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Artigo de método

Um Modelo de Ferida Cirúrgica de Pele de Rato: Uma Abordagem para Estudos de Cicatrização de Feridas e Avaliação de Biomateriais

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DOI:

10.3791/71306

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21 de julho de 2026

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1Department of Biological Sciences, State University of Santa Cruz, 2Department of Agricultural and Environmental Sciences, State University of Santa Cruz, 3Division of Infectious Diseases and Geographic Medicine, Department of Medicine, Stanford University School of Medicine

Neste artigo

Resumo

É descrito um modelo de ferida na pele de rato que permite a avaliação de vários agentes terapêuticos sob condições fisiológicas ou patológicas ao longo das distintas etapas do processo de cicatrização. Além disso, é detalhado um protocolo para realizar planimetria manual e monitorar a taxa de contração da ferida durante o reparo tecidual.

Resumo

A cicatrização de feridas de pele é um processo biológico complexo que envolve fases coordenadas de inflamação, proliferação e remodelação. Dada a necessidade de compreender melhor os mecanismos subjacentes da cicatrização de feridas, modelos excisionais de feridas animais são amplamente utilizados para aprofundar o conhecimento desse processo e facilitar o desenvolvimento de novas abordagens terapêuticas. Nesses modelos, a indução de feridas cutâneas por meio de biópsias por punção é frequentemente empregada, pois gera lesões padronizadas. No entanto, essa técnica restringe a lesão a um formato circular, o que pode não ser adequado para alguns objetivos experimentais. Nesse contexto, é apresentado um protocolo cirúrgico simples e reprodutível para induzir feridas cutâneas excisionais de espessura total em ratos, utilizando um modelo quadrado padronizado no flanco. Essa metodologia permite a criação de lesões de tamanhos e geometrias variadas, proporcionando maior flexibilidade experimental adaptada aos objetivos específicos de cada estudo e possibilitando o monitoramento do processo de cicatrização sob condições fisiológicas ou patológicas. Além disso, é descrito um método para monitorar a taxa de contração da ferida por planimetria manual. Embora a execução desse protocolo exija atenção aos detalhes e proficiência técnica, não são necessárias habilidades cirúrgicas avançadas.

Introdução

A cicatrização cutânea de feridas é um processo biológico complexo e orquestrado que compreende múltiplos eventos coordenados com o objetivo de restaurar a integridade dos tecidos. Esse fenômeno progride por fases distintas, porém sobrepostas, que incluem hemostasia e inflamação, proliferação eremodelação 1. A fase inflamatória começa minutos após a formação da ferida, atinge o pico entre 24 e 48 horas após a lesão e envolve o recrutamento de células imunes e a liberação de mediadores inflamatórios. A fase proliferativa é marcada pela re-epitelização e formação de tecido de granulação, começando de 4 a 5 dias após a lesão e potencialmente durando semanas. Por fim, a ferida entra na fase de remodelação, que começa na terceira semana após a lesão e pode se estender por meses ou anos, sendo caracterizada por reorganização dostecidos 2. Quando a cicatrização não progride normalmente, pode resultar em uma ferida crônica, que representa um fardo significativo tanto para o paciente quanto para o sistemade saúde 3, ressaltando a necessidade de desenvolver novas abordagens terapêuticas.

A criação de uma ferida excisional por meio da remoção cirúrgica de todas as camadas de pele (epiderme, derme e tecido subcutâneo) do animal permite a investigação de inflamação, formação de tecido de granulação, re-epitelização, angiogênese e o processo deremodelação 4. Nas últimas décadas, a adoção de modelos de cicatrização de feridas possibilitou inúmeras descobertas, ampliando o conhecimento e a compreensão dos eventos moleculares e celulares que facilitam esseprocesso 5. Modelos in vivo continuam sendo as ferramentas mais preditivas para estudar o reparo de feridas humanas, pois representam com mais precisão o microambiente completo de cicatrização devido à presença de múltiplos tipos celulares, sinais ambientais e interaçõesparacrinas 6. Nesse contexto, ratos e camundongos são amplamente utilizados devido à facilidade de manuseio e manutenção4.

Nesses modelos, biópsias por punção são frequentemente usadas para induzir feridas cirúrgicas porque proporcionam excisões padronizadas. Consequentemente, a maioria dos modelos experimentais descritos na literatura baseia-se no estabelecimento de lesõescirculares 7 a 12. Embora essa abordagem seja amplamente aceita, o uso de geometrias alternativas pode diversificar as abordagens metodológicas disponíveis para estudos de cicatrização de feridas. Nesse sentido, criar feridas com bisturi permite a geração de lesões de tamanhos variados e em formatos definidos, fora do padrão circular usado nas biópsiaspor punção 13,14,15,16,17,18. Além disso, estudos comparativos em modelos animais demonstraram que incisões de bisturi causam menos dano inicial ao tecido em comparação com outrastécnicas 19.

Este protocolo descreve uma metodologia cirúrgica alternativa para induzir feridas cutâneas excisionais de espessura total em ratos, utilizando um modelo de lesão quadrada no flanco. A abordagem apresentada facilita a padronização da área da lesão e o monitoramento do processo de reparação tecidual. Além disso, é aplicável a estudos que visam avaliar os efeitos de diferentes estratégias terapêuticas e biomateriais ao longo dos distintos estágios da cicatrização cutânea sob condições fisiológicas ou patológicas.

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Protocolo

Todos os procedimentos experimentais foram aprovados pelo Comitê de Ética sobre Uso de Animais (CEUA) da Universidade Estadual de Santa Cruz (UESC). Ratos wistar (Rattus norvegicus) foram obtidos do Laboratório de Reprodução, Manutenção e Experimentação Animal (LaBIO)/Instalação Animal do UESC, sob o protocolo CEUA/UESC nº 010/25. Todos os procedimentos com animais foram realizados de acordo com o Guia do NIH para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório e cumpriram as diretrizes institucionais para o bem-estar animal e uso ético. O projeto geral do protocolo experimental é mostrado na Figura 1, e os materiais e equipamentos usados nesse protocolo são detalhados na Tabela de Materiais disponível como material suplementar.

figure-protocol-1
Figura 1: Desenho experimental do protocolo de indução de feridas cutâneas em modelos de ratos. (A) Após sedação animal, raspe a região experimental; (B) induzir anestesia em uma câmara com isoflurano e, com a perda dos reflexos, manter um plano anestésico adequado por meio de uma máscara facial; (C) realizar antisepsia da área raspada, demarcar as dimensões da lesão com um paquímetro e criar a ferida cirúrgica usando um bisturi estéril; (D) proteger a lesão com um curativo transparente e realizar planimetria manual usando o papel adesivo de suporte; (E) administrar analgesia pós-operatória com cloridrato de tramadol a cada 12 horas por 3 dias; (F) aplicar o tratamento experimental 24 horas após a indução da ferida; (G) realizar a eutanásia no ponto experimental previamente estabelecido e prosseguir com a coleta de amostras e os traçados de planimetria para análises subsequentes. Essa figura foi criada pelos autores com o BioRender. Galvão, M. (2026) https://BioRender.com/jsiygmf. A licença de publicação está anexada. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

1. Animais e manuseio

  1. Use ratos Wistar machos adultos de 2 a 3 meses.
  2. No dia anterior ao procedimento cirúrgico, certifique-se de que as gaiolas estejam limpas e higienizadas, e identifique-as de acordo com os grupos experimentais.
  3. No dia da cirurgia, pese cada animal usando uma balança digital e registre os valores.
  4. Distribua aleatoriamente os animais nas gaiolas previamente higienizadas e rotuladas, respeitando a capacidade de habitação para garantir as condições de bem-estar animal.
  5. Usando um marcador permanente de ponta fina, identifique cada animal na cauda de acordo com seu grupo experimental e número, garantindo rastreabilidade durante todo o experimento.
    NOTA: Animais fêmeas também podem ser utilizados neste protocolo, dependendo da disponibilidade animal na instalação institucional e dos objetivos específicos do estudo. Recomenda-se a identificação alfanumérica dos animais, com a letra indicando o grupo experimental e o número indicando o animal. por exemplo, A1 refere-se ao grupo A, animal 1.

2. Procedimento pré-cirúrgico

  1. Sedação
    1. Prepare antecipadamente: algodão, etanol 70%, uma seringa hipodérmica de 1 mL com agulha por animal, sulfato de morfina (10 mg/mL) e prepare a câmara de CO₂.
    2. Realize antissepsia na região abdominal do animal usando 70% de etanol e algodão. Como medicação pré-anestésica, administre-se sulfato de morfina em uma dose de 5 mg/kg (10 mg/mL) intraperitonealmente no quadrante inferior direito do abdômen.
    3. Dez minutos após a administração do medicamento pré-anestésico, coloque o animal na câmara de CO₂.
      ATENÇÃO: Sulfato de morfina, agulhas, sistemas de exposição a CO₂ e etanol de 70% devem ser manuseados exclusivamente por profissionais treinados que utilizam equipamentos de proteção individual (EPI) adequados, incluindo luvas, jaleco e óculos de proteção. Agulhas e seringas devem ser descartadas em recipientes aprovados para objetos cortantes, enquanto resíduos químicos e biológicos devem ser descartados de acordo com as regulamentações institucionais de biossegurança e resíduos perigosos.
      NOTA: Durante o período de espera de 10 minutos, realize o procedimento anestésico na câmara de CO₂ e prepare a área da ferida.
  2. Procedimento anestésico
    1. Prepare-se antecipadamente: anestésico de inalação de isoflurano 4 V% (porcentagem de volume), câmara de CO₂ e 1 manta térmica.
    2. Induza anestesia com isoflurano a uma concentração de 4 V% em uma câmara de CO₂.
    3. Após a perda dos reflexos do animal, transfere-o da câmara de CO₂ para a máscara facial.
    4. Mantenha anestesia animal com isoflurano em 2 V% ou a concentração necessária para mantê-lo em um plano anestésico cirúrgico adequado, com fluxo de gás fresco de 50 mL/min.
    5. Durante todo o procedimento, mantenha a temperatura corporal do animal usando um cobertor térmico.
      NOTA: Um plano anestésico cirúrgico adequado é considerado alcançado quando o animal apresenta ausência de respostas reflexas, incluindo ausência de reação de retirada à estimulação mecânica interdigital, juntamente com movimentos respiratórios regulares e ausência de movimentos voluntários do corpo durante todo o procedimento.
      ATENÇÃO: O isoflurano é um anestésico volátil que representa risco de exposição à inalação. Portanto, sua administração com sistema de anestesia com ventilação adequada de exaustão é altamente recomendada. Além disso, os operadores devem usar EPI (EPI), incluindo aventais, luvas, máscaras e bonés. É necessário monitorar continuamente o plano anestésico e a temperatura corporal durante todo o procedimento. Materiais anestésicos residuais e descartáveis contaminados devem ser descartados de acordo com as regulamentações institucionais de resíduos químicos e biológicos.
  3. Preparação do local do ferimento
    1. Prepare-se com antecedência: esponjas de gaze, lâmina de aço inoxidável, 70% de etanol e 10% de povidona-iodo ou 0,2% clorexidina aquosa.
    2. Aplique uma gaze esponja e sabão na região esquerda do flanco do animal.
    3. Na mesa cirúrgica, posicione o animal no decúbito lateral direito.
    4. Raspe o flanco esquerdo usando uma lâmina de aço inoxidável ou uma máquina de barbear elétrica.
    5. Realize antissepsia pré-cirúrgica da área raspada com uma esponja de gaze e etanol a 70% (três vezes), seguida de uma esponja de gaze e 10% de povidona-iodo ou 0,2% de clorexidina aquosa (três vezes).
      ATENÇÃO: Objetos cortantes devem ser manuseados com cuidado e descartados em recipientes rígidos apropriados após o uso. Além disso, os produtos químicos descritos devem ser manuseados com equipamentos de proteção individual recomendados e evitando contato com os olhos e as membranas mucosas. Lâminas usadas devem ser descartadas em recipientes aprovados para objetos cortantes, enquanto gazes contaminadas, resíduos antissépticos e materiais biológicos devem ser descartados de acordo com as regulamentações institucionais de biossegurança e resíduos perigosos.

3. Indução da ferida cutânea

  1. Prepare-se com antecedência: 1 caliper, 1 marcador permanente de ponta fina, gaze e instrumentos cirúrgicos estéreis (lâmina de bisturi nº 23, tesoura Mayo e pinças anatômicas)
  2. Usando o calibre e o marcador permanente, demarque quatro pontos equidistantes na pele, contornando um quadrado de 1 x 1 cm.
  3. Crie a ferida cirúrgica removendo completamente a pele dentro da área demarcada usando uma lâmina estéril No. 23 com bisturi, tesoura Mayo e pinças anatômicas estéreis, expondo o tecido subcutâneo e a musculatura subjacente.
  4. Realize a hemostasia no local usando gaze estéril, aplicando pressão suave diretamente na ferida até que o sangramento cesse.
    ATENÇÃO: Sangue e tecidos devem ser considerados resíduos biológicos potencialmente infecciosos. Após o procedimento, certifique-se de descarte adequado em conformidade com os padrões institucionais de biossegurança.
    NOTA: Certifique-se de que técnicas assépticas adequadas sejam aplicadas durante todo o procedimento de indução da ferida. Obrigatório para a equipe são equipamentos de proteção individual (EPI), incluindo rede para cabelo, luvas, máscara e jaleco, além do uso de instrumentos cirúrgicos estéreis.

4. Planimetria manual da área da ferida

  1. Prepare com antecedência: revestimento transparente, folha de papel branca (8,5 × 11 polegadas), marcador permanente de ponta fina e fita adesiva transparente.
  2. Corte retângulos do curativo transparente com dimensões de 5 x 3,5 cm e cubra toda a ferida.
  3. Em uma folha de papel branco, identifique o grupo (por exemplo, Grupo A), o animal (por exemplo, A1, A2, A3, A4) e o dia da coleta da planimetria da ferida. Atribuir D0 à planimetria obtida no dia da indução da ferida e DX às planimetrias coletadas no dia correspondente da eutanásia (ex.: D3, D7, D14, D21).
  4. Use o curativo transparente para registrar a área da ferida e transfira para o papel de carta. Para isso, posicione o filme sobre a ferida e, usando um marcador permanente de ponta fina, realize planimetria manual traçando todo o contorno da ferida.
  5. Usando fita adesiva transparente, fixe a planimetria obtida em um papel de letra de acordo com sua respectiva identificação (grupo/animal/dia). As planimetrias serão usadas para monitorar a área da ferida e determinar a taxa de contração durante todo o experimento.
    NOTA: Recomenda-se o uso de curativos para evitar brigas entre animais, lamber excessivamente a área ferida e canibalismo, que pode agravar ferimentos ou interferir na cicatrização. D0 corresponde ao dia da indução da ferida (linha de base). Os pontos de tempo D3, D7, D14 e D21 indicam os dias pós-indução (3º, 7º, 14º e 21º) em que são realizadas a eutanásia e a coleta de planimetria animal, permitindo o monitoramento das fases de cicatrização durante os períodos inflamatórios, proliferativos e de remodelação.

5. Cuidados pós-operatórios imediatos

  1. Prepare o cloridrato de tramadol com antecedência e reserve uma seringa hipodérmica estéril de 1 mL com uma agulha para cada animal, garantindo condições assépticas rigorosas. Além disso, prepare curativos de crepe e fita médica para proteção de feridas.
  2. Inicie a analgesia com 5 mg/kg de cloridrato de tramadol (50 mg/mL) por via subcutânea a cada 12 horas e mantenha por 3 dias.
  3. Enfaixe a região cirúrgica da ferida com um curativo de crepe e prenda-a com fita médica para proteger o local da ferida.
  4. Coloque o rato em uma gaiola individual e monitore-o para garantir a recuperação da anestesia e cirurgia.
  5. Após a recuperação, deva o animal à sua respectiva gaiola.

6. Tratamento

  1. Após 24 horas de indução da ferida, inicie os tratamentos experimentais desejados, trocando os curativos diariamente.
    NOTA: A duração do tratamento dependerá de cada protocolo experimental específico.

7. Eutanásia

  1. Realize a eutanásia na amostra designada de cada grupo de acordo com o protocolo aprovado pelo comitê de ética animal.
  2. Após a confirmação da falecimento, realize planimetria manual da ferida conforme descrito no passo 4.
    NOTA: Neste estudo, a eutanásia foi induzida por decapitação usando um dispositivo guilhotina adequado para roedores, realizada por pessoal treinado em estrita conformidade com as diretrizes éticas institucionais e de bem-estar animal. A morte foi confirmada pela ausência de movimentos respiratórios, batimentos cardíacos e respostas reflexas após o procedimento.

8. Medição da área da lesão

  1. É necessário um software de análise de imagem para avaliar a área da lesão. Além disso, planimetria manual da ferida e uma régua milimétrica também são necessárias para medição e monitoramento da ferida.
  2. Baixe o software de análise de imagens escolhido e crie uma conta, se necessário, para acessar a plataforma.
  3. Antes de iniciar a análise, selecione dois pontos fixos (por exemplo, A e B) na imagem da planimetria e, usando a régua milimétrica, meça a distância entre esses pontos e registre o valor obtido separadamente (Figura 2, passo A).
  4. Fotografe as planimetrias previamente delimitadas com os pontos mencionados. Salve os arquivos com sua respectiva identificação de grupo experimental (Figura 2, passo B).
  5. Abra a plataforma de análise de imagem e inicie uma avaliação da área da ferida.
  6. Com a imagem aberta no software, use o cursor ou a tela sensível ao toque do smartphone para marcar novos pontos, sobrepondo-os sobre os já feitos, identificando-os como regiões A e B (Figura 2, passo B).
  7. O programa estabelecerá automaticamente uma linha entre os pontos A e B e solicitará a medição, em milímetros ou centímetros, obtida com a régua. Insira essa medição no software e então clique em "medir".
  8. O programa detectará automaticamente a área da ferida e fornecerá dados sobre comprimento, largura, perímetro, área e profundidade da ferida. Na planimetria, a informação de "profundidade" não estará disponível (Figura 2, passo C).
  9. Salve as imagens com as análises geradas e exporte-as para o local desejado.
    NOTA: A avaliação da área da ferida descrita neste protocolo foi realizada utilizando o software comercial de análise de imagem listado na Tabela de Materiais. No entanto, plataformas equivalentes de análise de imagens capazes de medição de feridas e planimetria digital também podem ser utilizadas, de acordo com a preferência do usuário e a disponibilidade institucional. Se o software não detectar automaticamente a imagem da planimetria, ou se o contorno diferir do que é observado visualmente na planimetria, recomenda-se reforçar o contorno para facilitar o reconhecimento da área pelo software. Isso pode ser alcançado usando uma cor contrastante (por exemplo, vermelho) e aplicando textura à região externa em uma área aproximada de 4cm 2. Fotografias dos traços de planimetria podem ser enviadas diretamente da galeria do dispositivo ou capturadas por câmera para análise subsequente de software.

figure-protocol-2
Figura 2: Medição da área da lesão usando ImitoWound. (A) Na planimetria manual, marque dois pontos (A e B) e meça a distância (x) entre eles usando uma régua milimétrica; (B) enviar a imagem da lesão para o software e demarcar os mesmos pontos previamente definidos (A e B), sobrepondo-os aos originais; insira a medição previamente coletada (x) para calibração da escala; (C) pedir ao software para prosseguir com a medição da área da lesão; Aguarde enquanto o valor da área é automaticamente calculado e fornecido pelo sistema. Essa figura foi criada pelos autores com o BioRender. Lessa da Silva, M. (2026) https://BioRender.com/dzko62t. A licença de publicação está anexada. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

9. Determinação da taxa de contração da ferida 

  1. Após determinar a área da ferida nos pontos de tempo avaliados, use os dados para calcular a taxa de contraçãoda ferida 20 usando a seguinte equação:
    FF (%) = [(A0 - Ax) ÷ A0 ] × 100 (1)
    Onde A₀ = área da ferida no dia 0 ; Ax = área da ferida no dia da eutanásia; FF = fração de fecho da ferida

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Resultados

Neste experimento, a sulfadiazina de prata foi usada como tratamento de referência. O produto foi aplicado topicamente no leito da ferida 24 horas após a indução da lesão. A escolha da sulfadiazina de prata baseou-se em seu uso clínico bem estabelecido como agente antimicrobiano e no manejo de feridas cutâneas. Os dados são apresentados como a faixa mediana e interquartil, com n = 5 animais por ponto de tempo experimental. A Figura 3A ilustra a evolução macr...

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Discussão

Embora o conhecimento sobre cicatrização de feridas humanas tenha avançado consideravelmente, dificuldades e limitações inerentes tornam o uso de modelos experimentais indispensável para a pesquisa nessecampo 4. Nesse contexto, o presente protocolo visou descrever um modelo de ferida excisional de espessura total induzido com um bisturi na lateral de ratos como uma metodologia alternativa às técnicas convencionais. A região dorsal associada ao uso de biópsias circ...

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Divulgações

Os autores declaram não haver interesses concorrentes.

Agradecimentos

Agradecemos com gratidão à Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado da Bahia (FAPESB) e à Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) pelo apoio à bolsa; a Pró-Reitoria de Pesquisa e Pós-Graduação (PROPP/UESC), o programa de pós-graduação em Biologia e Biotecnologia dos Microrganismos (PPGBBM/UESC), para apoio financeiro. Também agradecemos ao Hospital de Medicina Veterinária (HVET/UESC) por disponibilizar a sala de cirurgia e os equipamentos.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Alcohol (ethanol 70%)DinâmicaP.01.0024.006.06.81Antisepsis
Anatomical forcepsSigma-AldrichF3892Aço inoxidável
BandageQualquerNão aplicávelProteção de ferida
CaliperMitutoyo530-104Delimitação de ferida
Chlorhexidine 0.2% aqueous antiseptic solutionRiohexNão aplicávelAntisepsis
CO2 chamberBontherD149F1LYSZIndução anestésica
Crepe bandageCremer81876515 cm x 1,25 m
Disposable latex glovesDescarpake0530101Não estéril
Gauze padCremer8193427,5 x 7,5 cm
Hypodermic syringeDercarpacke03242011 mL com agulha
ImageJImage Jhttps://imagej.net/ij/Medição planimétrica
ImitoWoundImitoWoundhttps://imito.io/pt/imitowoundMedição planimétrica
Interfolded paper towelScott Smart48260Limpeza geral
IsofluraneCristália7.89668E+12Anestésico inalatório
Latex gloves for procedureLatex gloves for procedure Latex gloves for procedureEquipamento de proteção individual
Liquid soapQualquerNão aplicávelLimpeza da área da ferida
Mayo scissors, straight, sharp/sharpFine Science Tools14001-12Aço inoxidável
Millimeter rulerQualquerNão aplicável
Morphine sulfateSigma-AldrichM8777Solução injetável 1 mg/mL
Paper sheetQualquerNão aplicável
Permanent markerQualquerNão aplicávelMarcação da pele
Povidone-iodineRioquimicaZK48BN72EAntisséptico
Scalpel blade no. 23Descarpak740801Aço inoxidável
Scalpel handle no. 4Sigma-AldrichNão aplicávelAço inoxidável
Stainless steel razor bladeWilkinsonN/ARemoção de pelos
Sterile surgical gloveDescarpake0212101Estéril
Surgical maskQualquerNão aplicávelNão estéril
Tramadol hydrochlorideUnião Química7.89601E+12Solução injetável 50 mg/mL
Transparent film dressingVital derme150315 cm x 10 m
Transparent polypropylene adhesive tapeTransparent polypropylene adhesive tape Transparent polypropylene adhesive tapeProteção de ferida
Veterinary thermal blanket with PVC coverPrevtechMSO2VT001Manutenção da temperatura corporal
Waterproof adhesive tapeCremer81911310 cm x 4,5 m

Referências

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