Um Método de Telemetria com Jaqueta para Monitoramento da Adaptação Cardiorrespiratória Durante o Exercício em Ratos

Resumo

Este protocolo não invasivo de telemetria com colete permite o monitoramento simultâneo da adaptação cardiorrespiratória e locomotora durante o exercício em ratos. Ao evitar a implantação cirúrgica, esta abordagem permite medições fisiológicas repetidas nos mesmos animais, fornecendo uma ferramenta confiável para a pesquisa e o ensino em fisiologia do exercício.

Resumo

A avaliação da adaptação cardiorrespiratória durante o exercício não é apenas crucial para o estudo da adaptação fisiológica ao treinamento físico, mas também essencial para a pesquisa pré-clínica, já que medições em repouso podem mascarar fenômenos fisiológicos subjacentes. No entanto, os métodos pré-clínicos convencionais, como a telemetria cirurgicamente implantada ou câmaras herméticas, apresentam limitações importantes. Para superar essas restrições, apresentamos uma metodologia isenta de cirurgia que utiliza um sistema de telemetria com colete, permitindo o monitoramento simultâneo da frequência cardíaca (FC), da frequência respiratória (FR) e da atividade locomotora (AL) em ratos durante exercício forçado em esteira. O protocolo implementa um processo de aclimatação em duas fases, projetado para garantir tanto o desempenho adequado dos animais na corrida quanto a integridade dos dados: primeiro, a habituação ao uso do colete de telemetria, que integra sensores de pletismografia indutiva respiratória e eletrodos de eletrocardiograma de superfície; e segundo, uma habituação ao exercício em esteira de duas semanas (cinco dias por semana). Detalhamos os procedimentos com equipamentos e etapas essenciais de controle de qualidade, incluindo a verificação em tempo real dos sinais, para minimizar o estresse dos animais e assegurar dados fisiológicos confiáveis e com baixo ruído. Também fornecemos exemplos representativos de sinais para auxiliar os usuários a obterem alta qualidade de dados, especialmente durante protocolos de exercício, mas também em outros contextos experimentais. Quando implementado corretamente, este protocolo permite o monitoramento contínuo em velocidades de até 40 cm.s⁻¹, possibilitando a quantificação de alterações na FC, FR e AL em comparação com a linha de base. Ao eliminar a necessidade de intervenções cirúrgicas, este protocolo adere fortemente aos princípios éticos dos 3Rs (reduzir, refinar, substituir). Embora as técnicas descritas enfatizem o exercício, elas possuem aplicações potenciais em diversas áreas, incluindo a caracterização cardiorrespiratória abrangente, o treinamento no manejo de animais, o monitoramento do bem-estar, e a fisiologia, farmacologia ou educação.

Introdução

Desenvolver modelos que forneçam informações valiosas sobre o cenário dinâmico da fisiologia do exercício é de grande importância em diversas áreas, como treinamento e desempenho, ou prevenção de doenças e reabilitação. Entre os efeitos fisiológicos associados ao exercício, compreender as adaptações das funções cardíaca e respiratória é um elemento crucial nos contextos esportivo (treinamento/desempenho) e clínico (prevenção/reabilitação) para elaborar programas específicos e personalizados de treinamento/reabilitação. É, portanto, essencial continuar decifrando os mecanismos das adaptações cardiovasculares e respiratórias ao exercício. Para tanto, modelos animais, incluindo roedores, são amplamente utilizados atualmente em pesquisas pré-clínicas destinadas a estudar o efeito do exercício sobre as funções cardíaca e respiratória. De fato, eles não apenas permitem avaliar as adaptações cardiorespiratórias ao exercício¹, mas também são essenciais para investigar fenômenos fisiopatológicos potencialmente ocultos em repouso^2,3. No entanto, obter dados fisiológicos relevantes durante o exercício representa um desafio tecnológico significativo. Para que os dados coletados sejam fisiologicamente significativos, o processo de aquisição deve ser o mais não invasivo possível. Idealmente, o monitoramento deve ser realizado sem interferir nas atividades do paciente ou do animal, e as medições não devem ser comprometidas por artefatos de movimento. Atualmente, na pesquisa pré-clínica, nenhum único dispositivo de medição atende plenamente a esses requisitos essenciais.

Além disso, um dispositivo ideal deve aderir aos princípios éticos dos 3Rs (reduzir, aperfeiçoar, substituir), que orientam a pesquisa pré-clínica com animais⁴. Esses princípios, juntamente com o contexto socioeconômico atual do uso de animais em pesquisa e ensino, destacam a necessidade de desenvolver ferramentas e modelos investigativos que permitam um uso mais eficiente e responsável dos animais. Para esse fim, o desenvolvimento e o uso de dispositivos e sensores vestíveis parecem ser uma prioridade.

Atualmente, os principais métodos disponíveis para avaliar diretamente as funções cardíaca e ventilatória em roedores não podem ser utilizados de forma eficaz em protocolos de exercício devido a limitações práticas. Por exemplo, as câmaras de pletismografia de corpo inteiro sem restrição são reconhecidas como uma abordagem precisa e não invasiva para medidas longitudinais e repetidas da função ventilatória em animais acordados⁵. Embora forneçam medições confiáveis em condições de repouso, a locomoção ativa gera artefatos de pressão e ruído no sinal, o que pode comprometer a interpretação dos dados respiratórios durante o exercício. Da mesma forma, a radiotelemetria implantada é considerada o padrão-ouro para o estudo da função cardíaca em roedores livres para se movimentar⁶ e pode ser usada para monitorar parâmetros do ECG e hemodinâmicos^2,7. No entanto, apresenta importantes limitações, principalmente relacionadas à implantação cirúrgica dos sensores e do transmissor. Em particular, a dor pós-operatória e o comprometimento decorrentes da ferida cirúrgica ou do próprio dispositivo implantado precisam ser gerenciados com protocolos adequados de cuidados^6,8,9. Mais recentemente, um número crescente de estudos tem se concentrado em métodos não invasivos. Por exemplo, foram realizados estudos com dispositivos vestíveis de radiotelemetria de ECG usados externamente em porquinhos-da-índia¹⁰, dispositivos de detecção de atividade respiratória baseados em Doppler sem contato¹¹ ou biossensores vestíveis¹². No entanto, essas técnicas de monitoramento até agora se limitaram ao estágio de prova de conceito e precisam ser mais desenvolvidas antes de poderem ser utilizadas em larga escala. A telemetria com colete, comumente usada como solução não invasiva para avaliação cardiorespiratória em animais grandes, como cães ou primatas^13,14, foi recentemente adaptada para ratos de laboratório^15,16,17 e miniporcos jovens¹⁸. O sistema ilustrado na Figura 1A–F consiste em um dispositivo de rádio não invasivo e de baixa restrição mantido em um colete usado pelo animal. Ele permite o monitoramento combinado da atividade cardíaca por meio de ECG de superfície, da função respiratória por pletismografia indutiva respiratória (RIP) e da atividade locomotora por meio de acelerometria. Estudos anteriores demonstraram a capacidade desse sistema de monitorar efetivamente variáveis cardiorespiratórias em comparação com métodos invasivos^15,16. Mais recentemente, seu uso como uma abordagem complementar de monitoramento sem cirurgia tem sido relatado em diversos contextos, incluindo avaliação farmacológica em condições sociais^17,19 ou modelos de doenças cardíacas²⁰.

Figura 1: Visão dos principais componentes do sistema de telemetria com jaqueta. (A) Jaqueta instrumentada posicionada sobre seu tubo de ajuste, (B) Patches de Ag/AgCl para monitoramento de ECG, (C) Emissor de rádio para coleta e transmissão de dados, (D) Animal usando a jaqueta e o emissor, (E) Sistema de aquisição para armazenamento de dados e execução do software de telemetria, (F) Computador conectado por um cabo Ethernet, exibindo o software de telemetria por meio de uma interface web (UI). Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

Com base em um estudo de avaliação anterior²¹ e em um protocolo de habituação²², o protocolo proposto aqui apresenta uma metodologia aperfeiçoada e não invasiva, utilizando um sistema de telemetria com jaqueta, que permite o monitoramento simultâneo da frequência cardíaca, frequência respiratória e atividade locomotora em ratos durante exercício incremental.

Protocolo

Todos os experimentos foram conduzidos em conformidade com as regulamentações europeia (L276-33 2010/63/EU) e francesa (AGRG1231951D) relativas à proteção e uso de animais de laboratório. Os procedimentos in vivo deste estudo foram aprovados pelo Comitê de Ética nº 012 (Universidade Grenoble Alpes), credenciado pelo Ministério Francês da Educação Superior e Pesquisa, sob as referências APAFIS#31347-2021042914221915 v2 e APAFIS #52237-2024112821304952 v5.

Figura 2: Visão geral do protocolo experimental. (A) Protocolo experimental global incluindo as fases de habituação e exercício. O cronograma é indicativo e deve ser ajustado com base em observações em tempo real e na eficácia da habituação durante o experimento. Notavelmente, os animais podem ser habituados ao manuseio durante a “Adaptação ao Biotério”. (B) Protocolo típico de exercício, incluindo um período de estabilização pós-equipamento de 60 min, uma linha de base registrada após 3 min de repouso na esteira, um período de aquecimento, exercício incremental e uma fase de recuperação. Os períodos para análise de dados são indicados por quadrados vermelhos claros. Os estágios de velocidade especificados são sugestões e devem ser adaptados com base no modelo animal específico e nos objetivos experimentais. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

1. Modelo animal

1. Utilize ratos provenientes de fornecedores aprovados e aclimatados às condições de alojamento (1 bar; 24 °C; umidade de 40–70%; ciclo claro/escuro de 12 h) por uma semana, mantidos aos pares em gaiolas convencionais com acesso livre a alimento e água, e fornecidos com enriquecimento ambiental (material para ninho, objetos para roer, túneis de papelão).
2. Marque os animais individualmente (com tinta na cauda).

2. Procedimento de equipamentos

1. Remoção de pelos: Tempo de 1–2 min por animal
   1. Corte o pelo do animal uma vez por semana para garantir a gravação bem-sucedida do ECG.
   2. Para minimizar o estresse e a anestesia no dia do experimento, realize este procedimento no dia anterior; também pode ser feito no mesmo dia.
   3. Método A (Anestesia opcional): Administre uma mistura de anestésico gasoso (1,5–5% de isoflurano, 20% de oxigênio e ar) e posicione a rata deitada em decúbito ventral (sobre o ventre).
   4. Mantenha a duração da anestesia no mínimo, tipicamente 2–5 min, suficiente apenas para a retirada da pelagem.
   5. Corte cuidadosamente os pelos na região dorsal e lateral do tórax (Figura 3A), usando uma aparelho de corte, e marque a cauda com tinta.
      OBSERVAÇÃO: A recuperação completa e a deambulação ocorrem tipicamente entre 5 e 10 minutos após a descontinuação da anestesia.
   6. Certifique-se de que o animal tenha alcançado esse estado antes de devolvê-lo à sua gaiola de origem.
   7. Método B (Sem Anestesia): Alternativamente, imobilize manualmente a rata pelo tempo mínimo necessário para concluir a tosquia do pelo, normalmente menos de 2 min.
   8. Imobilize o animal firmemente, mas com delicadeza, e evite pressão excessiva sobre o tórax.
   9. Corte cuidadosamente os pelos na região dorsal e lateral do tórax (Figura 3A), usando uma tesoura de corte, e marque a cauda com tinta.
      OBSERVAÇÃO: Se o animal apresentar sinais de sofrimento severo, solte-o imediatamente e permita um período de recuperação antes de tentar o procedimento novamente. Recomenda-se a ajuda de outra pessoa ao utilizar este método.
   10. Limpe a área aparada com água para remover o sebo produzido pelo rato’a pele e certifique-se de que a área esteja completamente seca. Seque a área com gaze.
2.  Equipamento animal: Tempo de 3 a 5 minutos por animal
   OBSERVAÇÃO: Os passos subsequentes descrevem o processo de colocação da jaqueta, sensores e dispositivo telemétrico no animal, minimizando a necessidade de contenção física.
   1. Escolha o tamanho apropriado do colete com base no peso, sexo e linhagem específica do animal, seguindo as tabelas de seleção e dimensionamento do fabricante.²³.
   2. Coloque cuidadosamente a jaqueta instrumentada na ferramenta de ajuste da jaqueta (tenha cuidado para não danificar os sensores e cabos).
   3. Posicione a mochila sobre o entalhe localizado na parte superior da ferramenta de ajuste (Figura 4A). Posicione a ferramenta de ajuste sobre sua base retangular (Figura 4B) e coloque o rato em frente à abertura mais larga (lado da entrada do funil) (Figura 4C).
   4. Se a rata não quiser passar pela ferramenta de encaixe, motive o animal colocando um túnel de enriquecimento ou sua gaiola de alojamento em frente à saída.
   5. Assim que a cabeça do animal emergir do outro lado e suas patas dianteiras ficarem visíveis: use uma das mãos para segurar a rata e a ferramenta de ajuste juntas; use a outra mão para guiar as patas através de cada orifício localizado na parte frontal do colete, a fim de posicioná-lo e fixá-lo corretamente no animal (Figura 4D).
   6. Deslize suavemente a jaqueta pelo animal, removendo gradualmente a ferramenta de ajuste conforme avança, e permita que o animal passe completamente através da ferramenta em direção à saída.
   7. Certifique-se de que o colete está adequadamente posicionado, sem dobras na pele, e verifique se o tamanho é apropriado de acordo com as recomendações de verificação do ajuste do colete.
   8. Se necessário, substitua a jaqueta pelo tamanho apropriado. Os animais que não puderem ser equipados com segurança ou conforto, mesmo com ajuste de tamanho, devem ser excluídos do estudo.
   9. Quando o animal atingir o nível desejado da ferramenta de adaptação, remova o elemento de motivação do seu campo de visão, caso tenha sido utilizado.
      OBSERVAÇÃO: Isso impedirá que a rata continue passando pelo equipamento.
   10. Após colocar a rata na bancada do laboratório, desengate a mochila (Figura 4E) e desdobre a jaqueta (Figura 4F).
   11. Insira o eletrodo ECG de Ag/AgCl com o adesivo vermelho (positivo) pela abertura esquerda do colete, marcada com uma cruz vermelha (Figura 4G) e insira o eletrodo preto (negativo) na abertura direita.
   12. Posicione os eletrodos em derivação II colocando o eletrodo preto (negativo) atrás da pata dianteira direita e o eletrodo vermelho (positivo) na parede torácica lateral esquerda, dentro da área depilada, sob a faixa torácica RIPFigura 3B, C).
   13. Aplique gel para ECG (0,1 a 0,3 mL) no ponto preto de cada eletrodo utilizando a seringa e o cateter para uma deposição precisa do gel. Pressione suavemente para que os eletrodos aderem completamente à pele do animal (Figura 4H).
   14. Conecte os sensores utilizados (eletrodos de pletismografia/ECG) ao emissor e posicione o transmissor de telemetria e o conjunto de baterias na mochila colocada nas costas do animal (Figura 4I–J).
   15. Dobre a parte traseira da jaqueta para proteger os eletrônicos/cabos, reduzindo a fricção e mantendo-os protegidos. Dobre a mochila em direção às costas da rata (sobre a jaqueta dobrada) e fixe-a na parte distal/posterior da jaqueta com o ganchoFigura 4K).
       OBSERVAÇÃO: O gel é aplicado após a inserção do eletrodo para evitar que os eletrodos escorreguem durante o posicionamento através das aberturas do colete. A aplicação prévia do gel não é recomendada, pois reduz o atrito e torna o posicionamento preciso dos eletrodos significativamente mais difícil.
3. Iniciação da aquisição de sinal e verificação da qualidade do sinal
   1. Coloque o sistema de telemetria na mesma sala da gravação (a uma distância de até 10 metros) e em linha direta de visão, posicionando idealmente a unidade acima do animal ou no mesmo plano.
   2. Inicie o sistema e abra o software de telemetria.
   3. Inicie a aquisição de acordo com o procedimento do fabricante²⁴. Verifique a qualidade dos sinais de ECG e respiratórios e implemente os ajustes necessários (consulte Figura 5).

Figura 3: Vistas de um rato anestesiado. (A) Áreas dorsal e lateral do tórax indicando onde o pêlo deve ser removido (passo 2.1): 1) a linha tracejada indica o limite superior mínimo, e 2) as setas de duas pontas indicam o comprimento mínimo da área aparada. (B) Posicionamento recomendado dos eletrodos do Derivação II com o eletrodo preto (negativo) posicionado atrás do membro anterior direito e o eletrodo vermelho (positivo) na parede torácica lateral esquerda dentro da área aparada, sob a faixa torácica RIP. (C) Posicionamento dos eletrodos da Derivação I, mostrando os eletrodos posicionados horizontalmente através do tórax, o vermelho (positivo) atrás do membro anterior esquerdo e o preto (negativo) atrás do membro anterior direito. A configuração da Derivação II normalmente produz a maior amplitude do complexo QRS e a melhor resolução da onda P em ratos. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

Figura 4: Procedimento passo a passo para equipar um rato com a jaqueta, eletrodos e dispositivo eletrônico (seção 2). (A-B) Coloque a jaqueta no tubo de ajuste. (C-D) Guie o animal através do tubo de ajuste e para dentro da jaqueta. (E-F) Desengate a mochila e desdobre a jaqueta. (G) Insira o eletrodo de ECG com o adesivo vermelho (positivo) pela abertura esquerda da jaqueta, que é marcada com uma cruz vermelha, e insira (0,1 a 0,3 mL de gel condutor). (H) Massageie suavemente para que os eletrodos adiram completamente à pele do animal. (I-J) Conecte os sensores utilizados (plestimografia / eletrodos de ECG) ao emissor e insira-o no bolso. (K) Fixe a mochila utilizando o gancho vermelho. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

3. Remoção e armazenamento do equipamento​dure - Tempo: 1 min por animal

1. Coloque o rato sobre a bancada do laboratório ou segure-o na mão. Desprenda o gancho da mochila. Abra as costas do colete para acessar as ranhuras e os eletrodos. Remova-os cuidadosamente.
2. Retire o conjunto transmissor-bateria da mochila. Desconecte os cabos desse conjunto.
3. Retire as patas dianteiras das aberturas. Permita que o rato se mova para frente enquanto segura o colete com a mochila.
4. Após o uso, recoloque as tampas plásticas sobre os eletrodos para evitar que o gel resseque. Inspecione os sensores dos cabos; substitua os coletes se estiverem danificados ou desgastados. Deixe o colete secar antes de guardá-lo em sua bolsa individual.
5. Limpe o equipamento usando um desinfetante sem álcool e um pano; certifique-se de que todas as partes estejam secas. Desconecte o emissor da bateria para evitar descarga.
   NOTA: O colete pode ser reutilizado no mesmo animal se o tamanho for adequado ao peso do animal e os sensores não estiverem danificados (veja a seção correspondente na discussão para mais informações).

4. Adaptação ao uso do colete de telemetria

OBSERVAÇÃO: As sessões foram organizadas de acordo com o seguinte procedimento.

1. Equipe o animal seguindo os procedimentos detalhados no "Equipamento para Animais" seção.
2. Certifique-se de que o colete esteja bem ajustado, mas confortável. Inicie a gravação e devolva o animal à sua gaiola de origem.
3. No primeiro dia de habituação, limite o tempo em que o animal usa o equipamento a algumas horas. Realize verificações clínicas frequentes para monitorar o animal’estado. Aumente gradualmente a duração diária que o animal permanece com o equipamento.
4. Diminua progressivamente a frequência de observação caso não sejam observados sinais de desconforto. Continue esse procedimento até que o tempo de habituação corresponda à duração-alvo da gravação do estudo.
5. Pare a gravação e retire os equipamentos do animal de acordo com o procedimento recomendado. Inspecione a qualidade dos dados gravados e avalie o animal’a recuperação e o bem-estar geral antes de devolvê-lo à sala de alojamento.
   OBSERVAÇÃO: Os passos previamente descritos fornecem uma estrutura padrão, que deve ser adaptada às necessidades específicas do estudo.

5.  Habituação ao exercício em esteira

1. Equipar o animal (de acordo com a seção previamente descrita "equipamento do animal"). Iniciar a gravação.
2. Devolver o animal à sua gaiola para um período de estabilização pós-equipamento de 60 min, a fim de garantir a estabilização fisiológica completa após o ajuste do colete, conforme recomendações previamente estabelecidas^17,18,19.
3. Transferir o animal para a esteira parada e aguardar 3 min. Iniciar um primeiro estágio de baixa velocidade a 5 ou 10 cm.s^-1 por 1,5 min.
4. Submeter o animal a aumentos incrementais na velocidade de corrida, aumentando 5 cm.s^-1 a cada 2 min, e motivar o animal a correr durante os estágios iniciais utilizando choques elétricos da esteira com intensidade típica de 0,2 mA.
5. No final do exercício, devolver o animal à sua gaiola. Aguardar 30 min antes de remover o equipamento do animal.
6. Repetir este protocolo de habituação ao exercício na esteira durante 2 semanas, 5 dias por semana, com aumento gradual da velocidade de corrida e da duração do exercício.
   NOTA: A duração total deste processo deve variar de 5 min (no dia inicial de habituação) até atingir progressivamente 25 min (no dia final de habituação).
7. Monitorar a velocidade de corrida alcançada, bem como o número de choques, para ajustar a intensidade e a duração do exercício ao longo da habituação de 2 semanas.
8. Como critério de fim humano, encerrar a sessão se o animal atingir 10 choques ou uma duração cumulativa de choques de 10 s. Devolver o animal à sua gaiola e monitorar seu comportamento visualmente.
   NOTA: Uma imagem representativa de uma rata correndo na esteira enquanto usa o sistema de telemetria com colete é mostrada em Figura 6.

Figura 5: Rastreamentos típicos de ECG e respiração durante a verificação da qualidade do sinal (passo 2.3). Os ECGs foram registrados a 500 Hz/24 bits e os volumes respiratórios a 200 Hz/32 bits. (A) O gráfico mostra um ECG de alta qualidade (ondas P, QRS e T bem definidas, baixo ruído, janela de 3 s com amplitude > 0,5 mV). (B) O gráfico mostra um sinal respiratório de alta qualidade (ciclos bem definidos em repouso, janelas de 20 s, com amplitude > 0,5 u.a.). (C) O gráfico mostra um ECG de baixa qualidade (alta interferência, como ruído de 50/60 Hz com amplitude > 0,5 mV, deriva da linha de base ou complexos QRS pequenos/planos, janelas de 1,5 s). (D) O gráfico mostra um sinal respiratório de baixa qualidade (alta deriva da linha de base com amplitude > 5 u.a., dificultando a identificação, janelas de 12 s). O sinal respiratório reflete mudanças relativas na circunferência torácica e abdominal medidas por pletismografia por indutância respiratória (RIP); é expresso em unidades arbitrárias (u.a.), já que nenhuma calibração de volume foi realizada neste protocolo. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

6. Monitoramento fisiológico durante o Protocolo Triangular

1. Equipar o animal (de acordo com a seção previamente descrita "equipamento do animal"). Iniciar a gravação e aguardar a estabilização pós-equipamento na gaiola de origem (recomendado: 60 min), seguido por um período de repouso de 3 min na esteira antes das medições de linha de base (BL) (Figura 2B).
2. Permitir que o animal se adapte com um período de aquecimento em baixa velocidade (5 min a 5 cm.s^-1) antes do início do teste de exercício.
3. Submeter o animal a níveis sucessivos de velocidade, tipicamente 10, 20, 30 e 40 cm.s^-1, com duração de 5 min por nível.
4. Após o exercício, retornar os animais às suas gaiolas mantendo-os ainda equipados, permitindo o monitoramento contínuo das funções cardíaca e respiratória durante o período de recuperação.
   NOTA: Um protocolo típico de exercício para avaliação da velocidade máxima é o protocolo triangular. Ele consiste em um aumento progressivo da velocidade (por exemplo, de 10 a 40 cm.s^-1 no máximo) a cada 5 min, adaptado de Qin et al.²⁵. A seleção dos níveis de velocidade, incluindo o número de estágios e suas faixas específicas, deve ser ajustada de acordo com os objetivos do pesquisador e o estresse fisiológico desejado.

7. Gravação de variáveis fisiológicas e análise de dados

1. Equipe o animal com o dispositivo de telemetria com jaqueta e use o software de telemetria para monitorar diferentes variáveis, incluindo, mas não se limitando a: frequência cardíaca (FC), expressa em batimentos por minuto (bpm), calculada a partir do registro do ECG; frequência respiratória (FR), em movimentos respiratórios por minuto (mrpm); ou o nível de atividade locomotora (AL) em mG.  
2. Interrompa a gravação ao final do experimento, após o período de recuperação.
   NOTA: mG corresponde a   e é definido como  com , as componentes dinâmicas da aceleração.
3. Siga a abordagem previamente validada²¹, na qual foi demonstrado que um fluxo de trabalho automatizado fornece dados fisiológicos confiáveis sem intervenção manual.
4. Verifique se os limiares de exclusão para o intervalo RR (85 ms a 6 s) e a duração do ciclo respiratório (0,15 a 10 s) estão definidos amplamente no software de telemetria, garantindo um fluxo de trabalho de limpeza de dados totalmente automatizado, sem edição manual, limitando assim decisões dependentes do operador.
5. Avalie a qualidade do sinal e, se necessário, ajuste os parâmetros de detecção no software para otimizar a detecção dos ciclos para um animal específico, sem editar manualmente ciclos individuais.
6. Médie as variáveis a cada 10 s para cada animal e apresente os resultados como média ± erro padrão da média (SEM). Marque os períodos específicos de interesse no software de telemetria.
7. Defina a linha de base como os últimos 30 s do período de repouso de 3 min após colocar o animal na esteira, quando o nível de atividade locomotora cai abaixo de 10 mG.
8. Para o Protocolo de Exercício, marque os últimos 30 s de cada nível de velocidade concluído com sucesso. Exclua dados de qualquer nível não concluído e de todos os níveis subsequentes.
   NOTA: A exclusão de níveis não concluídos resulta em uma redução progressiva do tamanho da amostra nas fases de velocidade mais altas.

Resultados

Os resultados descritos na seção "resultados representativos" foram obtidos em 20 ratos adultos Wistar (machos; 250–400 g).

Figura 5 ilustra a diferença entre sinais telemétricos típicos de alta e baixa qualidade registrados de um animal em repouso. Figura 5A e Figura 5B apresentam exemplos de dados de alta qualidade. O eletrocardiograma (ECG) na Figura 5A é de alta qualidade, exibindo ondas/complejos P, QRS e T bem definidos, com mínima deriva da linha de base ou interferência da rede elétrica. Da mesma forma, o sinal respiratório na Figura 5B apresenta a qualidade esperada, com ciclos respiratórios claros e bem resolvidos. Em contrapartida, Figura 5C e Figura 5D mostram exemplos de sinais de baixa qualidade. O ECG de baixa qualidade na Figura 5C é caracterizado por alta interferência elétrica, tal como ruído acentuado da rede elétrica de 50/60 Hz ou significativa oscilação da linha de base. O sinal também apresenta complexos atenuados ou ausentes (complexos QRS pequenos ou planos), dificultando a separação precisa dos ciclos cardíacos. O sinal respiratório de baixa qualidade na Figura 5D sofre igualmente de acentuada oscilação da linha de base e ciclos atenuados, o que dificulta seriamente a identificação confiável dos ciclos respiratórios, mesmo quando o animal está imóvel.

Figura 6: Fotografia de uma rata Wistar exercitando-se (passo 6). O rato está se exercitando na esteira individual (velocidade da esteira = 20 cm.s^-1) equipada com o colete de telemetria, eletrodos e dispositivo eletrônico. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

Os dados apresentados na Figura 7A–C foram obtidos com quatro ratos Wistar machos, pesando entre 330 e 340 g e com 10 semanas de idade ao chegarem. Os ratos usaram o colete de telemetria por 5 dias consecutivos (Dia 1 a Dia 5). Cada sessão consistiu na equipagem do animal seguida de um registro de 3 h na gaiola de convivência. A análise de vídeo foi realizada manualmente para identificar comportamentos associados a variações fisiológicas.

As duas primeiras sessões de habituação induziram um estresse mais acentuado, caracterizado pelo aumento da frequência cardíaca (FC) (entre 400 e 500 bpm) e da frequência respiratória (FR) durante a primeira hora após o posicionamento. Esses períodos de ativação fisiológica elevada coincidiram com atividade exploratória intensa (farejamento, levantamentos frequentes) e cuidados com o corpo, conforme observado por meio da câmera. Por outro lado, quando realizado corretamente, o protocolo de habituação de 3–5 dias descrito anteriormente deve atenuar essa estimulação inicial.

No terceiro dia de habituação, a FC e a FR retornaram aos seus valores basais mais rapidamente, estabilizando-se em aproximadamente 350 bpm e 100 brpm, respectivamente, cerca de 35 min após o posicionamento.

Figura 7: Estabilização fisiológica ao longo dos dias consecutivos de habituação (Passo 4). Os painéis mostram (A) frequência cardíaca (FC; bpm), (B) frequência respiratória (FR; rpm), e (C) nível de atividade (NA; mG) durante o período de 1 h de estabilização após o uso do colete de telemetria. Os dados foram coletados ao longo de 5 dias consecutivos de habituação (n=4; machos, coorte independente). Os dados são representados como média ± erro padrão da média (EPM), calculados a cada 5 min. As linhas em negrito destacam o primeiro dia de habituação (marcadores circulares roxos) e o último dia de habituação (marcadores triangulares verdes). Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

Os resultados foram obtidos em dois grupos experimentais de oito ratos que concluíram com sucesso o procedimento de habituação na esteira. Esses animais foram incluídos em dois experimentos independentes conduzidos por pesquisadores diferentes. No primeiro grupo (Grupo 1; linhas azuis), todos os animais conseguiram correr com o colete até a velocidade de 30 cm.s^-1, com 7 dos 8 animais completando a velocidade máxima de 40 cm.s^-1 sem atingir o número máximo de choques elétricos. Por outro lado, no segundo grupo (Grupo 2; linhas laranjas), 7 dos 8 animais precisaram ser interrompidos aos 20 cm.s^-1 porque atingiram o critério ético humanitário de 10 choques elétricos.

Figura 8 mostra exemplos individuais dos dois grupos. O protocolo de exercício para o Rato 0 foi interrompido prematuramente. Seu período de recuperação começou quando a esteira foi parada, o que ocorreu antes que o animal pudesse completar a fase de velocidade de 20 cm.s^-1. Em contrapartida, o Rato 1 completou com sucesso o protocolo de exercício, demonstrando uma adaptação fisiológica gradual após um aumento inicial no início do exercício na esteira. Essa adaptação foi caracterizada por um aumento progressivo na FC (Figura 8A), FR (Figura 8B) e LA (Figura 8C) ao longo das diferentes fases de velocidade, com atividade fisiológica elevada mantida até a conclusão bem-sucedida da fase de 40 cm.s^-1. Ao parar a esteira, iniciou-se a fase de recuperação, marcada por uma diminuição na FC (Figura 8A), FR (Figura 8B) e LA (Figura 8C), que regressaram progressivamente aos níveis basais.

Figura 8: Respostas fisiológicas individuais durante o protocolo de exercício triangular (Etapa 6). Os painéis mostram (A) frequência cardíaca (FC; bpm), (B) frequência respiratória (FR; mpm), e (C) nível de atividade (NA; mG) para dois indivíduos: Rato 1 (macho), que completou a fase de velocidade máxima, demonstrando treinamento adequado, e Rato 0 (macho), que interrompeu a atividade na fase de velocidade de 20 cm.s^-1. Linhas contínuas indicam períodos em que o animal estava correndo, enquanto linhas tracejadas representam o período de recuperação após a interrupção da atividade na esteira. O aquecimento refere-se ao período de 5 min a 5 cm.s^-1 após o início da esteira e antes do início efetivo do teste. Os dados são representados como média calculada a cada 30 s. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

Conforme relatado na Figura 9, as medições basais para o grupo 1 foram registradas na esteira como: FC de 395±14 bpm, FR de 177±15 movimentos respiratórios por minuto e AL de 15±2 mG. O dispositivo de monitoramento mediu um aumento fisiológico inicial como: FC (+26%, +101 bpm) (Figura 9A), FR (+46%, +82 movimentos respiratórios por minuto) (Figura 9B) e AL (+1210%, +189 mG) (Figura 9C), induzido pelo início da esteira em comparação com o valor basal. Um aumento fisiológico induzido pelo exercício a 40 cm.s^-1 foi medido para o grupo 1: FC (+28%, +110 bpm) (Figura 9A), FR (+71%, +126 movimentos respiratórios por minuto) (Figura 9B) e AL (+2839%, +443 mG) (Figura 9C) em comparação com o valor basal. Valores basais comparáveis foram registrados para o grupo 2: FC de 399±18 bpm, FR de 150±15 movimentos respiratórios por minuto e AL de 11±3 mG. O dispositivo de monitoramento mediu um aumento fisiológico induzido pelo exercício até 20 cm.s^-1 como: FC (+23%, +90 bpm), FR (+81%, +122 movimentos respiratórios por minuto) e AL (+1555%, +171 mG) em comparação com o valor basal. Valores para velocidades mais altas não são comparados para este grupo, dado que apenas um animal atingiu essas fases de velocidade (Figura 9D).

Apesar dessas diferenças, os dois grupos apresentaram um grande aumento inicial na FC, FR e LA no início do uso da esteira, seguido por um aumento progressivo e comparável desses parâmetros conforme a velocidade da esteira aumentava.

Figura 9: Parâmetros fisiológicos e perfis de recuperação em diferentes grupos experimentais independentes. Os painéis mostram (A) frequência cardíaca (FC; bpm), (B) frequência respiratória (FR; mpm), e (C) nível de atividade (NA; mG) durante uma fase forçada de exercício em velocidade do protocolo triangular (Etapa 6) e a fase subsequente de recuperação. Os dados são apresentados para o Grupo 1 (azul; n = 8 machos) e Grupo 2 (laranja; n = 8 machos), obtidos de dois ensaios independentes realizados por diferentes experimentadores em momentos distintos. (D) O número de animais que completaram a fase de velocidade. Os dados são representados como média ± erro padrão da média, exceto no painel D, que representa contagens de animais. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

Discussão

This protocol presents a simple and non-invasive method for monitoring cardiorespiratory system adaptation in rodents during an incremental exercise test (IET)²⁵. This approach is particularly relevant not only for studying exercise physiology, but also for protocols aimed at revealing functional alterations induced by pathological models that may not be apparent at rest^2,3.

Although the protocol is designed for easy implementation, special attention must be paid to the selection of the appropriate jacket size. The habituation phases to the jacket and treadmill are the most critical steps. Furthermore, checking signal quality before recording begins is essential. To ensure data reliability, these various points may require adjustment or troubleshooting. These checkpoints are detailed below.

Jacket fit verification

If an animal manages to remove its jacket during the habituation period or appears uncomfortable, re-examine the fit to ensure the correct size has been selected, referring to the manufacturer's sizing recommendations²³. If the animal can be equipped with the jacket but doubts remain about the fit, try passing a finger between the jacket and the animal’s shoulder to check that the thoracic bands are not excessively compressing the animal’s body. A finger should pass through easily, and the fabric should remain soft when the jacket is gently stretched. If inserting a finger is difficult or excessive pressure from the fabric is noticed, remove the jacket as the animal is likely being compressed. Conversely, a jacket that is too large will not remain in place for long after fitting and is easy for the animal to remove. Even if an oversized jacket can be fitted, it will tend to shift backward behind the shoulder blades. If the jacket moves even slightly, the animal may place a paw through the outer edge and eventually remove the entire device.

Acclimatization & Jacket fitting

The acclimatization phase is a critical step for minimizing stress on the day of the experiment. Indeed, even non-invasive procedures or routine handling can induce temporary stress responses^26,27. The acclimatization period allows both the animals and the experimenters to become familiar with the procedure, and enables the animals to progressively adapt to the additional weight of the telemetry device (approximately 15 g), which represents less than 10% of the body weight of an adult rat within the recommended weight range.

While a five-day habituation period has been employed in this protocol, it represents an indicative duration and can be adjusted as needed. Indeed, the results in Figure 7A–C show that HR, RespR and AL values recorded after 1 h of stabilization plateaued after three days, corroborating earlier studies^17,19,21 that successfully utilized a three-day protocol. In any case, the absence of normalization of cardiac and respiratory functions during a habituation session should be considered a strong indicator of animal discomfort, and therefore, insufficient habituation. If such a phenomenon occurs regardless of the fit of the jacket, it is strongly recommended to check the rats' environment and housing conditions to eliminate potential stressors^28,29. Furthermore, it is essential to distinguish transient behaviors, such as attempts to gnaw the jackets or secretion of porphyrins (red tears), primarily induced by exposure to an unfamiliar situation²⁶, from persistent reluctance to wear the jacket, which remains exceptional. In the former case, the frequency of these behaviors should decrease as habituation progresses, indicating the animal’s gradual acceptance of the procedure. In the latter case, the reluctance to wear the jacket does not diminish and repeated exposure may constitute negative reinforcement. In the experiments presented in this article, only one of the 16 rats attempted to gnaw the jacket on the first day of acclimatization and this behavior was not observed in subsequent sessions. While all animals ultimately tolerated the jacket, the possibility remains that a specific individual might consistently refuse to wear it, necessitating its exclusion.

Treadmill habituation and triangular protocol

Although the proposed habituation protocol is commonly used^30,31; the contrasting outcomes obtained from the two separate experiments reflect the natural variability across individual and cohort responses. Despite undergoing the same standardized habituation, Group 2 reached the ethical shock limit at lower speed stages, suggesting insufficient adaptation to reach the targeted exercise speeds. Notably, the average heart rate was higher in Group 2 than in Group 1 at the 20 cm.s⁻¹ stage despite similar baseline values, which may reflect a heightened stress response, lower cardiovascular fitness, or individual variability; however, the limited sample size (n=1 in Group 2 beyond this speed) precludes any definitive interpretation. This underscores the necessity of continuous monitoring during habituation to adjust the protocol dynamically and account for environmental factors or cohort-specific characteristics that drive inter-experiment variability. To ensure adequate preparation, each animal's advancement and number of shocks received over the ten-day period should be tracked throughout the habituation period, allowing for protocol adjustments based on regular reassessments of individual progress toward the target maximum speeds of the incremental test. As a general indication, animals typically require the first two to three sessions to adapt to treadmill running at low speeds (below 10–20 cm.s⁻¹), before progressively tolerating higher speeds (20–30 cm.s⁻¹) over the intermediate sessions (day 3 to 6). By the final habituation sessions, well-adapted animals should be capable of sustaining the target speed (around 40 cm.s⁻¹) before day 10 for the full session duration without reaching the shock limit. A pre-test incremental session is recommended to verify each animal's capability to reach the target speed. This step serves as a final check to allow extension of the habituation period for animals that fail to complete it satisfactorily. Ultimately, it is critical to ensure that habituation sessions remain sub-maximal; they should not constitute physical training or influence performance during the subsequent IET^30,31. Rather than representing a methodological failure, the inclusion of both outcomes here is intentional, as it provides users with a realistic illustration of the range of responses that can be expected in practice. This protocol serves a dual purpose: acclimatizing the animals to the equipment and identifying those unable to perform the required exercise. While 'non-runners' are frequently not mentioned in published reports, the literature suggests that more than 10% of rats may fail to complete habituation³². Consequently, these individuals should be identified early and excluded from the study. Given the potential for animal exclusion due to both treadmill non-compliance and jacket refusal, including one or two additional animals per cohort to maintain a statistically robust sample size is recommended.

Signal quality

Another frequent troubleshooting scenario involves addressing poor recorded signal quality (as illustrated in Figure 6, "representative results"). If poor ECG quality persists after 2–3 min (the time required for the gel to establish proper contact between the skin and the electrodes), the following corrective actions can be taken: 1. Check for interference: Ensure that no skin folds, jacket folds or fur regrowth are interfering with electrode contact. 2. Improve conductivity: Gently massage the skin over the electrodes. If necessary, apply additional conductive gel directly to the black dots in the center of the adhesive side of the electrodes. 3. Inspect equipment: Carefully examine the electrodes and wires for any signs of damage, and consider replacing the electrodes if signal quality remains poor or if damage is apparent. If the RIP signal is noisy, first verify the jacket size and the integrity of the internal sewn sensors. If the size is inappropriate or the sensors are damaged, the jacket must be replaced, as this is the only effective solution for restoring signal quality. Overall signal quality may decrease at higher speeds compared to baseline recordings, due to motion-induced mechanical noise manifesting as increased baseline wander and motion artifacts. The influence of these artifacts and the corresponding mitigation strategies has been thoroughly described elsewhere²¹.

This study uses a rodent-specific jacket for multimodal physiological assessment (cardiac, ventilatory, and actigraphy) during incremental exercise on a treadmill. Previous studies have demonstrated that this device yields results comparable with invasive methods for assessing cardiac^16,33,34 and ventilatory¹⁵ functions, which are established as the gold standard. However, most of these invasive methods are generally incompatible with exercise protocols performed in freely moving animals. Only the use of implantable telemetry sensors (for a review see³⁵) makes this type of experimentation possible. However, implanting these sensors requires extensive surgery, which may compromise animal welfare through postoperative pain, location of surgical wounds, or discomfort related to the device bulk, and may ultimately alter the animal's phenotype or ability to perform exercise^8,9,36. In this context, preserving the animal’s physical integrity during the investigation represents a major advantage of this method. Furthermore, while specialized metabolic treadmills allow for the measurement of oxygen consumption () and carbon dioxide production (), they do not provide direct functional indices of cardiac or respiratory performance. The external telemetry system used in this protocol is compatible with this equipment, addressing this gap by effectively complementing the endpoints accessible through these methodologies. Finally, although treadmill speed is often used as a proxy for mechanical work performed during IET, the integration of an accelerometer enables direct measurement of actigraphy, thereby providing richer data on animal activity and allowing movement analysis beyond simple locomotion speed.

Beyond exercise physiology, this jacketed telemetry system may have broader applications in experimental settings requiring non-surgical ambulatory cardiorespiratory monitoring. Following appropriate acclimatization, prolonged recordings have been implemented up to 48 h³³, thereby opening perspectives for circadian or sleep-related physiology studies, as well as longitudinal monitoring protocols. In addition to the exercise protocol presented here, this technology has already been applied in other contexts, including cardiovascular phenotyping in disease models, where ECG-derived parameters and heart rate variability have recently been reported in rat models of ischemic cardiomyopathy²⁰ and of chronic kidney disease-associated cardiovascular dysfunction³⁷, illustrating its applicability beyond acute exercise settings. Such an approach may also be of interest for other preclinical applications involving spontaneous or challenge-induced activity, including seizure or epilepsy models, safety pharmacology studies^17,19, and post-surgical recovery monitoring³⁸. Although these applications were not specifically evaluated in the present study, they illustrate the versatility and translational potential of this non-surgical monitoring platform. The current method presents several limitations that require consideration. First, the proposed protocol is generic and designed for healthy animals. Therefore, the fit and tolerance of the jacket may vary depending on animal size, body composition, strain, sex, and physiological condition, potentially limiting its applicability in very small, obese, or diseased animals. Moreover, researchers working with specific models (e.g., obese animals) must adapt the exercise program independently of the measurement system.

Conducting a preliminary test on a small cohort of animals to thoroughly evaluate potential constraints before performing the main experiment is highly recommended. It should also be noted that this protocol was developed using a proprietary jacketed telemetry system. While the general principles described here are broadly applicable, performance characteristics such as signal quality, jacket fit, and data output format may differ from those of other telemetry platforms. Researchers are therefore encouraged to validate their specific system before performing the main experiment. In addition, considering the ethical and societal aspects of preclinical research, the use of a mild aversive stimulus (low-intensity electrical stimulation) to control exercise, as presented here, may be questioned. Despite increasing regulatory scrutiny, this approach remains the most widely used method. As recently reviewed by Okamoto et al.³⁹, it is still the preferred option when precise control of exercise intensity and duration is required. Conversely, when strict control of exercise is not essential, some studies propose replacing electrical stimulation with potentially less aversive stimuli, including compressed air, tactile cues, or noise (for a review see⁴⁰). Similarly, the use of reward-based paradigms as an alternative to aversive stimuli has been explored for more than a decade⁴¹; however, standardized exercise protocols relying solely on positive reinforcement have not yet been established. The potential applications of this method are considerable, spanning both specific research contexts and educational settings. In research settings, this approach is broadly applicable to studies requiring a controlled exercise protocol to assess cardiorespiratory function. Its main applications include: i) Performing exercise tests comparable to those used in humans to accurately evaluate the adaptive capacity of the cardiorespiratory system in healthy and pathological conditions; ii) Standardizing training or rehabilitation protocols across various animal models of experimental disease; iii) Facilitating the longitudinal monitoring of the physiological effects induced by training or rehabilitation over extended periods; iv) detecting physiological alterations, such as those associated with heart failure, that may not be apparent in animals at rest. From a pedagogical perspective, this model offers substantial advantages for university practical training, thereby directly or indirectly adhering to the 3Rs principles⁴ : “Refinement”, “Reduction” and “Replacement” in the use of animals. It promotes “Refinement” through its completely non-invasive nature, thereby preserving the animal’s physical integrity, unlike traditional methods for studying cardiorespiratory physiology. Furthermore, such a multi-modal approach allows students to study cardiac and respiratory physiology using a single system during one session, providing an integrated illustration of physiological homeostasis. This indirectly contributes to a “Reduction” in animal numbers. In an educational context, this system could also support “Replacement” by enabling the creation of realistic physiological databases to complement practical training and simulation-based learning in physiology education to illustrate a wide range of physiological scenarios⁴². Indeed, for educational purposes, the troubleshooting scenarios described in this protocol are particularly valuable, as they provide examples derived from real-world experimental conditions in which inter-individual variability and technical challenges can be illustrated. As universities increasingly complement or replace animal use with simulation tools, it is relevant to have access to such examples. Additionally, enriching the physiological recordings with video data obtained during the present protocol can provide students with visual context, including examples of unresponsive animals, thereby enhancing interpretation and learning.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Câmera olho de peixe 6 MPX	Reolink, Hong Kong, China	FE-W	Utilizada para observar os animais durante a habituação.
Depilador	Aesculap Schermaschinen, Suhl, Alemanha	Depilador Aesculap Exacta GT416	Utilizado para remoção de pelos. Um depilador alternativo com cabo ou com bateria e capacidade de corte de 0,1 mm é adequado.
Computador com navegador web	Qualquer fornecedor	N/A	Utilizado para abrir o software de telemetria e gravar vídeos. Qualquer computador com um navegador web recente pode ser utilizado.
Elétrodos ECG descartáveis adesivos de superfície	ETISENSE, Lyon, França	ELEC-R-1PAIR	Elétrodos Ag/AgCl de superfície a serem inseridos sob a jaqueta para registro de ECG.
Gel condutor para ECG	ASEPT INMED, QUINT-FONSEGRIVES, França	Uni Gel ECG, 251005	Utilizado para melhorar o contato e a aderência dos eletrodos de ECG. Qualquer gel condutor para ECG pode ser utilizado.
Estação de anestesia a gás	TEM SEGA, Saint-Médard-en-Jalles, França	Estação de anestesia a gás veterinária Portico com evaporador ISOTEC 3	Utilizada para anestesia animal durante a depilação. Qualquer estação de anestesia equivalente para roedores pode ser utilizada.
Gaze	Qualquer fornecedor	N/A	Utilizada para secar a área depilada após a limpeza. Qualquer gaze absorvente estéril ou não estéril é adequada.
Jaqueta instrumentada	ETISENSE, Lyon, França	JKT-RAT-T1	Jaqueta de telemetria com sensores respiratórios utilizada para manter os eletrodos e o transmissor no lugar. Disponível em diferentes tamanhos conforme o peso e a linhagem dos animais; consulte as tabelas de seleção do fabricante para escolha adequada do tamanho23.
Cateter intravenoso sem agulha	TERUMO, Laguna, Filipinas	SURFLO 22G 0,85x25 SR+OX2225C1	Utilizado para aplicação precisa do gel. Pode ser reutilizado. Qualquer combinação equivalente de seringa e cateter pode ser utilizada.
Isóflurano	Virbac, Santé Animale, França	Vetflurane, 401346	Formulação veterinária de isóflurano utilizada para anestesia gasosa durante a depilação (1,5–5% em 20% de oxigênio e ar). Qualquer outro isóflurano veterinário equivalente pode ser utilizado. Utilizar conforme as regulamentações locais.
Ferramenta auxiliar para colocação da jaqueta	ETISENSE, Lyon, França	FTUB-R-BD	Ferramenta opcional, utilizada para facilitar a colocação da jaqueta no animal com restrição mínima.
Esteira rolante motorizada	BIOSEB, Vitrolles, França	BX-TM	Esteira rolante motorizada, com uma ou múltiplas pistas, que aplica choques elétricos de 0,2 mA.
Marcador permanente à base de tinta	Qualquer fornecedor	N/A	Utilizado para marcar a cauda para identificação individual dos animais. Qualquer marcador permanente não tóxico e à prova d'água é adequado.
Desinfetante de superfície	Franklab, Montigny le Bretonneux, França	FB Spray, 10515	Utilizado para limpar o equipamento após o uso. Qualquer desinfetante de superfície sem álcool pode ser utilizado.
Seringa sem agulha (1 ou 5 mL)	BD, Pont-de-Claix, França	BD Plastipak,303172	Utilizada para aplicação precisa do gel. Pode ser reutilizada. Qualquer combinação equivalente de seringa e cateter pode ser utilizada.
Software de telemetria	ETISENSE, Lyon, França	Software LASA v2.17 ou versão posterior	Software baseado na web para aquisição e análise de dados fisiológicos.
Sistema de telemetria para aquisição de dados fisiológicos	ETISENSE, Lyon, França	Sistemas DECRO: SYS-NANOACQ4, SYS-S2, SYS-S1 ou equivalente	Disponível em diferentes configurações conforme o número de animais.
Transmissor de telemetria e bateria para aquisição de dados fisiológicos	ETISENSE, Lyon, França	EMET-HD-ACQ-REVG	Transmissor de telemetria que registra ECG, sinais respiratórios e aceleração 3D, com bateria recarregável (duração contínua de 12 horas).
Software de gravação de vídeo	Reolink, Hong Kong, China	Reolink Client v8.17.6 ou versão posterior	Utilizado para gravar o vídeo. Versão para Windows ou Mac disponível