É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Um Método de Corte Intracâmara para a Quantificação em Tempo Real de Voláteis de Ferimento Foliar e Trocas Gasosas

96 visualizações

⸱

11 de setembro de 2026

 ,  ,  , 
1Institute of Agricultural and Environmental Sciences, Estonian University of Life Sciences, 2Estonian Academy of Sciences

Neste artigo

Resumo

Este protocolo fornece uma abordagem padronizada de corte dentro da câmara para determinar o início, o momento do pico e a cinética das emissões voláteis induzidas por ferimento, juntamente com medidas simultâneas de trocas gasosas.

Resumo

Compostos orgânicos voláteis (COVs) liberados por folhas de plantas desempenham papéis fundamentais na sinalização de estresse, nas interações planta–atmosfera e na defesa vegetal. Dentre esses, os COVs induzidos por lesão (COVs-iL) são emitidos em segundos após danos mecânicos, herbivoria ou perturbações ambientais. A dinâmica dessas emissões depende fortemente do momento, da gravidade e do método de rompimento do tecido. Contudo, a quantificação precisa ainda é desafiadora devido a artefatos mecânicos, condições variáveis de exposição e atrasos entre a lesão e a medição. Este estudo apresenta um protocolo padronizado de excisão foliar dentro de uma câmara para monitoramento em tempo real de COVs-iL e trocas gasosas. Um cortador de grau cirúrgico foi integrado a uma câmara portátil de troca gasosa, permitindo cortes limpos e controlados no interior de uma câmara selada, sob condições estáveis de luz, umidade, CO2 e temperatura. Um espectrômetro de massas com tempo de voo e reação de transferência de próton (PTR-TOF-MS) mediu continuamente as emissões voláteis na saída da câmara, minimizando atrasos e distorções do sinal. Esta configuração permite resolver com alta fidelidade temporal o início da emissão, o momento do pico, a taxa máxima de elevação e a liberação total. A aplicação do método em Quercus rubra, Acer platanoides e Gossypium hirsutum demonstrou sua capacidade de distinguir padrões distintos de emissão induzida por lesão em tipos foliares contrastantes. Ao eliminar os atrasos associados a métodos convencionais de amostragem, este método resolve a trajetória cinética completa das emissões induzidas por lesão e supera limitações significativas de abordagens anteriores. Ele fornece uma base sólida para o estudo de respostas rápidas ao estresse na fisiologia vegetal, bioquímica ecológica e interações planta–atmosfera.

Introdução

As plantas respondem a lesões liberando um sinal químico rápido, mas a captura precisa desse sinal permanece tecnicamente desafiadora. Em segundos após herbivoria, dano causado pelo vento ou perturbação mecânica, as plantas liberam um surto transitório de compostos orgânicos voláteis (COVs) que ativam defesas internas e preparam plantas vizinhas1,2,3,4Esses VOCs induzidos por ferimento (wVOCs) incluem voláteis do tipo folha verde (GLVs), metanol, álcoois e aldeídos de cadeia curta, terpenoides e derivados de oxilipinas. Eles surgem seja da síntese de novo em células do parênquima foliar, seja da ruptura de estruturas de armazenamento, como ductos resiníferos e tricomas. Como sinais imediatos de estresse, os wVOCs coordenam defesas fisiológicas, mediam a comunicação entre plantas e interagem com a química atmosférica.1,5,6,7.

Como a herbivoria natural combina dano mecânico com elicitação salivar e microbiana, estudos experimentais utilizam ferimento simulado para isolar respostas apenas ao dano físico8. No entanto, a natureza transitória dos VOCs induzidos por ferimento os torna intrinsecamente difíceis de capturar. Métodos convencionais, como a amostragem estática do espaço superior acoplada à cromatografia gasosa-espectrometria de massas (GC-MS), frequentemente perdem o pico inicial de emissão e distorcem seu perfil cinético9,10. Atrasos na equilibração, temperaturas elevadas de incubação e linhas de amostragem prolongadas aumentam o tempo de residência e distorcem o sinal registrado, especialmente para compostos reativos como sesquiterpenos9,11,12. Em conjunto, esses artefatos reduzem a magnitude do sinal e obscurecem a dinâmica temporal das emissões voláteis induzidas por ferimento, complicando assim a interpretação das respostas das plantas ao estresse.

Muitos estudos também interrompem a medição para ferir folhas fora da câmara. Essa interrupção desestabiliza o fluxo de gás, altera o momento do ferimento e reduz o controle sobre a precisão do corte13,14,15. Como resultado, os primeiros minutos após a lesão muitas vezes se perdem ou distorcem-se13, justamente quando as taxas de emissão atingem o pico e surgem padrões cinéticos característicos3,6,16,17. Algumas abordagens realizaram a excisão da folha dentro de câmaras de grande volume utilizando lâminas de teflon ou perfuradores mecânicos12,18,19. No entanto, essas configurações frequentemente provocaram instabilidade no vedamento, comprimentos de corte inconsistentes e incisões irregulares devido ao deslocamento do cortador ou diferenças na resistência da folha. O grande volume da câmara ainda atrasou a renovação do ar e ampliou o sinal de voláteis16. Juntos, esses limites experimentais impedem a caracterização precisa da dinâmica temporal das emissões induzidas por ferimento sob condições fisiológicas estáveis.

Para superar esses desafios, este estudo apresenta um protocolo de ferimento em tempo real dentro da câmara que integra um cortador de grau cirúrgico a um sistema de troca gasosa acoplado à espectrometria de massas com tempo de voo e transferência de prótons (PTR-TOF-MS). O protocolo permite o ferimento foliar sincronizado e a detecção de voláteis sob condições ambientais controladas, ao mesmo tempo em que mede simultaneamente os fluxos de voláteis e a troca gasosa com alta resolução temporal. Ao realizar a excisão foliar dentro da câmara de medição, o protocolo minimiza os atrasos de amostragem associados às abordagens convencionais, preserva a dinâmica temporal dos voláteis induzidos por ferimento que são rapidamente emitidos e ilustra um procedimento padronizado de corte em folhas com diferentes propriedades mecânicas. Essa resolução temporal permite a caracterização direta do início, do momento do pico e da cinética específica por espécie das emissões de voláteis induzidos por ferimento.

O protocolo foi avaliado utilizando três espécies com características anatômicas e fisiológicas contrastantes (Quercus rubra, Acer platanoides e Gossypium hirsutum) para demonstrar sua aplicabilidade em diversos tipos de folhas. A aplicação de condições idênticas de medição em todas as espécies demonstra que o protocolo pode resolver as dinâmicas de VOCs induzidos por ferimento ao longo de uma ampla variedade de padrões de emissão, minimizando ao mesmo tempo a variabilidade experimental. A abordagem é amplamente aplicável a estudos que exigem medidas de alta resolução temporal de VOCs induzidos por ferimento em condições ambientais controladas. Em conjunto, essas características fornecem uma estrutura padronizada para investigar respostas rápidas ao estresse em plantas e facilitam a aplicação do protocolo entre espécies e sistemas experimentais.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Todas as plantas foram cultivadas em condições de ambiente controlado em câmaras de crescimento. Os reagentes e o equipamento utilizados estão listados na Tabela de Materiais.

1. Construção e instalação do cortador de folhas dentro da câmara

  1. Construa um cortador de folhas rotativo projetado para se ajustar às dimensões internas (4 cm × 2 cm) da cabeça de medição padrão.
  2. Fixe uma lâmina de barbear a uma haste de aço inoxidável (diâmetro de 1 mm) utilizando solda de prata para garantir estabilidade mecânica.
    CAUTION: As lâminas de barbear são extremamente afiadas. Use luvas resistentes a cortes durante o manuseio. Após o uso, descarte as lâminas de barbear de acordo com os procedimentos institucionais de segurança laboratorial para objetos cortantes. Realize a soldagem com prata em local com ventilação adequada e use proteção ocular.
  3. Insira a haste com a lâmina em uma agulha de seringa de aço inoxidável (diâmetro externo de 1,6 mm) para permitir rotação axial livre.
  4. Selar ambas as extremidades da agulha utilizando uma rolha de politetrafluoretileno (PTFE) de baixa emissão para manter condições herméticas, preservando a rotação.
  5. Monte um botão giratório manual na extremidade proximal da haste para permitir rotação controlada do cortador interno.
  6. Fixe dois suportes flexíveis feitos de chapa de latão mola (espessura de 0,2 mm) à superfície externa da agulha para prender o cortador à metade inferior da câmara.
  7. Realize uma incisão triangular na junta da câmara inferior para permitir a inserção da lâmina sem contato com a superfície da folha.
  8. Selar o ponto de inserção utilizando massa vedante de baixa emissão para evitar vazamento de gás.
    NOTE: Antes de prosseguir, verifique se a instalação do cortador não comprometeu a vedação da câmara. Confirme que a câmara fecha completamente, que o termopar permanece em contato com a superfície da folha e que o sistema de troca gasosa indica fluxo de ar estável, sem sinais de vazamento. Prossiga apenas após a confirmação de condições estáveis na câmara. Escolha o comprimento da lâmina para produzir um corte de aproximadamente 10 mm. A mecânica integrada de corte e sua posição dentro da câmara de folha são mostradas na Figura 1B.

Configuração de amostragem de cromatografia gasosa-espectrometria de massas (GC-MS) para análise química; porta do PTR-TOF-MS.
Figura 1: Sistema modificado de troca gasosa com cortador de folhas integrado na câmara e linhas de amostragem de voláteis.​  (A) Visão geral do sistema modificado de troca gasosa, mostrando a porta de amostragem do PTR-TOF-MS e a linha de amostragem do GC–MS posicionada próxima à saída da câmara para coleta de compostos voláteis. (B) Vista ampliada da câmara aberta, mostrando o mecanismo de corte integrado e a região onde a folha é posicionada durante o ferimento. O cortador é integrado hermeticamente à câmara, permitindo o ferimento da folha sem abrir o compartimento durante a medição. Essa configuração permite o monitoramento em tempo real das emissões de voláteis e da troca gasosa sob condições ambientais controladas. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

2. Configuração dos caminhos de amostragem de compostos voláteis

  1. Instale uma peça em T de teflon (diâmetro interno de 1/16″ ou 1/8″) adjacente à saída da câmara (Figura 1A) para minimizar o comprimento do tubo entre a câmara e o analisador de compostos voláteis.
  2. Conecte a saída ao sistema de coleta de COVs utilizando tubos inertes (por exemplo, FEP ou PTFE; diâmetro interno de 1,6 mm). Instale a peça em T imediatamente adjacente à saída da câmara para manter o tubo entre a câmara e o analisador de voláteis o mais curto possível, minimizando assim o volume interno, o tempo de residência e as perdas por adsorção.
  3. Mantenha o fluxo de ar na câmara em 750 µmol s-1.
    NOTA: Tubos inertes curtos reduzem a adsorção e o tempo de residência de compostos reativos.

3. Preparação do material vegetal

  1. Cultive Quercus rubra, Acer platanoides e Gossypium hirsutum em câmara de ambiente controlado a 25 °C durante o dia / 20 °C à noite, 60% de umidade relativa, intensidade luminosa de 1000 µmol m-2 s-1 e fotoperíodo de 16 h/8 h durante 4 meses.
  2. Mantenha as plantas sob concentração atmosférica ambiente de CO2 (~430 ppm) durante todo o experimento.
  3. Regue todas as plantas a cada dois dias até que o solo atinja a capacidade de campo.
  4. Selecione folhas totalmente expandidas e não senescentes para experimentos em estágio de desenvolvimento comparável.

4. Experimentos de ferimento foliar e coleta de COVs

  1. Feche a folha e defina as condições ambientais
    1. Feche uma folha totalmente expandida e ainda presa na cubeta equipada com o cortador interno.
    2. Defina a temperatura do bloco para 25 °C, a umidade relativa do ar para 60%, a intensidade da luz ativa para 1000 µmol m-2 s-1 (90% vermelha, 10% azul) e o fluxo de ar para 750 µmol s-1.
    3. Permita que a folha se aclimate às condições ambientais selecionadas até que sejam alcançados valores em estado estacionário de assimilação líquida de CO2, condutância estomática e sinais de compostos orgânicos voláteis (COVs) de base, geralmente dentro de 20–30 min após o fechamento da folha.
  2. Realize monitoramento de trocas gasosas, fluorescência e COVs
    1. Inicie medições simultâneas de trocas gasosas e COVs com resolução de 1 Hz.
    2. Após concluir as medições de trocas gasosas, registre o rendimento de fluorescência em estado estacionário (Fs) e, em seguida, aplique um pulso saturante (8000 µmol m-2 s-1, 0,6 s) via o fluorímetro da câmara (3055-FL) para determinar o rendimento máximo de fluorescência (Fm′) em folhas adaptadas à luz.
    3. Desligue a luz ativa e deixe a folha em escuro por 20 min.
    4. Registre a taxa de respiração foliar no escuro.
    5. Meça a fluorescência inicial (F₀) usando uma luz de medição modulada fraca (0,03 µmol m-2 s-1), seguida por um pulso saturante para obter a fluorescência máxima em folhas adaptadas ao escuro (Fm).
    6. Ligue novamente a luz ativa.
    7. Continue as medições de COVs e trocas gasosas nas mesmas condições ambientais até que a linha de base pré-corte esteja estável.
      ​OBSERVAÇÃO: Antes do corte, confirme que as condições ambientais selecionadas permanecem estáveis e que a assimilação líquida de CO₂, a transpiração e os sinais de COVs de base atingiram valores em estado estacionário. Prossiga apenas após essas condições terem sido mantidas nas configurações de medição escolhidas.
  3. Corte da folha e coleta de COVs
    1. Insira o primeiro cartucho de COVs na linha de saída e conecte-o a uma bomba portátil de amostragem de ar com fluxo constante. Passe o ar da câmara através do cartucho a uma taxa constante de 200 mL min-1. Utilize um cartucho adsorvente de aço inoxidável com múltiplas camadas (10,5 cm de comprimento, 3 mm de diâmetro interno), adequado para captura de voláteis C3–C17, preenchido com Carbotrap C 20/40 mesh (0,2 g), Carbopack B 40/60 mesh (0,1 g) e Carbotrap X 20/40 mesh (0,1 g), dispostos da menor para a maior força de adsorção no sentido do fluxo de amostragem.
      ​OBSERVAÇÃO: Antes da amostragem, condicione os cartuchos passando hélio de alta pureza através deles a 200 mL min-1 por 3 h a 250 °C. A coleta em cartuchos permite análise posterior por GC-MS para identificação de compostos, quando exigido pelos objetivos experimentais. Embora a coleta em cartuchos faça parte do fluxo de trabalho descrito aqui, os resultados representativos apresentados neste estudo foram obtidos por medições contínuas com PTR-TOF-MS. Escolha o adsorvente de acordo com a faixa de volatilidade e polaridade dos COVs-alvo, bem como com as condições de amostragem.
    2. Colete COVs pré-corte por 15 min a 200 mL min-1.
    3. Substitua o cartucho e colete COVs por 2 min.
    4. Gire o cortador interno 360° para excisar a folha sem abrir a câmara e retorne a lâmina à sua posição inicial.
      OBSERVAÇÃO: Posicione a folha dentro da câmara de modo que o corte seja feito na lâmina fechada, mantendo o selamento completo da câmara. Sempre que permitido pelo tamanho e morfologia da folha, evite cortar a nervura principal e mantenha a posição do corte tão consistente quanto possível entre as amostras. Danos à nervura principal podem aumentar substancialmente as emissões de voláteis induzidas por ferimento; portanto, a colocação consistente do ferimento melhora a reprodutibilidade experimental5.
      CAUTELA: Certifique-se de que a câmara esteja completamente selada antes do corte.
    5. Continue a coleta de COVs com o mesmo cartucho por 13 min.
    6. Insira um terceiro cartucho e colete COVs por 15 min.
    7. Opere o PTR-TOF-MS continuamente durante todos os períodos para detecção em tempo real.
      OBSERVAÇÃO: Antes e após cada medição em planta, colete uma amostra de fundo com a câmara vazia nas mesmas condições ambientais. Utilize essas medições de fundo para correção da linha de base dos dados de emissão de COVs durante a análise.

5. Detecção de voláteis e operação do instrumento

  1. Defina a temperatura da entrada e do tubo de deriva do PTR-TOF-MS como 80 °C, fluxo de entrada de 100 mL min-1, fluxo de vapor d'água de 4,0 mL min-1, corrente iônica de 4,0 mA, pressão da câmara de derivação de 2,1 mbar, razão de densidade do campo do tubo de derivação de 115 Td e pressão do módulo TOF-MS de 1,2 × 10-7 mbar.
  2. Registre os sinais voláteis com uma resolução temporal de 1 Hz e um intervalo de amostragem de 400 ps.
  3. Calibre o PTR-TOF-MS antes de cada experimento utilizando uma mistura padrão de gás certificada contendo VOCs representativos das principais classes de voláteis vegetais. Processe os dados de calibração e calcule as concentrações de VOCs usando o software PTR-MS Viewer, seguindo os procedimentos descritos13,16.

6. Análise offline por GC-MS de amostras de cartucho

NOTA: O procedimento a seguir descreve a análise off-line de amostras de cartucho coletadas durante o fluxo de trabalho descrito acima. A análise por GC-MS fornece identificação complementar de compostos, enquanto os resultados representativos apresentados neste estudo são baseados em medições contínuas por PTR-TOF-MS.

  1. Desorver termicamente as cartuchas utilizando uma unidade automatizada de desorção térmica acoplada a um sistema de CG-EM, seguindo o procedimento descrito por Kännaste et al.20.
  2. Identificar os compostos por comparação com padrões autênticos e com a biblioteca espectral de massas do NIST. Realizar a detecção por espectrometria de massas utilizando ionização por impacto eletrônico (70 eV) e confirmar as identidades dos compostos comparando os tempos de retenção e os espectros de massas com padrões autênticos, quando disponíveis.
    NOTA: A amostragem com cartuchas segue o protocolo modificado de Kännaste et al.20 para captura de voláteis C3–C17.

7. Análise de dados

  1. Subtraia o fundo da câmara vazia de todos os traços de emissão antes da análise. Defina a linha de base pré-lesão para cada massa monitorada como o sinal médio durante um intervalo fixo imediatamente antes do corte.
  2. Utilize o momento do corte como ponto de referência comum para todas as massas monitoradas. Determine o início da emissão como o primeiro aumento detectável no sinal de COV corrigido pela linha de base após o corte da folha.
    NOTA: O início da emissão foi definido como o primeiro aumento consecutivo acima da linha de base pré-lesão que se manteve na fase ascendente da explosão de emissão, excluindo assim flutuações isoladas atribuíveis ao ruído instrumental.
  3. Calcule o tempo até o pico como o intervalo entre o momento do corte e o sinal máximo de emissão. Calcule a inclinação máxima da explosão de emissão a partir da primeira derivada do sinal corrigido pela linha de base, utilizando a média das inclinações progressiva e regressiva entre pontos de dados adjacentes13. Defina a magnitude do pico como o valor máximo de emissão observado durante a explosão.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Para avaliar se a posição da amostragem de voláteis influencia a detecção do sinal, comparamos duas configurações utilizando injeções controladas de gás na câmara foliar. Em uma configuração, os voláteis foram amostrados diretamente na saída da câmara de troca gasosa modificada (Figura 1). Em contraste, na outra, o ar passava pelos tubos do analisador de troca gasosa antes de atingir o detector. O registro simultâneo de ambos os sinais permitiu a comparação direta de suas dinâmicas temporais...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

O protocolo apresentado aqui permite a análise de alta resolução temporal das emissões voláteis induzidas por ferimento sob condições experimentais controladas. Ao integrar o evento de corte diretamente na câmara foliar e monitorar continuamente os sinais voláteis (Figura 1), o sistema capta a resposta de emissão sem as distorções introduzidas por amostragem tardia, abertura da câmara ou manipulação da folha fora do conjunto de medição. Essas perturbações podem alterar tanto o momento aparen...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

Agradecimentos

Agradecemos o financiamento do Conselho de Pesquisa da Estônia (PRG2207) e do Ministério da Educação e Pesquisa da Estônia (Centro de Excelência Agro-CropFuture, “Agroecologia e novas culturas em climas futuros”, TK200U1).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Sistema GC-MS com desorvedor térmico TD-20ShimadzuGCMS-QP2010 Plus; TD-20Sistema GC-MS com desorvedor térmico TD-20. www.shimadzu.com
Sistema de troca gasosa GFS-3000Walz GmbHGFS-3000Medições de troca gasosa foliar. www.walz.com
Hélio de alta pureza (99,999%)Fornecedor localN/AUtilizado para condicionamento do cartucho adsorvente e desorção térmica em GC-MS. www.airliquide.com (ou fornecedor equivalente).
Padrão de calibração de isoprenoSigma-Aldrich Chemie GmbHCustomPadrão personalizado de calibração de isopreno (3,43 ppm). www.sigmaaldrich.com
Mastique selante de baixa emissãoFornecedor localN/AUtilizado para selar o ponto de inserção do cortador na câmara.
Cartucho adsorvente multicamada de aço inoxidávelSupelcoCustomComprimento de 10,5 cm × diâmetro interno de 3 mm; preenchido com Carbotrap C (0,2 g, malha 20–40), Carbopack B (0,1 g, malha 40–60) e Carbotrap X (0,1 g, malha 20–40). Utilizado para identificação opcional off-line de COVs por GC-MS. www.sigmaaldrich.com
Bomba portátil de amostragem de ar com fluxo constanteSKC Inc.210-1003MTXBomba portátil de amostragem de ar com fluxo constante.
Espectrômetro de massas PTR-TOF 8000Ionicon Analytik GmbHPTR-TOF 8000Detecção de COVs. www.ionicon.com
Fio de solda prateadaFornecedor localN/AUtilizado para fixar uma lâmina de barbear a uma haste de aço inoxidável.
Chapa de latão flexível (0,2 mm de espessura)Fornecedor localN/ASuportes flexíveis utilizados para fixar o cortador.
Haste de aço inoxidável (1 mm de diâmetro)Fornecedor localN/AHaste de suporte do cortador.
Agulha de seringa de aço inoxidável (1,6 mm de diâmetro externo)Fornecedor localN/ACarcaça para lâmina de corte rotativa.
Tampões de teflonFornecedor localN/AUtilizados para selar a carcaça do cortador permitindo a rotação.
Conector em T de teflonFornecedor localN/AInstalado próximo à saída da câmara para reduzir o comprimento do tubo.
Tubos de teflon (FEP ou PTFE)Fornecedor localN/ALinha de amostragem de COVs entre a câmara e os detectores.
Mistura gasosa de calibração de COVsIonimed GmbHCustom1 ppm de cada composto em N2; utilizada para calibração do PTR-TOF-MS. www.ionimed.com

Referências

  1. Bergman ME, Huang XQ, Baudino S, Caissard JC, Dudareva N. Plant volatile organic compounds: emission and perception in a changing world. Curr Opin Plant Biol. 2025;85:102706.
  2. Luo R, Lun X, Gao R, Wang L, Yang Y, Su X, et al. A review of biogenic volatile organic compounds from plants: research progress and future prospects. Toxics. 2025;13(5):1-35.
  3. Molleman F, Mandal M, Sokół-Łętowska A, Walczak U, Volf M, Mallick S, et al. Simulated herbivory affects the volatile emissions of oak saplings, while neighbourhood affects flavan-3-ols content of their leaves. J Chem Ecol. 2024;50(5-6):250-261.
  4. Huang PC, Berg-Falloure KM, Gao X, Meeley R, Kolomiets MV. Pentyl leaf volatiles promote insect and pathogen resistance via enhancing ketol-mediated defense responses. Plant Physiol. 2025;197(2):1-18.
  5. Portillo-Estrada M, Niinemets Ü. Massive release of volatile organic compounds due to leaf midrib wounding in Populus tremula. Plant Ecol. 2018;219(9):1021-1028.
  6. Engelberth M, Engelberth J. Leaf developmental stages strongly modulate indole emissions in response to simulated insect herbivory. Plants (Basel). 2025;14:3761.
  7. Matsui K. How and why plants came to smell green: the origins, biosynthesis, and roles of green leaf volatiles. J Exp Bot. 2025;76:1-14.
  8. Waterman JM, Cazzonelli CI, Hartley SE, Johnson SN. Simulated herbivory: the key to disentangling plant defence responses. Trends Ecol Evol. 2019;34(5):447-458.
  9. Tholl D, Boland W, Hansel A, Loreto F, Röse USR, Schnitzler JP. Practical approaches to plant volatile analysis. Plant J. 2006;45(4):540-560.
  10. Ormeño E, Goldstein A, Niinemets Ü. Extracting and trapping biogenic volatile organic compounds stored in plant species. TrAC Trends Anal Chem. 2011;30(7):978-989.
  11. Chang YY, Huang YM, Chang HT. Using headspace gas chromatography-mass spectrometry to investigate the volatile terpenoids released from the Liquidambar formosana leaf and its essential oil. Forests. 2024;15(9):1-12.
  12. Niinemets Ü, Kuhn U, Harley PC, Staudt M, Arneth A, Cescatti A, et al. Estimations of isoprenoid emission capacity from enclosure studies: measurements, data processing, quality and standardized measurement protocols. Biogeosciences. 2011;8(8):2209-2246.
  13. Portillo-Estrada M, Kazantsev T, Talts E, Tosens T, Niinemets Ü. Emission timetable and quantitative patterns of wound-induced volatiles across different leaf damage treatments in aspen (Populus tremula). J Chem Ecol. 2015;41(12):1105-1117.
  14. Waterman JM, Cofer TM, Von Laue OM, Mateo P, Wang L, Erb M. Leaf size determines damage- and herbivore-induced volatile emissions in maize. Plant Cell Environ. 2025;48(5):3766-3777.
  15. Yuan Y, Mao Y, Yuan H, Guo M, Zhou G, Niinemets Ü, et al. Impacts of mechanical injury on volatile emission rate and composition in 45 subtropical woody broad-leaved storage and non-storage emitters. Plants (Basel). 2025;14(5):1-40.
  16. Rasulov B, Talts E, Niinemets Ü. A novel approach for real-time monitoring of leaf wounding responses demonstrates unprecedentedly fast and high emissions of volatiles from cut leaves. Plant Sci. 2019;283:256-265.
  17. Portillo-Estrada M, Okereke CN, Jiang Y, Talts E, Kaurilind E, Niinemets Ü. Wounding-induced VOC emissions in five tropical agricultural species. Molecules. 2021;26(9):1-20.
  18. Mithöfer A, Wanner G, Boland W. Effects of feeding Spodoptera littoralis on lima bean leaves. II. Continuous mechanical wounding resembling insect feeding is sufficient to elicit herbivory-related volatile emission. Plant Physiol. 2005;137(3):1160-1168.
  19. Brilli F, Ruuskanen TM, Schnitzhofer R, Müller M, Breitenlechner M, Bittner V, et al. Detection of plant volatiles after leaf wounding and darkening by proton transfer reaction time-of-flight mass spectrometry (PTR-TOF). PLoS One. 2011;6(5):e20419.
  20. Kännaste A, Copolovici L, Niinemets Ü. Gas chromatography-mass spectrometry method for determination of biogenic volatile organic compounds emitted by plants. In: Rodríguez-Concepción M, editor. Plant Isoprenoids Methods and Protocols. New York (NY): Humana Press; 2014. p. 161-169.
  21. Schaub A, Blande JD, Graus M, Oksanen E, Holopainen JK. Real-time monitoring of herbivore-induced volatile emissions in the field. Physiol Plant. 2010;138(2):123-133.
  22. Fall R, Karl T, Hansel A, Jordan A, Lindinger W. Volatile organic compounds emitted after leaf wounding: on-line analysis by proton-transfer-reaction mass spectrometry. J Geophys Res Atmos. 1999;104(D13):15963-15974.
  23. Kaur D, Schedl A, Lafleur C, Martinez Henao J, van Dam NM, Rivoal J, et al. Arabidopsis transcriptomics reveals the role of Lipoxygenase2 (AtLOX2) in wound-induced responses. Int J Mol Sci. 2024;25(11):5898.
  24. Gentner DR, Ormeño E, Fares S, Ford TB, Weber R, Park JH, et al. Emissions of terpenoids, benzenoids, and other biogenic gas-phase organic compounds from agricultural crops and their potential implications for air quality. Atmos Chem Phys. 2014;14(11):5393-5413.
  25. Harley P, Deem G, Flint S, Caldwell M. Effects of growth under elevated UV-B on photosynthesis and isoprene emission in Quercus gambelii and Mucuna pruriens. Glob Chang Biol. 1996;2(2):149-154.
  26. Lobo-do-Vale R, Schenk HJ, Kübert A, Lintunen A. Gas phase in plants: integrating physiology, ecology and environmental sciences. Tree Physiol. 2026;46(13):1-4.
  27. Niinemets Ü. Whole plant photosynthesis. In: Flexas J, Loreto F, Medrano H, editors. Terrestrial Photosynthesis in a Changing Environment A Molecular Physiological and Ecological Approach. Cambridge: Cambridge University Press; 2012. p. 399-423.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Explorar mais artigos

Compostos Orgânicos VoláteisVOCs Induzidos por FerimentosMonitoramento em Tempo RealSinalização de Estresse VegetalPTR-TOF-MSDefesa de PlantasInterações Planta-Atmosfera

Este artigo foi publicado

Vídeo em breve

Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.