para facilitar o fechamento subsequente e fixe as pontas com grampos (Figura 4B.1–4B.4).
4. Refleta ambas as extremidades intestinais para cima para expor a parede posterior do intestino delgado. De forma análoga à parede anterior, coloque duas suturas na parede posterior e fixe as extremidades das suturas com grampos (Figura 4C.1–4C.4).
5. Uma vez que todos os pontos estejam colocados, amarre sequencialmente todos os seis pontos (Figura 4D.1–4D.6).
6. Feche o defeito mesentérico com 2–3 suturas de polifilamento 4-0 rápidas e reabsorvíveis interrompidas para evitar hérnias subsequentes (Figura 4F.1–4F.8).

Figura 4: Anastomose do intestino delgado de ponta a ponta e fechamento de defeitos mesentéricos. (A) Colocação dos pontos de alinhamento nas bordas antimesentérica e mesentérica (A.1–A.10). (B) Colocação de duas suturas aproximadas da parede anterior (B.1–B.4). (C) Exposição da parede posterior e colocação de duas suturas aproximadas da parede posterior (C.1–C.4). (D) Amarração sequencial de todas as seis suturas para completar a anastomose (D.1–D.6). (E) Anastomose aumentada de ponta a ponta (E.1–E.2). (F) Fechamento do defeito mesentérico com suturas interrompidas para prevenir hérnia interna (F.1–F.8). (G) Ilustração esquemática da anastomose do intestino delgado de ponta a ponta. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

9. Etapas terminais e considerações

1. Feche a parede abdominal de forma multicamadas sob condições estéreis, de acordo com os protocolos^{previamente publicados 29, 30 e 31}.
2. Para procedimentos não de sobrevivência ou interrupção programada após o acompanhamento, eutanasiem os animais sob anestesia profunda por cardiectomia aguda, luxação cervical ou decapitação guilhotina.
3. Se necessário, retirar a bexiga para avaliação anatômica subsequente (por exemplo, avaliação do local de aumento da bexiga e anastomose intestino-bexiga), análises biomoleculares ou imagens histopatológicas.
4. Para esse fim, remova a bexiga aumentada em bloco por dissecação cuidadosamente em etapas sob visualização direta, com liberação suave das aderências ao redor, identificação da bexiga nativa, do patch intestinal aumentado e das bordas anastomóticas, seguida pela transecção da saída distal da bexiga e das fixações mesentéricas ou intestinais adjacentes conforme necessário, evitando compressão ou distorção da amostra para preservar a arquitetura do tecido para análises posteriores.

Resultados

Para confirmar a viabilidade tecidular após esse protocolo, a oxigenação e a perfusão teciduais foram avaliadas durante o procedimento em oito ratos (Tabela 1). Antes da enterocistoplastia, era realizada a imagem hiperespectral (HSI) do intestino delgado para visualizar a saturação de oxigênio do tecido (StO₂) e a perfusão (NIR) (Figura 5A.1). Como controle negativo, a hipoperfusão máxima foi induzida pelo clampamento da aorta (Figura 5A...

Discussão

Este trabalho fornece um protocolo cirúrgico reprodutível para enterocistoplastia em ratos, utilizando laparotomia da linha média, canulação extracorpórea e incorporação de um segmento ileal destubulado. A técnica segue os princípios descritos por Tizzoni e Foggi para aumento da bexiga e os adapta ao modelo de roedores, combinando anestesia precisa, preparação asséptica, canulação externa para desvio de urina e a colheita de um patch vascularizado do intestino delgado.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Atraumatic preparation forceps	Aesculap	FB395R	DE BAKEY ATRAUMATA atraumatic forceps, straight
Blunt overholt clamps	Aesculap	BJ012R	BABY-MIXTER preparation and ligature clamp, bent, 180 mm
Cannula tube foley for flusing and diversion	Mdk Mart	23-CA-CD-UL-CD	Cannula G18 (only the tube is used to flush the diversion cannula)
Carprofen	cp pharma	115	Carprofen 0,5% (5% with 50 mg/mL diluted 1:10) (Carprosol)
Cotton whool swabs	Amazon	ASIN: B0FPDB8ZGS	Non-sterile cotton whool swabs (autoclave for survival experiments)
Fast resorbable polyfilament 4-0 sutures	COVIDIEN	SV-494	Single-armed polyfilament surgical suture from resorbable polyglactin with one P-13 needle
Fixation rods	legefirm	‎500343896	Tuning forks used as y-shaped metal fixation rods
Foley catheter	B. Braun	4242010-02	20 Gauge 50 mm Introcan Safety 2 Catheter as diversion cannula
Gauze swabs	Medrull	ASIN: B09164D1JG	Sterile gauze swabs
Heating pad	Royal Gardineer	IP67	Royal Gardineer Heating Pad Size S, 20 Watt
Hyperspectral imaging camera system	Diaspective Vision	TIVITA Tissue Halogen	HSI system for validation
Isoflurane	Piramal Critical Care	PZN / EAN 09714675 / 4150097146757	100% isoflurane 250 mL
Isoflurane vaporizer	UNO ROESTVASTSTAAL BV	180000002	Isoflurane vaporizer
Isotonic sodium chloride solution	B. Braun	ASIN: B007PZJOQ4	0,9% sodium chloride solution
Ketamine	cp pharma	1202	Ketamine 10% (100 mg/mL)
Metal cannula	BD (Beckton, Dickinson)	301300	BD Microlance 3 cannula 20 Gauge as preparation hooks
Neontal face mask	asia connection	ME03016-0	Neontal face mask size #0 for neonate
Non-resorbable monofilament 4-0 sutures	COVIDIEN	SP-670	Single-armed monofilament surgical suture from non-resorbable poly-propylene with one C-16 needle
Non-resorbable monofilament 6-0 sutures	COVIDIEN	VP-733-X	Double-armed monofilament surgical suture from non-resorbable poly-propylene with two CV-22 needles
Ophthalmic ointment	Bayer Vital GmbH	1578681	5% dexpanthenol
Plastic perfusor tube	M. Schilling GmbH	S702NC150	Connecting tube COEX 150 cm
Preparation scissors	Aesculap	BC177R	JAMESON preparation scissors, bent, fine model, blunt/blunt, 150 mm (6")
Rat induction chamber	wpiinc	EZ-1785	Induction chamber for narcosis
Steel plate	Maschinenbau Feld GmbH	C010206	Galvanized sheet plate, 40 x 50 cm, thickness 4.0 mm
Xylazine	cp pharma	1206	Xylazine 0,2% (2% with 20 mg/mL diluted 1:10) (Xylavet)