Técnica Percutânea Guiada por Imagem para Medição Direta da Pressão Pleural em um Modelo Suíno

Resumo

Este protocolo descreve uma técnica percutânea minimamente invasiva para a inserção de cateteres pleurais anteriores e posteriores em suínos, permitindo a medição direta da pressão pleural regional sem toracotomia.

Resumo

A medição da pressão pleural permite avaliação fisiológica avançada, incluindo a partição da mecânica do sistema respiratório em componentes pulmonar e da parede torácica, o cálculo da pressão transpulmonar e a quantificação de gradientes regionais de pressão pleural. Essas informações são essenciais para otimizar a ventilação mecânica, avaliar o impacto de alterações na fisiologia da parede torácica e avançar pesquisas translacionais em lesão pulmonar. No entanto, as técnicas atuais para medição direta da pressão pleural frequentemente exigem implante cirúrgico com abertura torácica de transdutores de pressão pleural por meio de toracotomia, procedimento demorado, de alto risco e que pode comprometer a mecânica da parede torácica. Para superar essas limitações, desenvolvemos uma técnica minimamente invasiva, percutânea e guiada por imagem para colocação de cateter pleural. O procedimento foi realizado em suínos anestesiados e ventilados mecanicamente. Com orientação por ultrassom, uma agulha de Tuohy foi avançada até o espaço pleural, e um pequeno pneumotórax artificial (50–100 mL de oxigênio) foi criado para separar as camadas pleurais. Sobre um fio-guia, um introdutor de bainha de 9 Fr foi posicionado, permitindo o avanço de um cateter com balonete até a pleura anterior. Em seguida, o animal foi posicionado em decúbito semiprono, e um segundo cateter foi inserido dorsalmente após aumento do mesmo pneumotórax com mais 50–100 mL de oxigênio. A colocação foi confirmada por meio de tomografia computadorizada (TC) e traçados fisiológicos. Após a evacuação do pneumotórax e reexpansão pulmonar, a posição foi verificada por imagem. O posicionamento bem-sucedido dos cateteres anterior e posterior foi alcançado em 16 dos 20 animais (80%), o que comprova a viabilidade do procedimento. Os procedimentos sem sucesso ocorreram devido a pneumotórax não intencional durante o acesso pleural anterior ou posicionamento incorreto do cateter anterior fora da região ventral-alvo. Este método oferece uma abordagem menos invasiva e reprodutível para monitoramento direto da pressão pleural regional em modelos de grandes animais. Ao evitar acesso cirúrgico, essa técnica percutânea guiada por imagem é particularmente adequada para protocolos experimentais que investigam mecânica respiratória, fisiologia pulmonar e da parede torácica e ventilação mecânica em pesquisas translacionais.

Introdução

A pressão pleural tem sido amplamente utilizada em estudos experimentais como um indicador-chave da mecânica da parede torácica, ajudando a descrever o comportamento particionado do sistema respiratório e sua interação com o pulmão durante a ventilação mecânica¹. Essa variável é essencial para o cálculo da pressão transpulmonar, que representa o determinante primário da tensão pulmonar². Em lesão pulmonar, a pressão pleural também pode ajudar a descrever a mecânica no final da expiração e fornecer informações sobre o gradiente de pressão superposta, um fenômeno associado à carga atuante nas regiões pulmonares dependentes^3,4. Essa distribuição regional de pressão cria diferenças ventro-dorsais na pressão pleural e transpulmonar, que durante a ventilação mecânica controlada são determinadas principalmente pela carga gravitacional e pela gravidade da lesão pulmonar, enquanto durante a respiração espontânea ou assistida, podem ser ainda amplificadas pela atividade regional dos músculos inspiratórios⁵.

A monitorização direta da pressão pleural não é realizada na prática clínica porque o procedimento é invasivo demais para ser considerado seguro. Por esse motivo, a pressão esofágica (Pes) é comumente utilizada como o melhor substituto da pressão pleural⁶. No entanto, a Pes é influenciada por diversos fatores que podem afetar sua precisão, incluindo a posição do cateter, a transmissão da pressão avaliada pela razão de Baydur e o modo de ventilação⁷. O balão esofágico está localizado dentro de uma estrutura complacente, e seu sinal é modificado tanto pela parede esofágica quanto pelos órgãos mediastinais adjacentes. Mesmo pequenas alterações na profundidade ou alinhamento do cateter podem mudar a pressão medida ou a amplitude das suas flutuações tidais⁸. Além disso, a Pes reflete principalmente a pressão pleural média a dorsal, tornando-a menos representativa das regiões ventrais e do ambiente pleural geral em lesões pulmonares heterogêneas⁹.

Por essas razões, a medição direta da pressão pleural permanece a abordagem padrão-ouro em fisiologia translacional e experimental¹⁰. Vários dispositivos têm sido utilizados para a medição direta da pressão pleural. Sensores pleurais do tipo wafer são frequentemente usados em modelos experimentais^11,12, e, em alguns estudos, cateteres com balão esofágico também foram introduzidos no espaço pleural para registrar diretamente a pressão pleural^13,14. Apesar da disponibilidade de diferentes ferramentas para medição direta da pressão pleural, sua inserção tradicionalmente exigia toracotomia aberta ou acesso toracoscópico. Essas abordagens são invasivas, requerem expertise cirúrgica avançada, prolongam o preparo do procedimento e interrompem a mecânica normal da parede torácica, alterando significativamente as condições fisiológicas sob investigação.

Neste artigo de método, apresentamos uma nova técnica percutânea para colocar cateteres com balão esofágico no espaço pleural de suínos, visando o monitoramento direto e regional da pressão pleural. Essa abordagem é minimamente invasiva e não requer toracotomia nem treinamento cirúrgico avançado. O acesso pleural anterior é realizado utilizando uma técnica padrão de punção guiada por ultrassom, enquanto a imagem de tomografia computadorizada (TC) é usada para confirmar a colocação do fio-guia e do cateter intrapleurais e auxiliar no planejamento do acesso pleural posterior. O método permite a colocação de cateteres em diferentes regiões da cavidade pleural para avaliação regional da mecânica respiratória particionada. A técnica tem como objetivo reduzir a complexidade e o risco do procedimento, ao mesmo tempo que preserva gravações de alta fidelidade da pressão pleural para pesquisas fisiológicas e translacionais.

Protocolo

Após a aprovação do Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (2020I000073) no Massachusetts General Hospital, Boston, MA, os experimentos foram realizados de março a novembro de 2025 em 20 porcos Yorkshire saudáveis com peso entre 30–40 kg.

ATENÇÃO: Este protocolo cria intencionalmente um pneumotórax e utiliza oxigênio a 100%. Realize o procedimento sob monitorização fisiológica contínua por pessoal treinado em anestesia de grandes animais e acesso pleural, e elimine fontes de ignição durante a insuflação de oxigênio.

1. Preparação dos animais

1. Sedate o animal com tiletamina–zolazepam intramuscular (4,4 mg/kg), xilazina (2,2 mg/kg) e atropina (0,04 mg/kg).
2. Estabeleça acesso intravenoso e administre fentanil (2 µg/kg) e propofol (2 mg/kg) por via intravenosa para permitir intubação endotraqueal segura.
3. Intube o animal e confirme a correta colocação da via aérea verificando expansão torácica bilateral, sons respiratórios bilaterais e presença de uma onda consistente de CO₂ ao final da expiração.
4. Inicie ventilação controlada por volume (VCV) com fração de oxigênio inspirado (FiO₂) de 0,4, volume corrente de 10 mL/kg, pressão positiva ao final da expiração (PEEP) de 5 cmH₂O e frequência respiratória de 15–20 respirações/min. Ajuste a frequência respiratória para manter o CO₂ ao final da expiração entre 35 e 45 mmHg.
5. Mantenha anestesia e analgesia contínuas durante todo o procedimento com propofol intravenoso (10 mg∙kg^-1∙h^-1) e fentanil (5 µg∙kg^-1∙h^-1). Antes da administração de bloqueio neuromuscular, confirme profundidade anestésica adequada avaliando relaxamento da mandíbula, ausência de reflexo palpebral, ausência de resposta de retirada ao aperto interdigital ou no casco e ausência de resposta hemodinâmica à estimulação. Após o bloqueio neuromuscular, monitore a adequação anestésica utilizando variáveis fisiológicas, incluindo frequência cardíaca, pressão arterial e ausência de respostas autonômicas à estimulação do procedimento. Aplique pomada oftálmica após a indução da anestesia para prevenir o ressecamento da córnea.
6. Monitore continuamente frequência cardíaca, pressão sanguínea, saturação de oxigênio, CO₂ ao final da expiração e pressões das vias aéreas. Mantenha a frequência cardíaca entre 70 e 140 batimentos/min, pressão arterial média acima de 60 mmHg, saturação de oxigênio acima de 92%, CO₂ ao final da expiração entre 35 e 45 mmHg e pressão máxima nas vias aéreas abaixo de 35 cmH₂O sempre que possível.
7. Administre um agente bloqueador neuromuscular (pancurônio 0,1 mg∙kg^-1∙h^-1) e confirme a ausência de atividade respiratória espontânea antes de iniciar o acesso pleural.

2. Preparação do equipamento

1. Prepare o equipamento estéril necessário para acesso pleural guiado por ultrassom e colocação de cateter, conforme listado na Tabela de Materiais.
2. Depile, limpe e prepare as superfícies torácicas anterior e posterior em condições estéreis.

3. Acesso pleural percutâneo anterior

1. Posicione o animal em posição supina com uma leve rotação para o lado oposto ao local planejado para a inserção do cateter pleural anterior.
2. Identifique a linha esternal e a cúpula diafragmática utilizando ultrassom.
3. Identifique a cúpula diafragmática por meio de ultrassom, depois mova aproximadamente 5 cm lateralmente e 5 cm cranialmente a partir da linha média ao nível do diafragma para selecionar o local da punção anterior.
4. Visualize o espaço pleural anterior com a sonda de ultrassom.
5. Insira a agulha de Tuohy com auxílio de ultrassom na margem superior da costela inferior do espaço intercostal selecionado, com a curvatura orientada para cima.
6. Avance a agulha em direção à pleura parietal sob orientação de ultrassom em tempo real, utilizando uma abordagem em plano.
7. Aplicar pressão positiva suave à seringa enquanto avança 1–2 mm adicionalmente durante uma manobra de pausa ao final da expiração, até que uma súbita perda de resistência indique a entrada no espaço pleural.
8. Injecte aproximadamente 50–100 mL de oxigênio a 100% para criar um pequeno pneumotórax artificial anterior. Ajuste o volume final de oxigênio com base nos achados de tomografia computadorizada da expansão do pneumotórax e separação pleural.
9. Insira o fio-guia com mola através da agulha e remova a agulha.
10. Realize uma tomografia computadorizada para confirmar a colocação correta do fio-guia dentro do espaço pleural, que está ampliado e claramente delimitado pelo pneumotórax artificial.
11. Após a confirmação por tomografia, realize uma pequena incisão na pele no local de entrada do fio.
12. Avance um introdutor de 9 Fr sobre o fio-guia utilizando a técnica de Seldinger.
13. Remova o fio-guia e insira o cateter com balão esofágico na cavidade pleural anterior através do introdutor.
14. Infle o balão com o volume de enchimento ideal, determinado a partir de uma curva pressão-volume (PV) do balão in vivo¹⁵, para garantir a expansão adequada do balão e transmissão confiável da pressão.
15. Conecte o cateter com balão a um transdutor de pressão diferencial externo utilizando um sistema de transmissão de pressão preenchido com ar.
16. Zere o transdutor de pressão em relação à pressão atmosférica antes de conectar o cateter para garantir medições precisas de pressão.
17. Conecte o transdutor de pressão a um sistema de aquisição de dados e adquira os sinais de pressão utilizando software de aquisição de dados.
18. Adquira todos os sinais de pressão com uma frequência de amostragem de 1.000 Hz, sem filtragem digital adicional. Inicie o registro quando for observado um traçado de pressão estável.

4. Acesso pleural percutâneo posterior

1. Reposicione o animal em posição semiprona para promover a migração dorsal do ar intrapleural.
2. Injecte um volume adicional de 50–100 mL de oxigênio a 100% através do cateter anterior para aumentar o pneumotórax dorsal e facilitar o acesso posterior.
3. Realize uma tomografia computadorizada para confirmar a migração dorsal do pneumotórax artificial e identificar a área ideal para punção posterior.
4. Marque no tecido cutâneo o local da punção posterior, na metade do caminho entre os processos espinhosos e a linha axilar posterior.
5. Insira a agulha de Tuohy perpendicularmente na margem superior da costela inferior do espaço intercostal selecionado, acoplando uma seringa vazia para aspiração contínua.
6. Avance a agulha durante uma manobra de pausa ao final da expiração através dos planos musculares, aspirando continuamente até obter ar, confirmando a entrada no pneumotórax dorsal.
7. Insira o guia metálico com mola e remova a agulha.
8. Realize uma tomografia computadorizada para confirmar a colocação correta do fio guia dentro do espaço pleural, que está ampliado e claramente delimitado pelo pneumotórax artificial.
9. Após a confirmação por tomografia computadorizada, realize uma pequena incisão cutânea no local de entrada do fio.
10. Avance o introdutor de 9 Fr sobre o fio guia utilizando a técnica de Seldinger.
11. Remova o fio guia e insira o segundo balão esofágico na cavidade pleural dorsal através do introdutor.
12. Infle o balão com o volume de enchimento ideal, determinado a partir de uma curva de pressão-volume (PV) in vivo do balão, para garantir a expansão adequada do balão e a transmissão confiável da pressão.
13. Conecte o cateter ao transdutor de pressão diferencial e verifique a morfologia correta da onda pleural no monitor.

5. Posicionamento final e monitoramento

1. Verifique se os parâmetros do ventilador (volume corrente, fluxo inspiratório e pressão das vias aéreas) e os valores hemodinâmicos permanecem estáveis durante e após a colocação do cateter.
2. Drene o pneumotórax através dos introdutores posterior e anterior aspirando suavemente o ar intrapleural com uma seringa de 50 mL até que não haja resistência ao dreno. Evite criar pressão negativa excessiva dentro do espaço pleural.
3. Fixe ambos os cateteres com balão esofágico à pele com fita adesiva e, em seguida, remova cuidadosamente ambos os introdutores de 9 Fr para prevenir o deslocamento do cateter.
4. Realize uma tomografia computadorizada para avaliar a presença de pneumotórax residual. Se houver pneumotórax residual, posicione o animal em decúbito prono e reduza a FiO₂ para 0,25, se clinicamente tolerável, para promover a reabsorção de oxigênio.
5. Confirme a ausência de vazamento nas vias aéreas ou pleural comparando os volumes correntes inspirados e expirados e realizando uma pausa inspiratória. Verifique uma pressão de platô estável e o retorno do fluxo a zero.
6. Reavalie as formas de onda da pressão pleural anterior e posterior após a remoção dos introdutores. Confirme que a morfologia esperada da forma de onda permanece estável; caso ela se altere, não inicie o registro até que a posição do cateter e a estabilidade da forma de onda sejam reavaliadas.
7. Inicie o registro simultâneo da pressão pleural anterior e posterior somente após confirmar a evacuação ou reabsorção do pneumotórax, ventilação e hemodinâmica estáveis, ausência de vazamento contínuo e formas de onda da pressão pleural estáveis.
8. Ajuste a ventilação mantendo o volume corrente em 10 mL/kg e reduzindo a PEEP de 5 para 3 cmH₂O. Os valores da pressão pleural no final da expiração foram obtidos durante uma manobra estável de pausa no final da expiração, conforme mostrado na Figura 1.
9. No final de cada protocolo experimental, enquanto os animais permaneciam sob anestesia geral, a eutanásia foi realizada pela administração intravenosa de KCl (solução a 7%, 2 mL/kg).

Resultados

A colocação de cateter pleural utilizando a técnica percutânea foi tentada em 20 suínos (Tabela 1). Em 17 animais, um total de 34 cateteres pleurais (17 anteriores e 17 posteriores) foram inseridos. Desses, 33 cateteres (97%) alcançaram a região pleural pretendida, enquanto um cateter anterior entrou na cavidade pleural, mas não alcançou a localização ventral alvo. Assim, a colocação regional correta de ambos os cateteres anteriores e posteriores foi alcançada em 16 dos 17 animais nos quais a inserção do...

Discussão

Este protocolo percutâneo fornece um método prático e reprodutível para obter medições regionais da pressão pleural sem a necessidade de toracotomia ou acesso toracoscópico. Vários aspectos do procedimento são particularmente importantes para garantir o posicionamento bem-sucedido do cateter e gravações de pressão de alta fidelidade.

Um elemento fundamental da técnica é a punção anterior realizada com orientação direta por ultrassonografia torácica. O ultrassom é utilizado para visualizar clar...

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Fita adesiva	3M Tegaderm	1624W	Fixação do cateter antes do introdutor
Aparador de animais	3M Clipper	9661L	Remoção de pelos torácicos
Atropina (injetável)	Sparhawk Laboratories inc.	NDC:58005-354	Premedicação intramuscular
Scanner de tomografia computadorizada	NeuroLogica	Omnitom Elite PCD; 1-NL5100-060	Avaliação da posição do fio-guia/cateter e de pneumotórax;
Software de aquisição de dados	ADInstruments	LabChart Pro 8.1.31	Software de Aquisição em 1.000 Hz sem filtragem digital
Sistema de aquisição de dados	ADInstruments	ML865	Para a aquisição da pressão pleural
Transdutor de pressão diferencial	Harvard Apparatus / Hugo Sachs	73-3882	Transdutor de pressão para registro da pressão pleural
Toalha descartável de centro cirúrgico	Cardinal Health	CAT 28700-004	Preparação do campo estéril (Etapa 2.1)
ECG & monitor de oximetria de pulso	Mindray	BeneView T5	Monitoramento dos Parâmetros Vitais
Tubo endotraqueal, 7,0 mm	Teleflex Medical	REF 5-10314	Intubação endotraqueal
Cateter com balão esofágico	Cooper Surgical	REF 47-9005	Utilizado como cateter de pressão intrapleural (Etapa 2.1)
Fentanil (injetável)	Hikma	NDC 0641-6030-01	Analgésia intravenosa
Compressas (esterilizadas)	Medline	REF NON21430LF	Preparação do local (Etapa 2.1)
Guiador 0.025" × 33 cm	Teleflex Medical	REF AW-04025	Para a técnica de Seldinger (Passo 2.1)
Bomba de infusão	Smiths Medical	Medfusion 4000	Entrega contínua de anestésico
Bainha introduzidora, 9 Fr	Cordis	REF 402-609X	Para a inserção de cateter intrapleural (Passo 2.1)
Ventilador mecânico	Maquet – Getinge		Servo-I, ventilação controlada por volume
Pomada oftálmica	Lodi Veterinary Care	NDC 17033-211-38	Proteção da córnea após a indução da anestesia
Oxigênio 100% (grau médico)	Airgas	N/A	Para pneumotórax controlado
Pancurônio (injetável)	Selleck Chemicals	S2497	Bloqueio neuromuscular
Povidona–Solução de iodo	BICCA	CAT 3955-16	Antissepsia da pele
Propofol (injetável)	NorthStar	NDC 16714-977-01	Indução e manutenção
Circuito respiratório (circuito do ventilador)	Medline	REF NON026370	Circuito padrão
Bisturi nº 11	Bard-Parker	REF 372611	Para incisão da pele (Passo 2.1)
Campo estéril	Medline	REF MDT2168286	Preparação do campo estéril
Luvas estéreis (látex)	Biogel	REF 31280	Luvas protetoras estéreis
Gorro estéril	Halyard	REF 95121	Jaleco cirúrgico estéril
Seringas de 10 mL	Medline	REF SYR110010	Para aspiração/injeção (Etapa 2.1)
Seringas de 50 mL	BD	REF 309680	Para a aspiração de ar pleural (Etapa 2.1)
Tiletamina–zolazepam (injetável)	Virbac	NADA 71805-06	Telazol; sedação intramuscular
agulha de Tuohy, ecogênica 18G × 100 mm	Pajunk	REF 521185-31C	Para punção pleural (Passo 2.1)
Sonda de ultrassom (Butterfly iQ+)	Butterfly Network	950-20002-00	Utilizado com o aplicativo Butterfly iQ para iPad (Etapa 2.1)
Software/aplicativo de ultrassom	Butterfly Network	Butterfly iQ 2.46; iPad 11 iPadOS 26	Aplicativo Butterfly iQ para iPad
Xilazina (injetável)	Cronus Pharma	LLC