Artigo de investigação

Caracterização Molecular e Genômica Representativa Direcionada de Genes de Virulência em Staphylococcus aureus devido a infecções diabéticas no pé

DOI:

10.3791/71373

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29 de maio de 2026

 ,  , 
1Department of Microbiology, College of Medicine, University of Anbar, 2Department of Clinical Laboratory Sciences, College of Pharmacy, University of Anbar

Neste artigo

Resumo

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Este estudo caracterizou os mecanismos de resistência antimicrobiana, determinantes da virulência e características genômicas dos isolados de Staphylococcus aureus recuperados de infecções diabéticas no pé, utilizando testes de suscetibilidade antimicrobiana, perfil de virulência baseado em PCR e sequenciamento do genoma completo.

Resumo

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Infecções diabéticas no pé (DFIs) representam uma grande preocupação de saúde pública, e o Staphylococcus aureus resistente à meticilina (MRSA) está entre os patógenos clinicamente mais significativos. Este estudo investigou a prevalência de genes de virulência (can e hlg), perfis de resistência antimicrobiana e características genômicas representativas de isolados de S. aureus multirresistente recuperados de pacientes com DFIs. Um estudo observacional transversal foi realizado em 125 pacientes com infecções diabéticas no pé entre janeiro e dezembro de 2024. Testes de suscetibilidade a antimicrobianos foram realizados usando o método de difusão de disco Kirby–Bauer e triagem por cefoxitina, conforme as diretrizes do Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI), com S. aureus ATCC 25923 usada como cepa de controle de qualidade. A suscetibilidade à vancomicina foi confirmada por testes de concentração inibitória mínima (CI). A reação em cadeia da polimerase (PCR) foi usada para detectar os genes de virulência (can e hlg) e os genes do grupo BlaOXA I. O sequenciamento do genoma inteiro (WGS) foi realizado em dois isolados representativos, incluindo um isolado multirresistente (MDR) e um isolado extensivamente resistente a medicamentos (XDR), utilizando uma abordagem de sequenciamento de novo para gerar assemblagens genômicas em rascunho. Entre 125 amostras clínicas, o crescimento bacteriano foi observado em 90 amostras (72%), das quais 45 isolados (50%) foram identificados como S. aureus. Entre esses isolados, 35/45 (77,78%) foram classificados como MRSA, e 36/45 (80%) eram multirrogativas. O gene hlg foi detectado em todos os isolados, enquanto o gene can foi identificado em 13/45 (28,89%) isolados. Nenhum gene blaOXA-grupo I foi detectado. A análise genômica identificou múltiplos genes associados à resistência, incluindo blaZ, tet(38), norA e vanT, incluindo elementos CRISPR-Cas e determinantes de resistência associados a plasmídeos. Esses achados destacam a alta prevalência de S. aureus multirresistente a medicamentos em IFDs e apoiam a importância da vigilância genômica contínua de cepas resistentes clinicamente relevantes.

Introdução

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Numerosas características de colonização e virulência tornam a bactéria gram-positiva Staphylococcus aureus (S. aureus) um patógeno oportunista prevalente capaz de causar uma ampla gama de infecções, incluindo impetigo, infecções de feridas, furúnculos, abscessos de pele, bacteriemia e endocarditeinfecciosa 1. Algumas dessas infecções podem evoluir para doença grave e exigir hospitalização, especialmente em pacientes com diabetes mellitus, imunossupressão, malignidade, cateterismo urinário ou infecção por vírus da imunodeficiênciahumana 1.

Cepas resistentes à meticilina de S. aureus (MRSA) estão associadas a morbidade e mortalidade substanciais devido à sua capacidade de adquirir rapidamente determinantes de resistência antimicrobiana e persistir em ambientes de saúde1. Pacientes com diabetes mellitus frequentemente desenvolvem úlceras no pé diabético devido à neuropatia, insuficiência vascular e respostas imunescomprometidas 2. Infecções diabéticas no pé (DFIs) possuem uma fisiopatologia complexa, e os desfechos clínicos são influenciados tanto por fatores microbianos quanto associados ao hospedeiro, incluindo virulênciabacteriana 3. Embora úlceras no pé diabético possam conter comunidades polimicrobianas compostas por bactérias e fungos aeróbicos e anaeróbios, S. aureus continua sendo um dos patógenos predominantes isolados dessasinfecções. O organismo possui vários determinantes de virulência que facilitam a evasão imunológica, invasão tecidual, colonização crônica e infecção persistente. Além disso, a aquisição de resistência à meticilina mediada por mecA/SCCmec e outros determinantes da resistência antimicrobiana limitou consideravelmente as opções terapêuticas para infecções associadas aoDFI 4,5. Estudos anteriores relataram alta prevalência de isolados de S. aureus multirresistente (MDR) em infecções diabéticas no pé, com resistência frequentemente associada a genes β-lactamase, incluindo blaTEM, blaOXA e variantes blaCTX-M 6.

Vários genes associados à virulência contribuem para a patogenicidade e persistência de S. aureus em infecções crônicas de feridas. Entre eles, o gene hlg codifica γ-hemolisina, um fator citotóxico associado à destruição tecidual, inflamação, evasão imune e persistência de cepas de MRSA adquiridas nacomunidade 7,8. O gene CAN codifica uma adesina que liga colágeno, facilitando a adesão bacteriana aos tecidos ricos em colágeno e contribuindo para a colonização crônica e persistênciada infecção 8. Investigações anteriores identificaram alta prevalência de hlg entre isolados de MRSA recuperados de infecções diabéticas no pé, enfatizando a coocorrência de determinantes da virulência e da resistência antimicrobiana nessasinfecções 9. Exposição inadequada a antibióticos, hospitalização prolongada, penetração tecidular prejudicada de agentes antimicrobianos e progressão crônica da ferida contribuem ainda mais para o surgimento e disseminação de organismos MDR em pacientes comDFIs 10. De acordo com definições internacionais, bactérias multirresistentes (MDR) apresentam resistência a pelo menos um agente antimicrobiano em três ou mais classes antimicrobianas, bactérias extensivamente resistentes a medicamentos (XDR) permanecem suscetíveis a apenas uma ou duas classes antimicrobianas, e bactérias resistentes a pandrugas (PDR) são resistentes a todas as classesantimicrobianas testadas 10. Apesar da reconhecida importância clínica de S. aureus em infecções diabéticas do pé, ainda há informações moleculares e genômicas integradas limitadas que relacionem determinantes da virulência com perfis de resistência antimicrobiana em isolados clínicos dessa região.

Portanto, este estudo teve como objetivo caracterizar padrões de resistência aos antimicrobianos, determinar a prevalência de genes selecionados de virulência (hlg e can), investigar a ocorrência de genes BLAOXA-grupo I e realizar análises representativas de sequenciamento do genoma completo de isolados selecionados de S. aureus multirresistente recuperados de pacientes com infecções diabéticas no pé.

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Protocolo

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1. Estudar Pacientes

Este estudo foi aprovado pelo Comitê de Aprovação Ética da Universidade de Anbar, Ministério do Ensino Superior e Pesquisa Científica, Iraque (Aprovação nº 145), Cidade de Ramadi, Governadoria de Anbar, Iraque, em 24 de dezembro de 2023. Todos os procedimentos envolvendo participantes humanos foram realizados de acordo com as diretrizes éticas institucionais da Universidade de Anbar. Consentimento informado por escrito foi obtido de todos os participantes antes da inscrição.

Um estudo observacional transversal foi realizado de janeiro a dezembro de 2024 nos Hospitais Universitários de Ramadi e clínicas particulares afiliadas na Governadoria de Anbar, Iraque. Um total de 125 pacientes elegíveis consecutivos com infecções diabéticas no pé (DFIs) foram inscritos durante o período do estudo. O tamanho da amostra foi determinado de acordo com o número de pacientes elegíveis disponíveis durante o período do estudo, e não por cálculo estatístico. Clinicamente, DFI foi definida como a presença de uma úlcera no pé de qualquer grau em pacientes com diabetes mellitus tipo 1 (T1DM) ou diabetes mellitus tipo 2 (T2DM). Pacientes do sexo masculino e feminino com diferentes gravidades da úlcera foram incluídos.

Os pacientes eram elegíveis se tivessem uma úlcera diabética no pé diagnosticada clinicamente, comparecessem às unidades de saúde participantes e fornecessem consentimento informado. Os critérios de exclusão incluíram úlceras no pé não relacionadas ao diabetes mellitus (por exemplo, úlceras traumáticas), encaminhamento de outras unidades de saúde, incapacidade de fornecer consentimento informado devido a doença crítica, recebimento de terapia antibiótica dentro de 48 horas antes da coleta da amostra e infecções polimicrobianas. Pacientes com infecções polimicrobianas foram excluídos para garantir caracterização fenotípica, molecular e genômica precisa dos isolados de Staphylococcus aureus . Dados demográficos e clínicos, incluindo idade, sexo, complicações diabéticas, duração do diabetes mellitus, histórico de antibióticos e condições comórbidas, foram coletados por meio de um questionário estruturado.

As amostras clínicas foram transportadas para o laboratório de microbiologia em até 2 horas após a coleta em condições refrigeradas (4 °C), utilizando swabs estéreis de transporte contendo meio Amies e processadas imediatamente para análise microbiológica. Todos os procedimentos envolvendo amostras clínicas, culturas bacterianas, testes de suscetibilidade a antimicrobianos, reação em cadeia da polimerase (PCR) e visualização ultravioleta (UV) foram realizados sob condições laboratoriais de Nível de Biossegurança 2 (BSL-2), conforme as diretrizes institucionais de biossegurança. O pessoal do laboratório utilizou equipamentos de proteção individual (EPI) adequados, incluindo jalecos, luvas descartáveis, máscaras cirúrgicas e proteção ocular quando necessário. Procedimentos rigorosos de asséptica foram seguidos em todos os procedimentos microbiológicos e moleculares para minimizar os riscos de contaminação e exposição. Áreas de trabalho dedicadas foram usadas para manuseio de culturas bacterianas e procedimentos de amplificação de DNA para evitar contaminação cruzada. Materiais contaminados, incluindo placas de cultura, swabs, ponteiras de pipeta e descartáveis, foram autoclavados a 121 °C e 15 psi por 15–20 minutos antes do descarte. Objetos cortantes foram descartados em recipientes designados para perfuração e riscos biológicos. Os resíduos biológicos foram gerenciados de acordo com protocolos institucionais de descarte biomédico de resíduos. Essas medidas de biossegurança garantiram o manuseio seguro de organismos multirresistentes, incluindo MRSA e isolados resistentes à vancomicina (Figura 1).

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Figura 1: Visão geral do fluxo de trabalho clínico, microbiológico, molecular, de sequenciamento do genoma completo e bioinformática utilizado no estudo. A figura resume a coleta de espetáculos, cultura microbiológica, testes de suscetibilidade a antimicrobianos, detecção molecular baseada em PCR, sequenciamento do genoma completo e análises bioinformáticas posteriores. Essa figura foi gerada com a assistência da plataforma de design baseada em IA Gamma Pro (Gamma App) e posteriormente revisada, revisada e validada pelos autores para precisão científica. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

Os dados foram analisados usando o software SPSS versão 22.0. Estatísticas descritivas, incluindo médias e percentuais, foram calculadas. As associações entre variáveis categóricas foram analisadas usando o teste do qui-quadrado. Um valor-p <0,05 foi considerado estatisticamente significativo.

2. Processamento e coleta de amostras

Amostras foram coletadas da porção mais profunda das úlceras do pé diabético usando a técnica de swab profundo. Dois cotonetes estéreis pré-umedecidos com caldo estéril foram rotacionados firmemente sobre a base da ferida após o desbridamento com um bisturi estéril e a limpeza com soro estéril para minimizar a contaminação por microrganismos colonizadores. Um swab foi usado para a coloração de Gram, enquanto o segundo foi usado para cultura microbiológica. Esfregamentos diretamente coloridos com Gram foram examinados microscopicamente.

Amostras de tecido ósseo foram obtidas de pacientes com suspeita clínica de osteomielite sob condições estéreis após desbridamento cirúrgico. Antes da coleta da amostra, as superfícies das úlceras foram limpas com soro fisiológico normal estéril para reduzir a contaminação superficial. Amostras de tecido ósseo foram coletadas assépticamente usando instrumentos cirúrgicos estéreis e imediatamente transferidas para recipientes estéreis para processamento microbiológico.

Os espécimes foram homogeneizados ou finamente triturados em condições estéreis e inoculados em ágar sanguíneo, ágar de sal de manitol (MSA), ágar MacConkey e ágar nutritivo. As placas foram incubadas aeróbicamente a 37 °C por 18–24 horas. Ágar sanguíneo e ágar nutritivo apoiaram o crescimento de organismos gram-positivos e gram-negativos, enquanto o MSA foi usado para isolamento seletivo e diferenciação de espécies de Staphylococcus , incluindo S. aureus. O ágar MacConkey foi usado para a recuperação de bactérias gram-negativas. Placas de cultura foram examinadas após a incubação, e espécimes sem crescimento visível após 48 horas foram relatados como "sem crescimento".

A identificação preliminar bacteriana foi baseada na morfologia da colônia, coloração de Gram e características bioquímicas, seguida pela confirmação molecular de S. aureus usando amplificação por PCR do gene nuc . A identificação bioquímica incluiu testes de catalase, testes de coagulase por lâmina e tubo, fermentação de manitol e teste de DNase. Isolados confirmados foram ainda identificados usando o sistema VITEK 2 Compact com o cartão de identificação GP VITEK 2. Os resultados de identificação foram aceitos apenas quando o nível de confiança era ≥95%. Resultados discordantes ou de baixa confiança foram retestados usando análises bioquímicas repetidas e testes VITEK repetidos. Isolados puros foram preservados em 20% de glicerol preparado em caldo de infusão cerebral cardíaca (BHI) para análises moleculares e genômicas subsequentes (Figura 1).

3. Teste de suscetibilidade a antimicrobianos

Testes de suscetibilidade a antimicrobianos foram realizados usando o método de difusão de disco de Kirby–Bauer, de acordo com as diretrizes do Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) de 2022. Os testes foram realizados em ágar Mueller–Hinton com profundidade padronizada de ágar de 4 mm. Culturas bacterianas frescas foram ajustadas para um padrão de McFarland de 0,5 usando um densitômetro antes da inoculação. Swabs estéreis foram usados para inocular uniformemente as superfícies do ágar.

Os seguintes discos antimicrobianos foram utilizados: ampicilina (10 μg), gentamicina (10 μg), amikacina (30 μg), cefoxitina (30 μg), cefuroxima (30 μg), piperacilina/tazobactam (100/10 μg), meropenem (10 μg), amoxicilina–ácido clavulânico (30 μg), oxacilina (1 μg), levofloxacina (5 μg), clindamicina (2 μg), tigeciclina (15 μg), ciprofloxacina (5 μg), eritromicina (15 μg), trimetoprima–sulfametoxazol (25 μg), linezolida (30 μg), e vancomicina (30 μg). As placas foram incubadas aeróbicamente a 37 °C por 16–18 horas. Os diâmetros das zonas foram interpretados de acordo com pontos de ruptura CLSI.

O Staphylococcus aureus resistente à meticilina (MRSA) foi identificado usando triagem com cefoxitina (30 μg) conforme as recomendações do CLSI. Os testes de controle de qualidade foram realizados usando o S. aureus ATCC 25923. Todos os experimentos foram realizados em duplicidade para garantir a reprodutibilidade. Isolados multirresistentes a medicamentos (MDR), extensivamente resistentes a medicamentos (XDR) e pandrresistentes (PDR) foram classificados de acordo com definições padrão internacionais baseadas em perfis de resistência antimicrobiana (Figura 1).

4. Detecção de S. aureus resistente à meticilina (MRSA)

Um ensaio de difusão de disco de cefoxitina (30 μg) foi usado como método fenotípico para a detecção de MRSA. Isolados com zonas de inibição ≥22 mm foram classificados como S. aureus sensível à meticilina (MSSA), enquanto isolados com zonas de inibição ≤21 mm foram classificados como MRSA de acordo com os critérios CLSI (Figura 1).

5 Determinação da resistência à vancomicina por teste de concentração inibitória mínima (CIM)

As concentrações inibitórias mínimas (MICs) de vancomicina foram determinadas pelo método de microdiluição do caldo, de acordo com as diretrizesCLSI 11. Diluições em série de vancomicina em duas doses (4–512 μg/mL) foram preparadas em caldo Mueller–Hinton. As suspensões bacterianas foram ajustadas para um padrão McFarland de 0,5 e diluídas para aproximadamente 1 × 105 CFU/mL.

Após a incubação a 37 °C por 24 horas, a CIM foi definida como a menor concentração na qual não foi observado crescimento bacteriano visível. A suscetibilidade à vancomicina foi interpretada de acordo com os critérios do CLSI da seguinte forma: suscetível (≤2 μg/mL), intermediário (4–8 μg/mL) e resistente (≥16 μg/mL)11,12 (Figura 1).

6. Detecção molecular

6.1 Extração de DNA

Isolados de Staphylococcus aureus foram cultivados em caldo de infusão cerebral e cardíaca (BHI) por 24 horas a 37 °C. O DNA genômico bacteriano foi extraído usando um kit comercial e um sistema automatizado de extração de ácidos nucleicos. O DNA extraído era armazenado a −20 °C até o uso. A concentração de DNA foi medida usando um fluorômetro para avaliar a adequação para amplificação por PCR. A concentração média de DNA foi de 85 ± 8,2 ng/μL.

Primers direcionados aos genes can, hlg e classe D β-lactamase (blaOXA-grupo I) foram obtidos comercialmente e usados para amplificação por PCR, conforme listado na Tabela 1, 13, 14, 15, 16.

Tabela 1: Sequências de detonadores usadas para amplificação por PCR de genes-alvo investigadas neste estudo. A tabela resume os genes-alvo, sequências de primer, tamanhos esperados de amplicon, temperaturas de recozimento e referências usadas para amplificação por PCR de genes do grupo OXA nuc, mecA, hlg, can e bla em isolados de Staphylococcus aureus recuperados de infecções diabéticas no pé. Por favor, clique aqui para baixar esta Tabela.

6.2 Detecção molecular de genes de virulência e β-Lactamase classe D (blaOXA-grupo I) por PCR

As sequências de primer utilizadas neste estudo estão listadas na Tabela 1. A amplificação por PCR de mecA, nuc, genes associados à virulência e genes da classe D β-lactamase (blaOXA-grupo I) foi realizada em misturas de reação de 25 μL contendo 12,5 μL de GoTaq Green Master Mix (2×), 0,5 μL de MgCl2, 3 μL de DNA genômico, 1 μL de detonadores diretos e reversos (10 pmol/μL) e 7 μL de água livre de nuclease.

As condições de ciclo térmico consistiram em uma etapa inicial de desnaturação a 95 °C por 5 minutos, seguida de 30–35 ciclos de amplificação, incluindo desnaturação a 95 °C por 30 s–1 min, recozimento a 50–62 °C por 30 s–1 min, dependendo do conjunto de primer, e extensão a 72 °C por 30 s–1 min. A extensão final foi realizada a 72 °C por 7 a 19 minutos.

Os produtos de PCR amplificados foram separados em géis de agarose de 1,5% a 2% tingidos com Safe Red e visualizados sob iluminação ultravioleta usando um sistema de documentação em gel. Controles negativos foram incluídos em cada execução de PCR para confirmar a validade da amplificação.

7. Sequenciamento do genoma inteiro (WGS)

O sequenciamento do genoma inteiro (WGS) foi realizado em dois isolados clínicos representativos de Staphylococcus aureus recuperados de amostras de tecido ósseo obtidas de pacientes com infecções diabéticas no pé. Os isolados selecionados incluíram um isolado multirresistente (MDR) e um isolado extensivamente resistente a medicamentos (XDR), identificados por testes fenotípicos de suscetibilidade antimicrobiana e perfis de resistência confirmados por CIM. Essa estratégia permitiu a caracterização genômica representativa de isolados resistentes clinicamente relevantes (Figura 1).

A qualidade, concentração e integridade do DNA genômico foram avaliadas antes do sequenciamento para garantir adequação para a preparação de bibliotecas e análise bioinformática posterior. O DNA foi quantificado usando um fluorômetro, e a integridade foi verificada por eletroforese em gel de agarose a 1% a 150 V por 40 minutos. Fragmentos de DNA com aproximadamente 200–400 pb de comprimento foram selecionados pelo tamanho usando purificação por esferas magnéticas, seguida de reparo final, adenilação 3′ e ligação por adaptador.

Moléculas circulares de DNA de fita simples foram geradas por amplificação, purificação e circularização de fragmentos ligados por adaptadores usando oligonucleotídeos de tala. Nanobolas de DNA (DNBs) foram posteriormente geradas por amplificação por círculo rolante. O sequenciamento foi realizado na plataforma DNBSEQ usando a química combinatória de Síntese Sonda-Âncora (cPAS).

As leituras de sequenciamento bruto passaram por procedimentos de controle de qualidade para remover leituras de baixa qualidade, contaminação por adaptadores, leituras ambíguas e sequências duplicadas. Leituras limpas foram usadas para análises posteriores. A montagem do genoma foi realizada para estimar o tamanho do genoma, o conteúdo de GC e a profundidade de cobertura do sequenciamento. As montagens finais do genoma foram geradas nos formatos de submissão FASTA, GenBank e NCBI.

A anotação genômica identificou sequências codificantes (CDS), RNA de transferência (tRNA), RNA ribossomal (rRNA) e pequenos genes de RNA (sRNA). A anotação funcional dos genes previstos foi realizada usando múltiplos bancos de dados, incluindo Swiss-Prot, COG, KEGG, CAZy, VFDB, ARDB e CARD, para genes associados à resistência à virulência e antimicrobianos.

8. Análise de bioinformática

A montagem e anotação do genoma foram realizadas utilizando o Centro de Recursos de Bioinformática Bacteriana e Viral (BV-BRC). Análises filogenéticas foram realizadas utilizando ferramentas PATRIC. Mapas circulares de visualização do genoma foram gerados para ilustrar sequências codificantes, conteúdo de GC, enviesamento de GC, determinantes da resistência antimicrobiana, genes associados à virulência e elementos genéticos móveis.

As relações filogenéticas foram determinadas usando famílias globais de proteínas PATRIC (PGFams) identificadas a partir dos genomas de referência mais próximos por meio da análise Mash/MinHash. Alinhamentos proteicos foram gerados usando MUSCLE, e alinhamentos correspondentes de nucleotídeos foram mapeados para famílias de proteínas. Árvores filogenéticas foram construídas usando RAxML com análise rápida de bootstrapping (Figura 1).

Contigs genômicos foram ainda analisados usando o Pathogenwatch para confirmação de espécies e detecção de genes de resistência antimicrobiana. Genes associados à virulência foram analisados usando ABRicate. O Serviço de Anotação do Genoma PATRIC utilizou uma abordagem baseada em k-mer para identificar genes de resistência antimicrobiana e atribuir anotações funcionais, classes antimicrobianas e mecanismos de resistência. Visualizações do genoma circular de isolados representativos de MDR e resistentes à meticilina de S. aureus foram geradas conforme descritoanteriormente 17. A Tabela Suplementar 1 resume todas as ferramentas de bioinformática, versões de software, bancos de dados e parâmetros analíticos usados nas análises genômicas.

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Resultados

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Processamento de espetáculos e positividade da cultura

Um total de 125 amostras clínicas foram coletadas e analisadas neste estudo. O crescimento bacteriano foi observado em 90/125 amostras (72%). Esses exemplares positivos em cultura foram posteriormente processados para identificação bacteriana e testes de suscetibilidade a antimicrobianos. Estatísticas descritivas, incluindo frequências e percentuais, foram usadas para resumir a distribuiçã...

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Discussão

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Infecções diabéticas nos pés (DFIs) causadas por microrganismos multirresistentes a medicamentos (MDR) estão aumentando globalmente, com controle glicêmico deficiente e higiene dos pés inadequada contribuindo para o aumento da morbidade emortalidade 18,19,20,21. Embora os DFIs sejam frequentemente polimicrobianos, Staphylococcus aureus continua sendo u...

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Divulgações

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Os autores afirmam que não possuem interesses financeiros ou relacionamentos pessoais concorrentes conhecidos que possam ter influenciado o trabalho relatado neste estudo.

Contribuição de autoria:

Shaymaa H. Al-Kubaisy contribuiu para a conceitualação, desenvolvimento de metodologia, investigação, análise formal e preparação do rascunho do manuscrito original. Rawaa A. Hussein contribuiu para a validação, investigação e preparação do rascunho original do manuscrito. Mushtak T.S. Al-Ouqaili contribuiu para a conceitualação, supervisão, administração de projetos, investigação e revisão e edição de manuscritos.

Agradecimentos

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Os autores reconhecem o uso da plataforma de design baseada em IA Gamma Pro (Gamma App) para a geração da Figura 1. Todo o conteúdo gerado foi cuidadosamente revisado, editado e validado pelos autores para garantir precisão científica, consistência e integridade. Os autores não receberam apoio financeiro para a pesquisa, autoria e/ou publicação deste artigo.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Abricate SoftwareGitHub (T. Seemann)Código abertoDetecção de genes de virulência
AgaroseInvitrogen, EUA16500-500Eletroforese em gel
Agencourt AMPure XP KitBeckman CoulterA63881Purificação do DNA e seleção de tamanho
Amikacin (30 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0107BAST
Discos antibióticos (Ampicilina 20 & micro; g)Oxoid, Reino UnidoCT0003BTeste de suscetibilidade a antimicrobianos
Base de Ágar SanguíneoOxoid, Reino UnidoCM0055Isolamento de bactérias Gram-positivas e Gram-negativas
Caldo de Infusão Cérebro-Coração (BHI)Oxoid, Reino UnidoCM1135Cultivo e armazenamento de isolados
Cefoxitin (30 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0119BDetecção de MRSA
Cefuroxima (30 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0026BAST
Ciprofloxacina (5 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0425BAST
Clindamicina (2 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0064BAST
Plataforma DNBSEQBGI, ChinaVáriosSequenciamento do genoma completo
Eritromicina (15 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0020BAST
FastQCSimon Andrews no Instituto Babraham (Babraham Bioinformatics)NASistema de fila
Sistema de Documentação de GelBio-Rad, EUAGel Doc™ XR+Imagem de géis de eletroforese
Gentamicina (10 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0024BAST
Glicerol (Grau Molecular)Sigma-AldrichG5516Usado a 20% para preservação de isolados a longo prazo
GoTaq Green Master Mix (2 vezes)Promega, EUAM7122Mistura de amplificação por PCR
Levofloxacina (5 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT1587BAST
Linezolida (30 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT1716BAST
MacConkey AgarOxoid, Reino UnidoCM0007Meio seletivo para bactérias Gram-negativas
Ágar de Sal de Mannitol (MSA)Oxoid, Reino UnidoCM0085Meio seletivo/diferencial para spp. Staphylococcus.
Meropenem (10 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0774BAST
Solução MgCl2Promega, EUAVáriosComponente de reação PCR
Mueller-Hinton AgarOxoid, Reino UnidoCM0337Usado para Kirby & ndash; Teste de difusão de disco Bauer
Ferramenta de Alinhamento MUSCLECódigo abertoVáriosAlinhamento de sequências proteicas
Água Livre de NucleasePromega, EUAP1193Componente de reação PCR
Ágar NutritivoOxoid, Reino UnidoCM0003Meio de cultivo de uso geral
Oxacilina (1 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0159BAST
PathogenWatchInstituto Wellcome SangerFerramenta OnlineIdentificação da Espécie & Detecção de genes AMR
PATRIC / BV-BRCCentro de Recursos de Bioinformática BacterianaPlataforma OnlineMontagem e montagem do genoma Anotação
Piporacilina/Tazobactam (100/10 e micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT1628BAST
Ferramenta Proksee de Visualização do GenomaUniversidade de TorontoFerramenta OnlineVisualização de mapas genômicos
Fluorômetro QuantusPromega, EUAE6150Quantificação do DNA
Fluorômetro de QubitsThermo Fisher ScientificP33238Quantificação do DNA para WGS
RAxML SoftwareCódigo abertoVáriosAnálise filogenética
S. aureus ATCC 25923ATCC, EUA25923Controle de qualidade para AST
Mancha Vermelha SeguraiNtRON BiotecnologiaVáriosColoração em gel de DNA
Kit de Extração de DNA Bacteriano SaMagSacace Biotechnologies, ItáliaVáriosExtração de DNA genômico
Sistema Automatizado de Extração SaMag-12Sacace Biotechnologies, ItáliaSMG-12Extrator automatizado de ácidos nucleicos
Cotonetes EstéreisDiversos fabricantesVáriosUsado para coleta de amostras com técnica de swab profundo
Soro fisiológico normal estérilDiversos fabricantesVáriosUsado para lavar a superfície da úlcera antes da amostra
Lâminas de Bisturi EstéreisDiversos fabricantesVáriosUsado para desbridamento de úlceras antes da amostragem
Tigeciclina (15 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT1849BAST
Trimetoprima-Sulfametoxazol (25 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0052BAST
Transiluminador UVDiversos fabricantesVáriosVisualização de produtos PCR
Vancomicina (30 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0588BAST
VITEK 2 CompactBioMé rieux, FrançaVáriosSistema automatizado de identificação
Cartões de Identificação VITEK 2 GNBioMé rieux, FrançaVáriosIdentificação de bactérias Gram-negativas

Referências

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  1. Wang, X., Yuan, C. X., Xu, B., Yu, Z. Diabetic foot ulcers: Classification, risk factors and management. World J Diabetes. 13 (12), 1049-1065 (2022).
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