Artigo de método

Implementação Metodológica de Sistemas de Irradiação de Pequenos Animais para Estudos Pré-clínicos Guiados por Imagem

52 visualizações

⸱

DOI:

10.3791/71605

⸱

21 de agosto de 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Radiation Oncology, WashU Medicine

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este protocolo descreve a implementação metodológica de dois sistemas de irradiadores para pequenos animais destinados a estudos pré-clínicos de radiação com orientação por imagem. Ele detalha a configuração do sistema, fluxos de trabalho de imagem, procedimentos de planejamento do tratamento e considerações sobre a aplicação da irradiação, visando apoiar experimentos com pequenos animais reprodutíveis e clinicamente relevantes.

Resumo

A pesquisa radiobiológica pré-clínica é essencial para avançar na compreensão de como diferentes características na entrega da radiação influenciam as respostas biológicas e para otimizar estratégias de tratamento em diversos sítios-alvo. A precisão, reprodutibilidade e relevância translacional desses estudos dependem da implementação adequada de plataformas de irradiação de pequenos animais guiadas por imagem, que modelam com exatidão os fluxos de trabalho da radioterapia clínica. O presente artigo descreve a operação prática de dois sistemas amplamente adotados de radioterapia pré-clínica guiada por imagem, utilizados para irradiação de alta precisão em pequenos animais. Embora ambas as plataformas sejam projetadas para entregar radiação conformal com orientação por imagem, diferem em aspectos-chave de engenharia, incluindo especificações do tubo de raios X, distância da fonte ao eixo (SAD), colimação do feixe, mecanismos de blindagem, geometria mecânica e software de planejamento de tratamento. Essas diferenças influenciam a configuração do sistema, os fluxos de trabalho de irradiação e a entrega do tratamento. Ao detalhar as considerações metodológicas e os procedimentos operacionais para ambas as plataformas, este protocolo fornece aos pesquisadores orientações práticas para o planejamento, implementação e reprodução de experimentos pré-clínicos de radiação com relevância translacional.

Introdução

O câncer está entre as principais causas de morte no mundo1. A radioterapia, cirurgia e quimioterapia são os principais tratamentos para o câncer2. Estima-se que aproximadamente metade de todos os pacientes com câncer necessite de radioterapia em seu tratamento3. Estudos pré-clínicos em modelos animais, geralmente projetados para avaliar a segurança, os mecanismos biológicos e a eficácia terapêutica de uma abordagem de tratamento, são a base para o desenvolvimento de ensaios clínicos rumo à tradução clínica de novas estratégias terapêuticas. Irradiadores de pequenos animais com orientação por imagem tornaram-se ferramentas essenciais na radioterapia pré-clínica, pois permitem a irradiação conformal e localizada de tumores e órgãos em risco (OARs) com geometrias e fluxos de trabalho destinados a aproximar a entrega clínica de radiação e o planejamento do tratamento4,5,6. De acordo com uma revisão recente7, o número de artigos sobre radioterapia guiada por imagem em pequenos animais aumentou de menos de 10 por ano entre 2007 e 2010 para quase 80 em 2020. Os artigos de física e biologia abrangem temas desde dosimetria e planejamento de tratamento até resposta tumoral e dos tecidos normais7. O objetivo geral deste protocolo é fornecer uma estrutura fisicamente fundamentada para comparar duas plataformas amplamente utilizadas de irradiação de pequenos animais, facilitando a seleção informada de plataformas que apoiem estudos pré-clínicos de radiação reprodutíveis e clinicamente relevantes. O Sistema 1 é a Plataforma de Pesquisa em Radioterapia para Pequenos Animais (SARRP), e o Sistema 2 é a Plataforma de Radioterapia de Precisão para Pequenos Animais (SmART+). A justificativa para o uso desses sistemas é que os estudos de radiobiologia exigem cada vez mais direcionamento reprodutível, localização baseada em tomografia computadorizada (CT)8,9 e conformação de campo que proporcionem conformidade superior do plano de tratamento, ao mesmo tempo em que permitem paradigmas clinicamente relevantes, como hipofracionamento, irradiação de volume parcial e estratégias de preservação de órgãos. Na radioterapia, é necessário manter um equilíbrio delicado entre a dose no alvo terapêutico e nos OARs, o que exige uma compreensão abrangente dos mecanismos radiobiológicos envolvidos10,11. Para continuar aprimorando o entendimento da resposta de tecidos saudáveis e cancerosos à radiação, são essenciais alta precisão, reprodutibilidade e exatidão na entrega da dose ao utilizar irradiadores de pequenos animais em estudos pré-clínicos.

Embora ambos os sistemas operem com feixes de raios X de quilovoltagem até 225 kVp, existem diferenças fundamentais em suas configurações (veja Figura 1) que podem exigir considerações especiais para certos experimentos. O Sistema 1 possui uma distância da fonte ao eixo (SAD) de 35 cm e utiliza uma abordagem de tomografia computadorizada em cone centrada no estágio, o que exige que o objeto gire durante a varredura. O Sistema 2 possui um SAD mais curto de 30 cm e utiliza um sistema de entrega baseado em gurney, o qual exige que o feixe gire ao redor do objeto para a varredura. Até o momento, o Sistema 1 tem sido usado para irradiar camundongos e ratos, e o Sistema 2 (incluindo versões anteriores) tem sido usado para irradiar camundongos, ratos e canários12,13,14. Um protocolo completo de imagem, planejamento do tratamento e entrega do tratamento leva aproximadamente 30 minutos por indivíduo nesses sistemas. No entanto, o fluxo de trabalho pode ser reduzido dependendo do protocolo seguido. Por exemplo, certos protocolos podem permitir o uso de um plano genérico único para todos os animais em um lote, o que eliminaria a etapa de planejamento do tratamento e reduziria o tempo total do experimento. Compreender como as diferenças entre os irradiadores afetam a taxa de dose, definição do campo, folga geométrica e limitações do fluxo de trabalho fornece uma base para escolher o sistema que melhor atende às necessidades técnicas e experimentais. Um resumo das principais especificações físicas e operacionais do Sistema 1 e do Sistema 2 é apresentado na Tabela 1.

Apresenta-se um resumo do fluxo de trabalho geral para um estudo típico envolvendo irradiação de pequenos animais (consulte Figura 2). Este protocolo descreve a implementação metodológica do Sistema 1 e do Sistema 2 para estudos pré-clínicos de radiação com orientação por imagem. Ele detalha a configuração do sistema, os fluxos de trabalho de imagem, os procedimentos de planejamento do tratamento e as considerações sobre a aplicação da irradiação, com o objetivo de apoiar experimentos com pequenos animais reprodutíveis e clinicamente relevantes.

Protocolo

Todos os estudos com animais foram realizados com aprovação do Comitê Institucional de Cuidado e Uso de Animais (IACUC). Os reagentes e o equipamento utilizados estão listados na Tabela de Materiais.

1 Sistema 1

  1. Aquecimento (17,5–72 min)
    NOTA: Durante a instalação e comissionamento, o oficial de segurança radiológica (RSO) da instituição deve realizar uma inspeção radiológica para garantir que o vazamento de radiação fora do gabinete esteja abaixo dos limites de dose-em-qualquer-uma-hora e dose-em-qualquer-uma-semana. Antes de ligar o sistema, o usuário deve seguir as instruções de segurança radiológica fornecidas pelo RSO da instituição.
    1. Inicie com a chave do Processador de Módulo (MP1) na posição 0 (9 horas). Na máquina Sistema 1, pressione o botão verde de início. Gire os botões das luzes do gabinete e dos lasers para a posição ligado. Gire a chave do MP1 para a posição de espera (12 horas).
    2. O controlador de registro de dados do MP1 pode exibir 810 (17,5 min) ou 811 (72 min), dependendo da última vez que a unidade foi utilizada. Se nenhum programa de aquecimento for exibido, selecione Definir e digite 810. Pressione Enter.
    3. Insira o filtro de cobre de 0,15 mm (veja Figura 3) no compartimento de filtros na cabeça do braço-guia. Insira o colimador de 0,5 mm no suporte e aperte o parafuso para fixar.
    4. Gire a chave do MP1 para a posição de alta energia (3 horas). Selecione o botão verde Raio-X Ligado para iniciar o aquecimento.
  2. Sequência de referênciação e calibração do detector (5 min)
    1. Abra o Software 1 (veja Tabela 1).
    2. Uma janela pop-up solicitará o ajuste do estágio rotativo. Pressione Ok e aguarde o movimento do estágio até sua origem.
    3. No Software 1, certifique-se de que a caixa “Motores Habilitados” esteja marcada.
    4. Aguarde a exibição da mensagem “Referênciação Concluída”.
    5. Em Controle de Imagem e Robótica, digite 90 no campo de demanda do braço-guia e pressione Mover.
    6. Abra a porta do gabinete do Sistema 1. Deslize a tampa da janela de TC para cima e puxe a unidade de TC para frente até travar. Certifique-se de que todas as macas foram removidas da plataforma. Deslize para remover o colimador e o suporte da cabeça do braço-guia. Insira o filtro de alumínio de 1 mm para aquisição de imagem.
    7. No Software 1, em Predefinições de Técnica, selecione Imagem de TC para Camundongos e pressione Aplicar.
    8. Na barra de ferramentas, selecione Detector e Calibração do Detector para iniciar a calibração.
  3. Tomografia Computadorizada em Feixe Cônico para camundongos (10 min, incluindo anestesia)
    1. Coloque o camundongo em um compartimento para anestesiá-lo conforme especificado no protocolo de pesquisa aprovado.
    2. Abra a porta do gabinete. Coloque a maca na plataforma e fixe-a apertando o parafuso. Coloque a cama para roedores sobre a maca e fixe-a com fita adesiva. Conecte o tubo de isoflurano à cabeceira da cama e ligue o gás.
    3. Posicione o camundongo na cama em posição prona ou supina, conforme o protocolo do experimento.
    4. No Software 1, em Controle de Imagem e Robótica, selecione a pasta do pesquisador principal e do estudo. Selecione Aquisição de CBCT.
    5. Dê um nome ao exame. Selecione o protocolo de reconstrução desejado, o número de projeções 2D (padrão 360) e a velocidade da maca (padrão 1,5 graus/s). Selecione OK. Observe a webcam na tela do software para garantir que não haja colisões. Se uma colisão parecer iminente, pressione Parar para interromper o movimento do braço-guia.
  4. Tratamento (10 min)
    1. Após a conclusão da aquisição de imagem, feche a janela do Software 2. Abra o Software 3. Em Experimento, selecione a pasta do pesquisador principal. Em Exame, selecione o número do camundongo e pressione Carregar Reconstrução.
    2. O CBCT será carregado em três painéis. Pressione Ajustar Janela. Com o botão esquerdo do mouse pressionado, posicione o cursor sobre a imagem e deslize para baixo e para a esquerda para ajustar a janela do TC.
    3. Após ajustar as densidades, use o botão direito do mouse e arraste para baixo para ampliar a imagem. Pressione a roda de rolagem e arraste para panoramizar. Para avaliar a qualidade da imagem, certifique-se de que não haja artefatos próximos ao alvo e de que o alvo possa ser delimitado dos OARs circundantes. Após a satisfação, pressione Registrar.
    4. Se estiver usando um plano pré-definido, em Selecionar Plano de Referência, localize e carregue o plano, e depois pressione Criar. Se estiver criando um novo plano, deixe o campo Selecionar Plano de Referência como Nenhum.
    5. Selecione Definir Contornos. Em Limites de Segmentação, ajuste os limites de segmentação para ar, pulmão, gordura, tecido e osso. Em Editar Contornos, para cada órgão de interesse, selecione Adicionar e delimite o órgão usando a ferramenta de Pintura. Ajuste o diâmetro do pincel conforme desejado. Um órgão pode ser contornado fatia por fatia e depois interpolado, ou usando a ferramenta de pincel esférico.
    6. Selecione Planejamento do Tratamento. Se estiver usando um plano pré-definido, deslize cada isocentro para o centro do órgão-alvo e ajuste nas três vistas. Se estiver criando um novo plano, em Alvos, pressione o sinal verde de mais para cada isocentro desejado e mova o isocentro para o alvo.
    7. Para cada alvo, defina a dose clicando duas vezes no campo Dose. Em Feixes, pressione o sinal verde de mais com um B para adicionar um feixe estático ou o sinal verde de mais com um A para adicionar um arco. Defina o peso do feixe, o colimador e o ângulo do braço-guia para cada feixe. Para adicionar um feixe a outro isocentro, selecione esse isocentro em Alvos para que fique destacado em roxo, e então adicione o feixe.
    8. Em Dose, selecione o Motor de Dose desejado (Convolução por Superposição ou Monte Carlo). Selecione Calcular Dose.
    9. Selecione Verificar. Selecione Calcular Isodose e Calcular DVH. Confirme que o plano e
      ​os DVHs entregam a dose desejada aos alvos e aos OARs (veja Figura 4).
    10. Abra a porta do gabinete. Remova o filtro de alumínio e insira o filtro de cobre. Insira o colimador no suporte e deslize a unidade de volta para a cabeça do braço-guia. Puxe a tampa da janela de TC para baixo e empurre-a para trás até travar.
    11. Selecione Executar e Executar Feixe.
    12. No Software 1, uma janela pop-up exibirá a posição da maca e do braço-guia-alvo. Certifique-se de que a rotação da maca esteja em 0 para evitar colisões e pressione OK. Outra janela exibirá o tamanho do colimador e o tipo de filtro. Pressione OK, e o feixe iniciará automaticamente.
    13. Observe a webcam no Software 1 para garantir que não haja colisões.
    14. Se houver mais de um feixe, após a conclusão do feixe anterior, selecione Executar Feixe e repita o passo 1.4.11.
    15. Abra a porta do gabinete, remova o camundongo atual da cama e devolva-o à gaiola.
    16. Para prosseguir com o próximo animal, repita os passos 1.3 e 1.4.
  5. Pós-Tratamento (3 min)
    1. Após o tratamento do último animal, no painel Controle de Imagem e Robótica, defina o ângulo do braço-guia para 90° e defina todos os outros campos de movimento para 0. Selecione Mover. Após a conclusão do movimento, feche o software do Sistema 1. Quando solicitado a retornar a plataforma à origem, selecione Sim.
    2. Remova a cama, o colimador e o filtro do gabinete. Certifique-se de que a tampa da janela de TC esteja fechada e empurrada para trás até a posição de armazenamento.
    3. Gire a chave do MP1 de volta para a posição 0 (9 horas). Pressione o botão vermelho Parar no Sistema 1.

2 Sistema 2

  1. Aquecimento (35 min)
    1. Durante a instalação e comissionamento, o oficial de segurança radiológica (RSO) da instituição deve realizar uma inspeção radiológica para garantir que a vazão de radiação fora do gabinete esteja abaixo dos limites de dose-em-qualquer-uma-hora e dose-em-qualquer-uma-semana. Antes de ligar o sistema, o usuário deve seguir as instruções de segurança radiológica fornecidas pelo RSO da instituição.
    2. Abra a porta do gabinete e certifique-se de que não há maca na plataforma nem colimador fixado à cabeça do gantry.
    3. Na máquina Sistema 2, gire a chave de energia do sistema, luzes e lasers para a posição ligada.
    4. Gire a chave de energia da consola para a posição ligada.
    5. Na cabeça do gantry, abra o fecho do compartimento do filtro e insira o filtro de cobre de 0,3 mm ou o filtro de alumínio de 2 mm até que o filtro encaixe com um clique (veja Figura 3).
    6. Abra o Software 4 e o Webcam.
    7. Selecione Raio-X, Não é tratamento e Iniciar aquecimento tanto para o raio-X primário (20 min) quanto para o microfoco (15 min).
  2. Tomografia computadorizada de feixe cônico para camundongos (10 min, incluindo anestesia)
    1. Coloque o camundongo em um recipiente para anestesiá-lo conforme especificado no protocolo de pesquisa aprovado.
    2. Abra a porta do gabinete. Insira o filtro de alumínio de 2 mm no compartimento do filtro, caso ainda não esteja inserido.
    3. Fixe a maca à plataforma pressionando o pino de liberação rápida e alinhando-o ao orifício no centro da plataforma.
    4. Fixe a camilha à maca com fita adesiva. Fixe o tubo de isoflurano à cabeça da camilha com fita adesiva e ligue o gás.
    5. Coloque o camundongo sobre a camilha em posição prona ou supina, conforme o protocolo do experimento.
    6. Abra o Software 5. Na categoria Entrega de radiação, selecione Planejamento de CT com protocolo manual ou de tratamento.
    7. Na página de seleção do animal, selecione a pasta do pesquisador principal e do estudo, e crie um novo arquivo para o animal. Clique em Próximo.
    8. Em Configuração do animal, clique em Próximo. Para o tipo de imagem de orientação, clique em Pular.
    9. Escolha a Seleção de pré-ajuste conforme o tipo de tecido-alvo e clique em Próximo. (padrão: 40 kV, 2 mA, 60 s para tecido mole).
    10. Verifique se o filtro apropriado para a qualidade do feixe planejado está inserido e confirme que o status do filtro exibido está em verde.
    11. Selecione Iniciar para começar a varredura de CT. O obturador abrirá e fechará automaticamente.
    12. Use a Webcam para garantir que o gantry não colidirá com a maca ou o animal durante a rotação de 360°. Se uma colisão parecer iminente, pressione o botão vermelho de parada de emergência na consola, e o gantry será interrompido.
    13. Após a conclusão da varredura de CT, clique em Próximo. A varredura de CT adquirida aparecerá em três painéis para as vistas coronal, sagital e axial. Aproxime e percorra as fatias adquiridas em cada painel para ajustar conforme necessário.
    14. Use o mouse para arrastar a mira até o isocentro-alvo. Selecione Mover estágio. Se necessário, selecione Varredura novamente para verificar a posição do alvo. Clique em Próximo.
    15. Na página Exportar, clique em Ir para exportar o arquivo DICOM.
    16. Se estiver criando um novo plano de tratamento, prossiga para a etapa 4. Se estiver usando um plano existente ou manual, prossiga para a etapa 5.
  3. Planejamento avançado de tratamento (10 min)
    1. Abra o Software 6. Selecione a pasta contendo os arquivos DICOM e selecione Importar dados selecionados.
    2. Após o carregamento do DICOM, clique na aba CT2MD.
    3. Deslize a barra de densidade até que o tecido do roedor fique visível.
    4. Clique na aba Delimitação. Para adicionar contornos, selecione Adicionar. Nomeie o contorno e especifique seu tipo no menu suspenso Tipo.
    5. Selecione a ferramenta desejada (pincel ou linha) e selecione Automático. Pinte ou contorne o órgão desejado. Use a barra de rolagem para navegar entre os quadros e continue contornando o órgão. Contornar mais quadros pode aumentar a precisão da interpolação. Após contornar o último quadro do órgão, selecione Interpolar.
    6. Navegue pelos quadros novamente para garantir que a interpolação contornou o órgão conforme esperado e corrija quaisquer quadros desviados.
    7. Clique na aba Planejamento. Clique em Adicionar para incluir um isocentro no plano. Alinhe este isocentro ao alvo desejado nos planos coronal e axial e insira a dose esperada (Gy) no isocentro.
    8. Para adicionar feixes, selecione Adicionar em Feixes. Escolha entre estático e dinâmico e ajuste os ângulos conforme desejado. Se necessário, escolha um ângulo da maca. Selecione o colimador conforme os parâmetros de planejamento.
    9. Em Cálculo, selecione Iniciar cálculos. Aumentar o número de histórias/área aumentará a precisão do algoritmo. Parâmetros adicionais de Monte Carlo podem ser ajustados conforme desejado; no entanto, isso está fora do escopo do protocolo. Após a conclusão, a tela exibirá Corte volumétrico. Selecione as abas para mostrar o Histograma de Volume de Dose (DVH) e as Métricas de Volume de Dose (DVM) (veja Figura 5).
    10. Retorne à aba Planejamento para fazer alterações conforme necessário.
    11. Em Avaliação, verifique o tempo de feixe ligado, a dose no isocentro, o DVH e o DVM.
    12. Selecione Exportar dados. Nomeie o arquivo e selecione Exportar para arquivo para gerar um arquivo .ini.
  4. Tratamento (10 min)
    1. Abra a porta do gabinete, remova o filtro de alumínio de 2 mm e insira o filtro de cobre de 0,3 mm e o colimador conforme o protocolo do experimento.
    2. Volte ao Programa Sistema 2.
    3. Para um protocolo manual, na tela do construtor de tratamento, selecione tamanho do ponto (pequeno ou grande), filtro (0,3 mm Cu), o potencial desejado (kVp), corrente (mA) e tempo de tratamento (s). Selecione o tamanho e formato do colimador (circular, quadrado, retangular ou motorizado). Selecione o ângulo do gantry. Se desejado, adicione um feixe paralelo oposto.
    4. Para um protocolo de tratamento, na aba Seleção de protocolo, clique em Carregar protocolo e selecione o arquivo .ini da etapa 4. Verifique o nome do plano e os parâmetros selecionando a caixa Mostrar detalhes do protocolo. Clique em Próximo.
    5. Selecione Iniciar tratamento e selecione Iniciar feixe. Se houver mais de um feixe, após a entrega do feixe anterior, selecione Iniciar feixe para iniciar o próximo. Observe a webcam para garantir que não haja colisões.
    6. Abra a porta do gabinete, remova o camundongo atual da camilha e devolva-o à gaiola.
    7. Para prosseguir com o próximo animal, repita as etapas 2.2–2.4.
  5. Pós-tratamento (3 min)
    1. Após o tratamento do último animal, remova a camilha e a maca da plataforma. Remova o filtro e o colimador da cabeça do gantry.
    2. Retorne o gantry para 0° e a posição da plataforma para (0 mm, 0 mm, 0 mm) usando o Software 4. Feche as portas do gabinete. Feche o Software 5.
    3. Desligue a chave de energia da consola. Na máquina Sistema 2, gire primeiro a chave das luzes e lasers e depois desligue a energia do sistema para a posição desligado.

Resultados

O tubo de raios X do Sistema 1 pode gerar 20–225 kVp com uma taxa de dose de 2,6 Gy/min a uma profundidade de 1 cm em um fantoma de material equivalente à água com um campo de 10 × 10 mm2 e distância fonte-superfície (DFS) de 33 cm. A camada semirredutora (HVL) do feixe é de 0,73 mm Cu a 220 kVp e 2,15 mm Al a 60 kVp15. Para colimação, o Sistema 1 utiliza múltiplos estágios de latão para reduzir a penumbra. Dois blocos deslizantes de latão são usados para bloquear a saída enquanto a corrente é gerada e estabilizada. Bocais de colimação intercambiáveis são utilizados para irradiação. Os filtros são de 0,15 mm de cobre e 1 mm de alumínio.

Os modelos mais comumente utilizados incluem camundongos e ratos, e os locais tratados abrangem coração, fígado, flanco, pulmão, pâncreas, perna, cérebro e duodeno16,17. As doses previamente aplicadas variaram de 0,2–60 Gy, utilizando de 1 a 6 feixes, com uma combinação de feixes estáticos e em arco. Um exemplo de plano de tratamento que prescreve 2 Gy para todo o cérebro de um camundongo é apresentado (ver Figura 4). O plano de tratamento utiliza um único feixe com um ângulo de gântoli de 0° e um colimador de 10 × 10 mm2. A medula espinhal superior foi delineada manualmente como um OAR, e o histograma dose-volume (DVH) mostra que aproximadamente 20% do OAR recebem 0,5 Gy.

A porta do gabinete do Sistema 1 inclui uma janela equivalente a chumbo para visualização. A Distância da Fonte ao Eixo (SAD) do Sistema 1 é de 35 cm, e a Distância da Fonte ao Detector (SDD) é de 53 cm. Durante a aquisição de imagens de TC de cone (CBCT), a mesa do Sistema 1 gira 360°. Isso gera uma imagem de CBCT com precisão de posicionamento de aproximadamente 0,2 mm18. Após o tratamento, o Sistema 1 gera um arquivo de registro que relata a configuração do feixe, incluindo o número de feixes, posições da mesa e do gânglio, SSD, ponderação do feixe e tempo de irradiação (ver Figura 6). Ele também documenta as coordenadas do isocentro, a dose prescrita, o identificador do plano e metadados relevantes do planejamento, como nomes das contornagens e valores de limiar de segmentação.

O tubo de raios X do Sistema 2 pode gerar 10–225 kVp com uma taxa de dose de 2,7 Gy/min a uma profundidade de 1 cm em um fantoma de material equivalente à água, utilizando um campo de 10 × 10 mm2 e SSD de 29 cm. A HVL do feixe é de 0,95 mm Cu a 225 kVp e 2,8 mm Al a 100 kVp. Para colimação, o Sistema 2 possui um colimador modular e suporte para filtros acoplados ao tubo de raios X. Os colimadores contêm trimmers secundários para reduzir a penumbra, com cones constituídos de latão e chumbo. Há uma folga de 7 cm entre o colimador e o eixo. Os filtros são de 0,3 mm de cobre e 2 mm de alumínio.

Os modelos animais mais comumente utilizados incluem camundongos e ratos, e os locais tratados abrangem cabeça e pescoço19, coração, flanco, cérebro, pâncreas, rim e glândula salivar. As doses previamente aplicadas variam de 2–60 Gy com 1–2 feixes e uma combinação de feixes estáticos e em arco. Um exemplo de plano de tratamento prescrevendo 2 Gy para todo o cérebro de um camundongo é apresentado (ver Figura 5). O plano de tratamento utiliza 2 feixes em ângulos do goniômetro de 90° e 270° com um colimador de 10 × 10 mm2. A medula espinhal superior foi delineada manualmente como um OAR, e o histograma dose-volume (DVH) mostra que aproximadamente 20% do OAR recebeu 0,5 Gy.

O SAD do Sistema 2 é de 30 cm e o SDD é de 62 cm. No Sistema 2, o gântre e a janela de TC giram 360° ao redor da maca. Isso gera uma imagem de TC de cone com precisão de registro de 0,2 mm, segundo o fabricante. Após o tratamento, o Sistema 2 gera um arquivo de registro relatando os parâmetros de entrega, incluindo o número de feixes, ponderação dos feixes, tempo de irradiação, ângulo do gântre e direção de rotação, energia do feixe (kVp), corrente do tubo (mA), tamanho do foco, posição da mesa e material/espessura do filtro. Também inclui o tipo de radiação e metadados do planejamento.

Diagrama de configuração da radioterapia, imagem de CBCT, rotação do gantry, filtros de alumínio/cobre, uso do colimador.
Figura 1: Configurações do sistema do Sistema 1 e Sistema 2. Os painéis (A–C) mostram o Sistema 1, e os painéis (D–F) mostram o Sistema 2. (A,D) Visualizações externas de cada plataforma com dimensões anotadas (altura, largura e profundidade). (B,E) A configuração interna durante a aquisição de imagem, incluindo a rotação da mesa (B) e a rotação do gantry (E). Um camundongo anestesiado é mostrado no Sistema 1 (B), e um fantoma de camundongo é mostrado no Sistema 2 (E). (C,F) A configuração interna durante a administração do tratamento, destacando o posicionamento do tratamento com o equipamento de colimação instalado em cada sistema. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

Diagrama do fluxo de estudo em roedores; inclui etapas pré-procedimento, dependentes de equipamento e pós-avaliação.
Figura 2: O fluxograma resume o fluxo de trabalho experimental completo, agrupado em atividades pré-procedimento, procedimentos dependentes de equipamento e avaliação pós-procedimento. As setas indicam a sequência procedural do fluxo de trabalho. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

Configurações experimentais para componentes de medição óptica, com elementos e conjuntos de espectroscopia.
Figura 3: Materiais utilizados para a montagem do tratamento. Os painéis (A–C) mostram os componentes do Sistema 1 e os painéis (D–F) mostram os componentes do Sistema 2. (A,D) Conjunto de colimadores em diversos tamanhos e formas. (B,E) Maca/suporte para animais utilizada no posicionamento para imagem e tratamento. (C,F) Filtros de Al e Cu. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

Histograma dose-volume e exames de TC; planejamento de radioterapia; análise de cérebro e órgãos em risco; gráfico.
Figura 4: Visualizações da avaliação do plano do Sistema 1. (A) Histograma dose-volume (HDV) para um plano de tratamento do cérebro inteiro. O alvo (linha verde) é o cérebro inteiro, e o órgão em risco (OR) (linha amarela) é a medula espinhal superior. (B) Vista axial (transversal) da distribuição de dose calculada sobreposta ao conjunto de imagens. (C) Vista sagital da distribuição de dose calculada. (D) Vista coronal da distribuição de dose calculada. O cérebro é delineado em verde, e as bordas do feixe são destacadas em roxo (B–D). Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

Histograma de dose-volume de radiação e exames de TC para planejamento do tratamento; cérebro e órgão em risco mostrados.
Figura 5: Visualizações da avaliação do plano do Sistema 2. (A) Histograma de dose-volume (DVH) para um plano de tratamento de cérebro total. O alvo (linha vermelha) é o cérebro, e o OAR (linha branca) é a medula espinhal superior. (B) Vista axial da dose no plano vertical × lateral. (C) Vista sagital da dose no plano vertical × longitudinal. (D) Vista coronal da dose no plano lateral × longitudinal. A trajetória do feixe é mostrada em azul (B–D). Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

Exibição da análise de dados de radioterapia, estrutura JSON à esquerda, tabela de parâmetros do feixe à direita.
Figura 6: Arquivos de registro de tratamento para o Sistema 2 e o Sistema 1. (A) Arquivo de registro do Sistema 1 relatando informações análogas sobre tratamento e entrega do feixe. (B) Arquivo de registro do Sistema 2 documentando os parâmetros do tratamento. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

Tabela 1: Resumo das principais especificações físicas e operacionais dos sistemas Sistema 1 e Sistema 2.Clique aqui para baixar esta tabela.

Discussão

O campo da radioterapia está evoluindo rapidamente, e embora existam inúmeras pesquisas clínicas em andamento, experimentos pré-clínicos reprodutíveis e precisos são fundamentais para compreender os mecanismos radiobiológicos que produzem o objetivo final desejado. Métodos de irradiação de pequenos animais com fontes fixas e irradiação corporal total podem resultar em toxicidade indesejada20. O surgimento de irradiadores de pequenos animais guiados por imagem permite um direcionamento reprodutível e doses mais baixas aos órgãos em risco (OARs). Isso simula parâmetros semelhantes aos tratamentos em pacientes e possibilita a exploração de mecanismos biológicos com risco muito menor de toxicidade e morte dos animais antes da conclusão do regime de tratamento e da obtenção dos pontos finais desejados. O uso de modelos de pequenos animais em estudos básicos e pré-clínicos tornou-se um modelo de pesquisa fundamental antes da translação clínica. Devido ao pequeno campo de visão e ao tamanho do detector, os sistemas irradiadores de pequenos animais podem alcançar precisão espacial submilimétrica superior ou comparável à dos aceleradores lineares terapêuticos21. Além disso, as máquinas de radioterapia nos consultórios de oncologia são reservadas para tratamentos de pacientes durante o horário comercial, limitando o tempo disponível para estudos pré-clínicos com animais. Nesse contexto, os irradiadores de pequenos animais fornecem aos pesquisadores uma plataforma dedicada para realizar estudos radiobiológicos sem interromper o fluxo de trabalho clínico.

Ambos os sistemas, Sistema 1 e Sistema 2, permitem a irradiação de pequenos animais guiada por imagem com alta precisão e exatidão submilimétrica22. Embora existam semelhanças no fluxo de trabalho geral dos dois sistemas, diferenças críticas entre eles incluem as técnicas de aquisição utilizadas para a TCBC, a qualidade do feixe e a taxa de dose.

Em ambos os sistemas, a aquisição de imagens antes do planejamento é realizada com um filtro de Al e sem hardware de colimação do feixe, enquanto a administração do feixe terapêutico é feita com um filtro de Cu e por meio de hardware dedicado para conformação do feixe. Por isso, é necessário ter cautela para garantir que o hardware de colimação e o filtro corretos sejam utilizados para cada tarefa. Os filtros do Sistema 2 possuem sensores integrados que se comunicam com o software e indicam qual deles está posicionado. Esse recurso não está presente no Sistema 1, e não há intertravamento para irradiação caso o filtro incorreto seja inserido.

Para o planejamento do tratamento, o software do Sistema 1 tem a capacidade de utilizar um plano anterior como modelo e calcular novos tempos de irradiação do feixe com base na nova aquisição de tomografia computadorizada. Isso não está presente no Sistema 2, o qual exige a criação de um novo plano para cada exame ou o uso dos parâmetros de um plano anterior, exigindo um equilíbrio entre precisão e produtividade. Em ambos os equipamentos, uma das etapas com maior incerteza é o contorno manual, que deve ser realizada com cautela para garantir a precisão espacial da dose na região desejada. Os cálculos de dose no planejamento do tratamento presumem consistência da máquina, e, para ambos os equipamentos, procedimentos regulares de controle de qualidade devem ser realizados para avaliar a consistência da saída. Caso a saída tenha se desviado além da tolerância permitida, a empresa fornecedora deve ser contatada para recalibração, se necessário. O controle de qualidade é realizado com base nas recomendações do fabricante e institucionais .

Para cada animal, os passos manuais necessários incluem trocar os filtros de alumínio e cobre entre a aquisição de imagem e o tratamento, adicionar ou trocar o colimador, alinhar o animal, realizar a irradiação e remover o animal. Atualmente, não há relatos sobre o uso de ferramentas automatizadas em qualquer um dos sistemas para executar esses passos anteriormente mencionados. No Sistema 1, o painel de TCBC também deve ser aberto ou fechado e movido entre a aquisição de imagem e o tratamento. Como mencionado anteriormente, se o protocolo permitir uma margem de precisão maior, certos passos podem ser omitidos para aumentar a eficiência. Se for utilizado um plano de tratamento prévio ou genérico, o planejamento do tratamento pode ser omitido. Para qualquer máquina, um operador é suficiente. No entanto, a eficiência do fluxo de trabalho pode ser aumentada com pessoal adicional. Por exemplo, um usuário pode se concentrar no controle da máquina e na troca do filtro e do colimador, enquanto o outro monitora a anestesia e troca os animais.

Para ambas as máquinas, um problema potencial é a possibilidade de colisão do gantry com a maca, pois uma colisão pode afetar o alinhamento do isocentro e exigir recomissionamento. Por esse motivo, ambas as máquinas são equipadas com uma câmera que deve ser monitorada sempre que o gantry estiver em movimento. Se o usuário suspeitar de que o gantry possa colidir com a maca, o operador deve pressionar imediatamente o botão de desligar raios X no software de controle. Se o sistema não responder, ou se houver perigo para o operador ou para o sujeito, o operador deve pressionar o botão físico vermelho de parada de emergência. Isso interromperá toda a energia do sistema. O usuário deve então redefinir o botão e reiniciar o sistema. Como o sujeito foi parcialmente irradiado, o operador deve consultar o pesquisador principal para determinar o melhor procedimento para o sujeito.

Outro problema potencial é a irradiação incorreta caso o filtro ou colimador errado seja inserido. Embora isso seja idealmente evitado mediante verificação da configuração antes da irradiação de cada indivíduo, como a fixação do filtro e do colimador são etapas manuais e devem ocorrer entre a aquisição de imagem e o tratamento, a irradiação incorreta é possível. O número do indivíduo deve ser anotado e relatado ao pesquisador principal para monitoramento. Um último problema comum é a dose excessiva recebida por uma estrutura de risco (OAR) durante o planejamento do tratamento. De forma semelhante aos planos clínicos, devem ser feitas modificações nos parâmetros do feixe, incluindo a adição de feixes adicionais em ângulos diferentes ou a troca para um plano dinâmico. A posição do indivíduo na maca também pode ser ajustada.

Ambos os sistemas possuem resolução de imagem CBCT comparável e capacidade para imagem micro-CT, fluoroscopia e bioluminescência, que não foram abordadas neste protocolo. O Sistema 1 possui um colimador variável motorizado, um sistema de colimação especializado que permite irradiação conformal e não coplanar, enquanto o Sistema 2 possui um colimador ajustável automatizado que cria campos retangulares rotativos. Para planejamento do tratamento, o Sistema 1 pode ser usado com o Software 3, SmART-XPS ou micro-Raystation. O Sistema 2 é compatível com o Software 6 ou micro-Raystation.

O protocolo descrito aqui é muito adequado para pesquisas radiobiológicas sistemáticas com sistemas de irradiadores para pequenos animais em taxas de dose convencionais e campos espacialmente uniformes. Este protocolo não abrange a radioterapia fracionada espacialmente (SFRT) nem a radioterapia em ultra-alta taxa de dose (UHDR), pois esses dois equipamentos não foram projetados para tais estudos23. A empresa fornecedora do Sistema 1 desenvolveu uma plataforma pré-clínica dedicada à pesquisa FLASH, com trabalhos em andamento para validar o sistema em estudos de UHDR24. A empresa fornecedora do Sistema 2 também desenvolveu um novo sistema em gabinete para entrega convencional e em UHDR. Alguns autores trabalharam na construção de colimadores inovadores para SFRT e na alteração da distância fonte-superfície (SSD) para aumentar a taxa de dose25,26,27. Aplicações futuras nos sistemas atuais incluem a avaliação das capacidades máximas de taxa de dose com SSD reduzida e comparações dosimétricas entre os dois equipamentos utilizando o mesmo plano de tratamento. Trabalhos futuros também podem incluir a avaliação das limitações físicas do sistema em outros modelos de pequenos animais, como coelhos.

Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado por meio das concessões S10OD020136-01 e S10OD036348-01. Os autores também gostariam de agradecer ao Departamento de Oncologia Radioterápica da WashU Medicine pelo apoio a este trabalho.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
MuriPlan v3.0.0Software 3XstrahlMuriPlan
MuriSlice v3.2.6Software 2XstrahlMuriSlice
PilotXRadConsole v1.30.3.5Software 4Precision X-RayPilotXRadConsole
SARRP Control Software v4.3.1Software 1XstrahlSARRP CS
Plataforma de Pesquisa em Radioterapia para Animais de LaboratórioSystem 1XstrahlSARRP
Sistemas de Radioterapia para Animais de LaboratórioSystem 2Precision X-RaySmART+
SmART+ v1.30.3.5Software 5Precision X-RaySmART+
SmART-Planejamento Avançado de Tratamento v24.1.3.240826Software 6Precision X-RaySmART-ATP

Referências

  1. Bray F, et al. Global cancer statistics 2022: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA Cancer J Clin. 2024;74(3):229-263.
  2. Miller KD, et al. Cancer treatment and survivorship statistics, 2022. CA Cancer J Clin. 2022;72(5):409-436.
  3. Atun R, et al. Expanding global access to radiotherapy. Lancet Oncol. 2015;16(10):1153-1186.
  4. Verhaegen F, Granton P, Tryggestad E. Small animal radiotherapy research platforms. Phys Med Biol. 2011;56(12):R55-R83.
  5. Tillner F, Thute P, Bütof R, Krause M, Enghardt W. Preclinical research in small animals using radiotherapy technology: a bidirectional translational approach. Z Med Phys. 2014;24(4):335-351.
  6. Pidikiti R, et al. Dosimetric characterization of an image-guided stereotactic small animal irradiator. Phys Med Biol. 2011;56(8):2585-2599.
  7. Brown KH, et al. A scoping review of small animal image-guided radiotherapy research: advances, impact and future opportunities in translational radiobiology. Clin Transl Radiat Oncol. 2022;34:112-119.
  8. Wong J, et al. High-resolution, small animal radiation research platform with X-ray tomographic guidance capabilities. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2008;71(5):1591-1599.
  9. Verhaegen F, van Hoof S, Granton PV, Trani D. A review of treatment planning for precision image-guided photon beam preclinical animal radiation studies. Z Med Phys. 2014;24(4):323-334.
  10. Foray N, Bourguignon M, Hamada N. Individual response to ionizing radiation. Mutat Res Rev Mutat Res. 2016;770(Pt B):369-386.
  11. Hall EJ, Giaccia AJ. Radiobiology for the Radiologist. 8th ed. Philadelphia (PA): Lippincott Williams & Wilkins; 2018.
  12. Bolcaen J, et al. MRI-guided 3D conformal arc micro-irradiation of a F98 glioblastoma rat model using the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP). J Neurooncol. 2014;120(2):257-266.
  13. Yoon SW, et al. A precision 3D conformal treatment technique in rats: application to whole-brain radiotherapy with hippocampal avoidance. Med Phys. 2017;44(11):6008-6017.
  14. Chiver I, et al. Effects of the depletion of neural progenitors by focal X-ray irradiation on song production and perception in canaries. Sci Rep. 2023;13(1).
  15. Kampfer S, Duda MA, Dobiasch S, Combs SE, Wilkens JJ. A comprehensive and efficient quality assurance program for an image-guided small animal irradiation system. Z Med Phys. 2022;32(3):261-272.
  16. Seitzman BA, et al. Functional network disorganization and cognitive decline following fractionated whole-brain radiation in mice. GeroScience. 2024;46:543-562.
  17. LeMoyne Habimana-Griffin, et al. A novel focal duodenal radiation injury model reveals dose-, time-, and spatially dependent microbiome perturbations after radiation injury. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2026;125(2):590-602.
  18. Matinfar M, Ford E, Iordachita I, Wong J, Kazanzides P. Image-guided small animal radiation research platform: calibration of treatment beam alignment. Phys Med Biol. 2009;54(4):891-905.
  19. Ross RB, et al. PPARα agonism enhances immune response to radiotherapy while dietary oleic acid results in counteraction. Clin Cancer Res. 2024;30(9).
  20. Ghita M, Brown KH, Kelada OJ, Graves EE, Butterworth KT. Integrating small animal irradiators with functional imaging for advanced preclinical radiotherapy research. Cancers (Basel). 2019;11(2):170.
  21. Pokhrel D, Mallory R, Bernard ME. The spatial accuracy of ring-mounted Halcyon linac versus C-arm TrueBeam linac for single-isocenter/multi-target SBRT treatment. Med Dosim. 2023;48(3):170-175.
  22. Matinfar M, Ford E, Iordachita I, Wong J, Kazanzides P. Image-guided small animal radiation research platform: calibration of treatment beam alignment. Phys Med Biol. 2009;54(4):891-905.
  23. Ghaznavi H, Rezaee M, Reynoso F, Darafsheh A. Emerging strategies in radiation therapy: promises and challenges of spatial fractionation, ultra-high dose rates, and nanoparticles. J Phys D Appl Phys. 2025;58(41):413002.
  24. Tajik Mansoury MA, Sforza D, Wong J, Iordachita I, Rezaee M. Dosimetric commissioning of small animal FLASH radiation research platform. Phys Med Biol. 2025;70(11):115015.
  25. Sharma S, et al. Advanced small animal conformal radiation therapy device. Technol Cancer Res Treat. 2016;16(1):45-56.
  26. Sayler E, Dolney D, Avery S, Koch C. Shielding considerations for the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP). Health Phys. 2013;104(5):471-480.
  27. Hill MA, et al. The development of technology for effective respiratory-gated irradiation using an image-guided small animal irradiator. Radiat Res. 2017;188(3):247-257.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Irradia o de Pequenos AnimaisRadia o Guiada por ImagemRadiobiologia Pr cl nicaSistemas de RadioterapiaRadia o ConformeSoftware de Planejamento de TratamentoColima o do FeixeDist ncia Fonte ao EixoBlindagem contra Radia oPesquisa Translacional

Este artigo foi publicado

Vídeo em breve

Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.