Plataforma de Nanoatuadores Magnéticos para Mecanoestimulação Remota e Controlável de Células de Schwann com Imagem Confocal em Tempo Real

Yang Wang; Ting Liu; Mingxi Yang; Chong Qi; Bin Liu

doi:10.3791/71685

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Plataforma de Nanoatuadores Magnéticos para Mecanoestimulação Remota e Controlável de Células de Schwann com Imagem Confocal em Tempo Real

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DOI:

10.3791/71685

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8 de setembro de 2026

Yang Wang¹^,² , Ting Liu³ , Mingxi Yang¹^,² , Chong Qi⁴ , Bin Liu¹^,²

¹Department of Hand Surgery, Orthopedic Center, The First Hospital of Jilin University, ²Key Laboratory of Tissue Repair, Reconstruction and Regeneration of Jilin Province, ³International Medical Department, Geriatric Medical Center, The First Hospital of Jilin University, ⁴Institute of Translational Medicine, The First Hospital of Jilin University

Neste artigo

Resumo

Este protocolo apresenta uma plataforma de nanoativação magnética compatível com microscopia, integrando nanopartículas superparamagnéticas fluorescentes, um eletroímã calibrado e imagem confocal em tempo real para estimular remotamente e de forma controlada as células de Schwann e monitorar dinamicamente suas respostas mecanossensoriais.

Resumo

As forças mecânicas regulam criticamente o comportamento celular, mas muitos métodos existentes de estimulação mecânica dependem de contato físico direto ou ambientes extracelulares artificialmente projetados, limitando assim sua flexibilidade em estudos dinâmicos com células vivas. Aqui, apresentamos uma plataforma de nanoacionamento magnético para mecanostimulação remota, sem contato e controlável de células de Schwann in vitro. Esta configuração integrada permite estimulação magnética remota e imagem sincronizada de células vivas na mesma sessão experimental. Este manuscrito descreve a preparação de nanopartículas superparamagnéticas fluorescentes (SPIONs), opcionalmente SPIONs funcionalizadas direcionadas à actina (f-SPIONs), a construção e calibração de um dispositivo eletromagnético compatível com microscópio, a estimativa de forças magnéticas nos níveis de partícula única e célula única, e a integração do acionamento magnético com imagem confocal em tempo real. Células de Schwann são células gliais altamente mecanossensíveis que desempenham papéis essenciais no desenvolvimento, manutenção e reparo dos nervos periféricos. O monitoramento em tempo real de suas respostas à estimulação mecânica é crucial para compreender como as forças mecânicas influenciam a organização do citoesqueleto e o comportamento celular. Esta plataforma fornece um fluxo de trabalho reprodutível para o estudo da mecanobiologia de células de Schwann e pode ser adaptada a outros tipos celulares mecanicamente responsivos e sistemas multicelulares.

Introdução

Estímulos mecânicos regulam uma ampla gama de processos celulares, incluindo adesão, migração, proliferação, diferenciação e plasticidade fenotípica¹^,²^,³. Estudos em mecanobiologia demonstraram que tanto neurônios quanto células gliais exibem acentuada mecanossensibilidade e resposta ao longo do desenvolvimento⁴^,⁵^,⁶^,⁷. Para investigar como as células detectam e respondem à força, diversas abordagens experimentais foram desenvolvidas, incluindo microscopia de força atômica (AFM), aspiração por micropipeta, pinças ópticas, sistemas de cultura baseados em estiramento e plataformas microfluídicas⁸^,⁹^,¹⁰^,¹¹^,¹². Essas técnicas avançaram significativamente o estudo da mecanotransdução. No entanto, muitas delas exigem contato físico direto com as células ou dependem de ambientes mecânicos artificiais pré-definidos, tornando-as menos adequadas para estímulos remotos, dinamicamente controláveis e compatíveis com imagem.

A entrega de forças mediada por nanopartículas magnéticas oferece uma estratégia alternativa para mecanosestímulo remoto¹³^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁶^,¹⁷^,¹⁸. Como a maioria dos tecidos biológicos apresenta baixa suscetibilidade magnética, campos magnéticos aplicados externamente podem penetrar amostras biológicas sem contato direto e atuar seletivamente sobre partículas magneticamente responsivas introduzidas em células ou tecidos. Na presença de um gradiente de campo magnético, essas partículas sofrem forças direcionais que podem ser utilizadas para impor perturbações mecânicas nos níveis subcelular, celular ou tecidual⁸^,⁹. Essa abordagem é atrativa porque é sem contato, ajustável, compatível com imagem em tempo real e potencialmente extensível a sistemas biológicos mais complexos.

As células de Schwann são células gliais altamente mecanossensíveis¹⁹^,²⁰ que desempenham papéis fundamentais no desenvolvimento, manutenção e reparo dos nervos periféricos²¹^,²².A observação dinâmica das respostas das células de Schwann à estimulação física é importante para compreender como a força regula a organização do citoesqueleto e o comportamento celular. No entanto, muitos sistemas convencionais de aplicação de força não são facilmente compatíveis com microscopia de alta resolução em tempo real. Para superar essa limitação, desenvolvemos uma plataforma de nanoativação magnética que combina partículas magnéticas superparamagnéticas fluorescentes direcionadas ao citoesqueleto de actina (f-SPIONs), um dispositivo eletromagnético personalizado compatível com a platina de um microscópio confocal e uma estrutura quantitativa para estimativa de força. Esse sistema integrado permite a estimulação magnética remota e a imagem sincronizada de células vivas na mesma sessão experimental.

O fluxo de trabalho descrito aqui inclui a preparação de superpartículas magnéticas fluorescentes (SPIONs), funcionalização opcional direcionada à actina com base em faloidina para gerar f-SPIONs, caracterização de nanopartículas, construção do dispositivo eletromagnético e calibração do campo, estimativa da força magnética e estimulação magnética combinada com imagem confocal em tempo real. Embora otimizado aqui para células de Schwann, a plataforma pode fornecer um arcabouço prático para estudos relacionados em outros sistemas vivos mecanicamente responsivos.

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Protocolo

Os experimentos descritos neste protocolo utilizaram uma linhagem estabelecida de células de Schwann de rato (RSC96) e não envolveram participantes humanos ou animais vivos. Este estudo foi conduzido como parte de um projeto de pesquisa mais amplo envolvendo experimentos com animais, o qual foi aprovado pelo Comitê de Bem-Estar e Ética Animal do Primeiro Hospital da Universidade Jilin (Número de Aprovação: 2022-0045).

1. Preparação de superpartículas magnéticas fluorescentes

Sintetize nanopartículas de Fe₃O₄ revestidas com ácido oleico.
OBSERVAÇÃO: As nanopartículas de Fe₃O₄ revestidas com ácido oleico foram sintetizadas por decomposição térmica conforme descrito anteriormente²⁰^,²³.
1. Adicione 2 mmol de Fe(acac)₃, 6 mmol de ácido oleico, 6 mmol de oleylamine e 5 mmol de 1,2-hexadecanediol a 20 mL de éter benzílico em um frasco de reação.
2. Agite a mistura sob atmosfera de nitrogênio por 15 min até obter uma solução precursora homogênea.
3. Aqueça a mistura até 200 °C a uma taxa de 20 °C/min.
4. Mantenha a reação a 200 °C por 30 min.
5. Aumente a temperatura até 265 °C e mantenha a mistura em refluxo por 30 min.
6. Deixe a mistura de reação esfriar naturalmente até a temperatura ambiente.
7. Recupere as nanopartículas de Fe₃O₄ por separação magnética.
8. Lave as nanopartículas três vezes com etanol.
9. Redispersa as nanopartículas purificadas em tolueno.
Monte superpartículas de Fe₃O₄·Cy3.5.
OBSERVAÇÃO: As superpartículas de Fe₃O₄·Cy3.5 foram preparadas conforme descrito anteriormente²⁰^,²⁴^,²⁵.
1. Disperse 28 mg de nanopartículas de Fe₃O₄ revestidas com ácido oleico em 4 mL de tolueno em um balão de fundo redondo de 50 mL com três entradas.
2. Prepare uma fase aquosa contendo 12,5 mg de dodecilsulfato de sódio e 3 mg de Cyanine 3,5 (Cy 3,5) em 12,5 mL de água.
3. Misture a suspensão de nanopartículas de Fe₃O₄ em tolueno (28 mg em 4 mL; 7 mg/mL) com a solução aquosa de surfactante/ corante para formar uma microemulsão óleo-em-água.
4. Misture bem até obter uma emulsão estável.
5. Aqueça o balão de fundo redondo com três entradas a 60 °C e agite continuamente a 300 rpm por 6 h.
  OBSERVAÇÃO: Não é necessário procedimento de evaporação sob pressão reduzida ou com evaporador rotativo.
6. Evapore o tolueno nas condições descritas acima para induzir a agregação das nanopartículas de Fe₃O₄. Usando uma pipeta de transferência descartável, transfira uma pequena alíquota da solução para um tubo de ensaio e deixe repousar. A ausência de separação de fases indica que o tolueno foi completamente removido.
7. Transfira a suspensão de superpartículas de Fe₃O₄·Cy3.5 para tubos cónicos de 15 mL. Centrifugue a 2.370 × g por 5 min à temperatura ambiente para recolher as superpartículas, e descarte cuidadosamente o sobrenadante sem perturbar o pellet.
8. Redispersa o pellet em água desionizada ultrapura e centrifugue novamente a 2.370 × g por 5 min à temperatura ambiente. Descarte o sobrenadante e repita o procedimento de lavagem três vezes para remover o corante Cy3.5 livre residual e o dodecilsulfato de sódio.
Revestir as superpartículas com polidopamina (PDA).
OBSERVAÇÃO: As superpartículas revestidas com polidopamina foram preparadas conforme descrito anteriormente²⁰^,²⁶.
1. Centrifugue a suspensão de superpartículas de Fe₃O₄·Cy3.5 a 2.370 × g por 5 min à temperatura ambiente e descarte o sobrenadante.
2. Redispersa o pellet em tampão Tris 10 mM (pH 8,5).
3. Adicione 26 mg de monômero de dopamina à suspensão.
4. Agite a mistura à temperatura ambiente por 3 h sob condições alcalinas.
5. Centrifugue a suspensão a 2.370 × g por 5 min à temperatura ambiente.
6. Remova o sobrenadante e redispersa o pellet em água ultrapura para obter partículas de Fe₃O₄·Cy3.5@PDA (SPIONs).
Funcionalize opcionalmente as partículas com phalloidin-Alexa Fluor 350.
OBSERVAÇÃO: As superpartículas foram funcionalizadas na superfície utilizando phalloidin-Alexa Fluor 350 comercialmente disponível²⁰.
1. Prepare 5 mL de solução aquosa contendo 100 unidades de phalloidin-Alexa Fluor 350.
2. Adicione 200 µL da suspensão de Fe₃O₄·Cy3.5@PDA contendo 2 mg de partículas à solução.
3. Agite suavemente a mistura à temperatura ambiente por 24 h.
4. Centrifugue a mistura a 2.370 × g por 5 min à temperatura ambiente.
5. Descarte o sobrenadante e redispersa o pellet em água desionizada.
6. Armazene a formulação final de Fe₃O₄·Cy3.5@PDA@phalloidin (f-SPIONs) protegida da luz até o uso.

2. Caracterização das nanopartículas

Determine a morfologia e o tamanho.
1. Prepare amostras de nanopartículas para microscopia eletrônica de transmissão (TEM) ou microscopia eletrônica de transmissão de alta resolução (HRTEM) de acordo com os requisitos do instrumento.
2. Adquira imagens para determinar a morfologia geral das partículas, a estrutura núcleo-casca e o diâmetro médio (Figura 1).
3. Prepare suspensões aquosas de nanopartículas para espalhamento dinâmico de luz (DLS).
4. Meça o diâmetro hidrodinâmico e o índice de polidispersão (PDI).
5. Compare os resultados da microscopia eletrônica e do DLS para avaliar a uniformidade da formulação e o comportamento coloidal.
Determine as propriedades magnéticas.
1. Prepare amostras de nanopartículas secas ou concentradas adequadas para análise por dispositivo de interferência quântica supercondutor (SQUID).
2. Registre curvas de histerese magnética a 300 K.
3. Determine a magnetização de saturação, a remanência e a coercividade.
4. Confirme que as partículas exibem comportamento superparamagnético com remanência e coercividade desprezíveis.
Determine as propriedades de fluorescência.
1. Prepare uma suspensão de f-SPION em água desionizada ultrapura e transfira a suspensão para uma cubeta de quartzo.
2. Registre espectros de fotoluminescência usando um espectrofotômetro de fluorescência.
3. Confirme que o sinal fluorescente permanece detectável após lavagem e ressuspendimento.
Valide a localização associada à actina ao usar a formulação direcionada.
1. Obtenha células RSC96.
  OBSERVAÇÃO: As células RSC96 utilizadas neste estudo, uma linhagem de células de Schwann de rato transformadas espontaneamente obtida por meio de cultura prolongada de células de Schwann primárias de rato, foram adquiridas do Banco de Células da Academia Chinesa de Ciências, Xangai, China (CSTR: 19375.09.3101RATGNR6) e testadas negativas para contaminação por micoplasma e fungos. Foram utilizadas células entre as passagens 3–10.
2. Cultive as células em meio de Eagle modificado por Dulbecco (DMEM) suplementado com 10% de soro bovino fetal (FBS) e 1% de solução de penicilina–estreptomicina (100 U/mL de penicilina e 100 µg/mL de estreptomicina).
3. Semente as células RSC96 numa densidade de 1 × 10⁵ células por placa de microscopia de cultura celular de 35 mm e cultive-as por 24 h a 37 °C em atmosfera umidificada contendo 5% de CO₂ para permitir a adesão celular.
4. Aspire o meio de cultura existente, lave as células duas vezes com solução salina tamponada com fosfato (PBS) e adicione meio de cultura completo contendo 15 µg/mL de f-SPIONs. Incube as células com os f-SPIONs por 12 h.
5. Aspire o meio de cultura e lave as células duas vezes com PBS frio contendo 1 mM de deferoxamina para remover completamente as partículas não internalizadas.
6. Adquira imagens confocais para avaliar a distribuição intracelular das partículas. Defina os parâmetros de imagem com um pinhole de 1 unidade de Airy (AU) e um passo z de 0,43 µm para obter seções ópticas de alta resolução das estruturas intracelulares.
7. Verifique se as partículas apresentam enriquecimento em regiões celulares associadas à actina.

3. Construção e calibração do dispositivo de estimulação eletromagnética (Figura 2)

Monte o dispositivo eletromagnético.
1. Construa um sistema compacto de bobinas eletromagnéticas dimensionado para se ajustar à platina do microscópio confocal e à câmara para células vivas (Figura 2A,B).
2. Conecte a bobina a uma fonte de alimentação controlável ou a uma fonte de corrente externa.
3. Simule numericamente o ambiente de campo magnético gradiente utilizando o COMSOL Multiphysics 4.3b (Figura 2C,D).
4. Confirme que o eletroímã gera o campo magnético gradiente (CMG) correspondente sob diferentes correntes de entradaFigura 2G).
Meça a densidade de fluxo magnético e calibre o campo magnético gradiente.
1. Posicione o eletroímã ao lado da placa de cultura, com a ponta do polo voltada para o centro da placa e localizada a 1 mm da parede externa da placa (Figura 2E,F).
2. Mantenha essa configuração geométrica relativa entre o eletroímã e a placa de cultura durante todos os experimentos subsequentes de estimulação magnética em tempo real e de imageamento celular.
3. Utilize um gaussímetro digital para medir a densidade de fluxo magnético em posições predeterminadas dentro da região de estimulação, usando a grade de posicionamento na parte inferior da placa de cultura como referência espacial.
4. Calcule o gradiente do campo local a partir da variação espacial da densidade de fluxo magnético.
5. Calibre e valide o gradiente de campo magnético simulado numericamente utilizando os valores de gradiente de campo magnético medidos e calculados experimentalmente.

4. Estimativa das forças magnéticas fornecidas pela plataforma.

Defina o modelo de estimativa de força.
1. Utilize a equação de força para nanopartículas magnéticas em um campo magnético não uniforme²⁷^,²⁸:
2. Sob a suposição de alinhamento superparamagnético com o campo aplicado, simplifique a equação para
  $Diagrama da equação de força magnética para cálculo da dinâmica de SPIONs, mostrando $ F_{f-SPION} = m \frac{dB}{dr} $.$
  em que:
  F é a força nanomagnética
  m é o momento dipolar magnético
  é o gradiente do campo magnético
  dB/dr é o gradiente do campo magnético (T/m) gerado pelo dispositivo correspondente de geração de campo magnético.
3. Utilize o gradiente de campo medido a partir do dispositivo calibrado em todos os cálculos.
Estime a força atuando sobre uma única nanopartícula.
1. Determine as dimensões médias das partículas a partir de imagens de METAR.
2. Calcule o volume do núcleo magnético assumindo geometria esférica.
3. Estime o volume magnético específico do Fe₃O₄ com base na fração magnética do núcleo.
4. Calcule o momento dipolar magnético de acordo com
  em que:
  M_m representa a magnetização mássica dos f-SPIONs (16 A·m²/kg) sob a intensidade do campo fornecida;
  ρ é a densidade do Fe₃O₄ (5,24 g/cm³).
  V é o volume do núcleo magnético de Fe₃O₄ em cada f-SPION (5,89 × 10⁻¹⁷ cm³).
5. Multiplique o momento dipolar pelo gradiente de campo medido para estimar a força atuando sobre uma única nanopartícula ( $SPIONs em equilíbrio estático; fórmula $F_{f-SPION}$; conceito na análise de forças em nanopartículas magnéticas.$ ).
Estime a captação de nanopartículas por célula de Schwann.
1. Plaque células de Schwann RSC96 a 5 × 10⁵ células por poço em placas de microscopia de cultura celular de 35 mm.
2. Incube as células por 24 h em condições padrão de cultura.
3. Substitua o meio por meio fresco contendo 15 µg/mL de f-SPIONs.
4. Incube as células por mais 12 h.
5. Lave as células duas vezes com solução salina tamponada com fosfato gelada contendo 1 mM de deferoxamina.
6. Recolha e conte as células.
7. Meça o teor intracelular de ferro utilizando espectroscopia de emissão atômica com plasma acoplado indutivamente (ICP-AES).
8. Calcule o número de partículas internalizadas por célula dividindo a massa média de ferro por célula pela massa de ferro por partícula .
Estime a força entregue a uma única célula de Schwann.
1. Calcule a força ao nível celular de acordo com
  
  em que:
  $SPIONs em equilíbrio estático; fórmula $F_{f-SPION}$; conceito na análise de forças em nanopartículas magnéticas.$ é a força magnética exercida sobre um único f-SPION.
  é o número de f-SPIONs internalizados por célula.
  F_cell é a força magnética exercida sobre uma única célula.
2. Relate o valor resultante como a força magnética estimada entregue a uma única célula de Schwann (F_cell).
3. Declare claramente que o valor é uma estimativa baseada em modelo e não uma medição direta da força intracelular.

5. Combinando estimulação magnética com imagem em tempo real por microscopia confocal a laser (CLSM)

Carregar células de Schwann com nanopartículas magnéticas.
1. Plaque células de Schwann em placas de cultura ibidi compatíveis com imagem ou câmaras de cultura microfluídicas.
2. Permita que as células adiram e se recuperem.
3. Substitua o meio existente por meio de cultura fresco contendo 15 µg/mL de f-SPIONs.
4. Incube as células por 12 h para permitir o carregamento com f-SPIONs.
5. Verifique a morfologia celular antes de prosseguir.
Remover partículas não internalizadas.
1. Remova o meio contendo nanopartículas.
2. Lave as células duas vezes com PBS contendo 1 mM de deferoxamina.
3. Substitua a solução de lavagem por meio para células vivas compatível com imagem.
4. Confirme baixo fundo de partículas extracelulares antes da aquisição de imagens.
Integrar o dispositivo de eletroímã ao sistema de imagem CLSM.
1. Monte o eletroímã com a câmara de cultura para células vivas, posicionando o eletroímã em sua localização pré-calibrada.
2. Coloque a câmara de cultura para células vivas montada sobre a platina do microscópio confocal (Figura 3). Confirme que a placa de cultura está localizada dentro da região efetiva de estimulação (Figura 3A).
3. Ative o eletroímã de acordo com os parâmetros predefinidos e confirme a exposição a um campo magnético gradiente efetivo na área da placa de cultura (Figura 3B).
4. Confirme que a lente objetiva pode alcançar o plano focal sem interferência.
5. Confirme que o dispositivo não obstrui o posicionamento do objetivo ou o movimento da platina.
6. Considerando o calor gerado durante a operação do eletroímã, ajuste as configurações de temperatura dos componentes da câmara para células vivas de acordo com as condições ótimas de cultura previamente determinadas, garantindo um ambiente interno de 37 °C e 5% CO₂ (Figura 3C).
7. Confirme que todo o sistema opera normal e estavelmente.
Imageamento funcional de Ca²⁺ em células vivas.
1. Incube as células com solução de Krebs–Ringer (pH 7,4) contendo 3 µM de Fluo-4 AM e 0,1% de Pluronic F-127 a 37 °C por 30 min.
2. Após a incubação, lave os cultivos duas vezes com PBS e transfira-os para a plataforma de imageamento de células vivas do sistema CLSM para aquisição de imagens (Figura 4A).
3. Utilizando a grade de posicionamento no fundo da placa de cultura ibidi, capture imagens de cinco locais pré-definidos.
4. Divida igualmente cada campo de imagem em 25 regiões e selecione 0–3 células de cada região para quantificação de fluorescência, dependendo da densidade celular real naquela região.
5. Defina o contorno completo de uma célula individual como região de interesse (ROI) e monitore a resposta de cálcio induzida magneticamente analisando as variações na intensidade de fluorescência (ΔF) dentro da ROI.
6. Calcule a variação na intensidade de fluorescência como ΔF = (F_stim- F₀). Considere um aumento na intensidade de fluorescência antes e após a estimulação (ΔF/F₀) superior a 10% como um evento de resposta de cálcio.
  OBSERVAÇÃO: F_unstim representa a intensidade de fluorescência antes da estimulação por força magnética, F₀ representa a intensidade de fluorescência basal e F_stim representa a intensidade de fluorescência evocada após a estimulação por força magnética.
7. Para correção de fundo, subtraia a intensidade média de fluorescência de fundo medida em uma região sem células do valor de intensidade de fluorescência de cada ROI.
8. Realize três experimentos independentes, incluindo uma placa de cultura em cada experimento.
Realize imageamento com lapso de tempo e aplique estimulação magnética durante a aquisição.
1. Defina os parâmetros de imageamento com lapso de tempo da seguinte forma: intervalo de aquisição de 2,1 s por quadro, duração total de aquisição de 650 s e imageamento óptico de seção alta resolução padrão usando 1 AU.
2. Durante o imageamento celular, adquira imagens continuamente por 50 s sem entrada de corrente para registrar a intensidade de fluorescência intracelular de cálcio na ausência de estimulação por força magnética (F_unstim) (Figura 2H e Figura 4B).
3. Normalize a intensidade de fluorescência registrada durante os primeiros 50 s e defina-a como intensidade de fluorescência basal (F₀).
4. Posteriormente, aplique uma corrente constante de 3,0 A ao eletroímã, expondo as células de Schwann carregadas com nanopartículas magnéticas a um campo magnético gradiente de 3,25 T/m e, assim, submetendo-as à estimulação por força magnética. Continue o imageamento com lapso de tempo por 10 min para registrar a intensidade de fluorescência intracelular de cálcio durante a estimulação por força magnética (F_stim) (Figura 2H e Figura 4C).
5. Calcule quantitativamente a variação na intensidade de fluorescência como ΔF/F₀ (Figura 4D,E).
Realize análise estatística e analise os dados de fluorescência de Ca²⁺.
1. Para cada célula, calcule o valor mediano de ΔF/F₀ ao longo da série temporal analisada e utilize esse valor como métrica da resposta de Ca²⁺ ao nível celular.
2. Realize três experimentos independentes para cada condição experimental, com uma placa de cultura por condição em cada experimento. Agrupe as células analisadas nos três experimentos independentes para apresentação descritiva e informe n como o número total de células analisadas em cada grupo.
3. Avalie a normalidade dos dados de ΔF/F₀ ao nível celular utilizando o teste de Kolmogorov-Smirnov.
4. Como os dados de resposta de fluorescência de Ca²⁺ não apresentam distribuição normal, apresente os dados como mediana e intervalo interquartil (IQR).
5. Analise as diferenças entre os grupos utilizando o teste não paramétrico de Friedman, seguido por testes de Wilcoxon de postos sinalizados para comparações pareadas, conforme relatado anteriormente.
6. Considere P < 0,05 como indicativo de significância estatística.

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Resultados

A microscopia eletrônica de transmissão de alta resolução (HRTEM) mostrou que a formulação final de nanopartículas possuía um núcleo magnético agregado e uma camada externa após a modificação da superfície (Figura 1). Os f-SPIONs finais tinham um diâmetro médio total de 63,36 ± 16,65 nm, com um núcleo magnético rico em Fe₃O₄ de aproximadamente 56,60 ± 6,19 nm e uma camada externa composta por polidopamina e faloidina-Alexa Fluor 350 com espessura média de aproximadamente 5,79 ± 1,36 nm. Esse...

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Discussão

As nanopartículas de óxido de ferro são amplamente reconhecidas como nanomateriais magnéticos com biocompatibilidade favorável. Como agentes de contraste amplamente utilizados em imagens por ressonância magnética, as nanopartículas superparamagnéticas de Fe₃O₄ têm sido extensivamente aplicadas no diagnóstico clínico por imagem²⁹^,³⁰. Em um estudo recente do nosso grupo²⁰, demonstrou-se que as f-SPIONs exibem citotoxicidade extremamente baix...

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Divulgações

Os autores declaram não haver interesses financeiros concorrentes.

Agradecimentos

Este trabalho foi financiado pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (números de concessão 82571677 e 82001304 para Y.W.), pelo Programa Especial para Talentos em Saúde e Medicina da Província de Jilin (número de concessão JLSRCZX2025-134 para Y.W.) e pelo Projeto Programa Bethune da Universidade de Jilin (número de concessão 2024B19 para Y.W.). Os autores agradecem ao Colegiado de Química da Universidade de Jilin (Laboratório Chave Nacional de Estrutura Supramolecular e Materiais) e ao Instituto de Química Aplicada de Changchun, Academia Chinesa de Ciências, pela assistência no projeto, síntese e caracterização de nanomateriais. Os autores também agradecem ao Instituto de Medicina Translacional do Primeiro Hospital da Universidade de Jilin pela assistência nas imagens de microscopia confocal de varredura a laser (CLSM).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
1,2-Hexadecanodiol	Sigma-Aldrich	213748	Grau técnico, 90%; utilizado na síntese por decomposição térmica
35 mm ibidi µ-pratos	ibidi	80156	Utilizado para cultura e imagem de células de Schwann
Éter benzílico	Sigma-Aldrich	108014	98%; solvente para Fe₃O₄ síntese de nanopartículas
Microscópio confocal a laser de varredura	Nikon	AXR (Ti2-E)	Utilizado para imagem de células vivas e fluorescência
Eletroímã personalizado	Construído sob medida	N/A	Ímã eletromagnético unipolar compacto para geração de campo magnético gradiente in vitro
Ácido carboxílico de cianina3.5	Duofluor Inc.	D10128	Corante fluorescente utilizado para Fe₃O₄·Montagem de superpartícula Cy3.5; MM 593,20; armazenar a -20 °C, protegido da luz
Sal de mesilato de deferoxamina	Sigma-Aldrich	D9533	Agente quelante de ferro utilizado para remover ferro não internalizado e associado à membrana
Gaussímetro digital	CAMPO MAGNÉTICO AMPLO	WT103	Utilizado para medir a densidade de fluxo magnético e calibrar o campo magnético gradiente gerado pelo eletroímã personalizado
Cloreto de dopamina	Sigma-Aldrich	H8502	≥98% (CCT); utilizado para revestimento de polidopamina
Instrumento de dispersão dinâmica da luz	Malvern Instruments	Zetasizer Nano-ZS	Utilizado para a medição do diâmetro hidrodinâmico e do PDI
Fluo-4 AM	Invitrogen, Thermo Fisher Scientific	F14201	Indicador de cálcio utilizado para Ca²⁺ em células vivas²⁺ imagem
Espectrofotômetro de fluorescência	Shimadzu	RF-6000	Utilizado para caracterização por fotoluminescência
Microscópio eletrônico de transmissão de alta resolução	JEOL	JEM-F200	Utilizado para a microscopia eletrônica de transmissão de alta resolução (HRTEM) da morfologia e núcleo de nanopartículas–estrutura da concha
Espectrômetro de emissão atômica com plasma acoplado indutivamente	PerkinElmer	Optima 3300 DV	Utilizado para a quantificação de ferro intracelular
Acetilacetonato de ferro(III), Fe(acac)₃	Sigma-Aldrich	F300	97%; precursor de Fe₃O₄ síntese de nanopartículas
Incubadora de estágio para células vivas	TOKAI HIT	TENP&CO₂	Utilizado para imagem confocal de células vivas durante estimulação magnética
Ácido oleico	Sigma-Aldrich	O1008	≥99% (CG); ligante de superfície para Fe₃O₄ síntese de nanopartículas
Oleilamina	Sigma-Aldrich	O7805	Grau técnico, 70%; ligante para síntese de nanopartículas
Faloídicina–Alexa Fluor 350	Invitrogen, Thermo Fisher Scientific	A22281	Reagente opcional de funcionalização direcionado à actina
Pluronic F-127	Invitrogen, Thermo Fisher Scientific	P3000MP	Usado para facilitar o carregamento de Fluo-4 AM para Ca²⁺ em células vivas²⁺ imagem
Fonte de alimentação regulada CC programável	Tongmen	eTM-L605SPL (60 V, 5 A)	Usado para alimentar o eletroímã personalizado para a geração de campo magnético gradiente in vitro
Células de Schwann RSC96	Banco de Células da Academia Chinesa de Ciências	N/A	Linhagem de células de Schwann derivadas de rato
Dodecil sulfato de sódio (SDS)	Sigma-Aldrich	436143	reagente ACS, ≥99,0%; surfactante para microemulsão de óleo em água
magnetômetro SQUID	Quantum Design Inc.	MPMS-XL	Utilizado para a medição de histerese magnética a 300 K
Tolueno	Sigma-Aldrich	244511	Anidro, 99,8%; solvente para montagem de superpartículas
Microscópio eletrônico de transmissão	FEI	EP 5018/40, Tecnai Spirit Biotwin	Utilizado para a observação da ultraestrutura de tecidos celulares e neurais

Referências

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