Artigo de método

Imagem do Transporte de Líquido Cerebrospinal por Ressonância Magnética com Contraste via Infusão Intraventricular em Roedores

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DOI:

10.3791/72175

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28 de agosto de 2026

 ,  , 
1Department of Electrical, Computer, and Systems Engineering, Case Western Reserve University, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University, 3Department of Radiology, Case Western Reserve University, 4Department of Physiology and Biophysics, Case Western Reserve University

Neste artigo

Resumo

Este artigo apresenta um protocolo de cânulação intraventricular e infusão de traçador adaptado para estudos de ressonância magnética com contraste dinâmico (DCE-MRI) em roedores. O protocolo permite a administração contínua do traçador durante a aquisição de imagens, possibilitando o mapeamento de todo o cérebro do transporte do traçador e sua eliminação a partir do cérebro em uma única sessão de imagem contínua e ininterrupta.

Resumo

A cânulação intraventricular (ICV) permite a administração de traçadores exógenos ou agentes terapêuticos diretamente no ventrículo lateral, origem da via de circulação do líquido cefalorraquidiano (LCR). As moléculas infundidas são transportadas pelo fluxo em massa do LCR através dos compartimentos ventriculares até o espaço subaracnóideo e, posteriormente, entram no parênquima cerebral via o espaço perivascular. No entanto, os métodos convencionais de cânulação ICV geralmente utilizam cânulas ferromagnéticas, incompatíveis com estudos de RM e que, portanto, exigem a infusão fora do escâner e a remoção da cânula antes da aquisição de imagens. O tempo necessário para o transporte do animal e o preparo para a imagem muitas vezes resulta na perda da fase inicial — e potencialmente mais crítica — do transporte do traçador. Aqui, descrevemos um protocolo de cânulação e infusão ICV compatível com RM para roedores, que permite a administração contínua do traçador durante a aquisição dinâmica de imagens por RM. A linha de infusão é construída inteiramente com materiais não magnéticos, possibilitando a aquisição ininterrupta de imagens dentro de uma única sessão. Esta abordagem é particularmente adequada para estudos de RM com contraste dinâmico da dinâmica do LCR, transporte gliolinfático, eliminação de solutos e administração de fármacos por via intratecal.

Introdução

O cérebro é um dos órgãos mais metabolicamente ativos e dinâmicos do corpo, gerando continuamente produtos residuais que devem ser eficientemente eliminados para manter a função neural normal1. O acúmulo de resíduos metabólicos é uma característica marcante da neurodegeneração e do envelhecimento cerebral2. O sistema gliatático desempenha um papel central nesse processo de eliminação, facilitando a remoção de subprodutos metabólicos e resíduos tóxicos por meio do fluxo em massa do líquido cefalorraquidiano (LCR) e da troca entre o LCR e o líquido intersticial (ISF)3,4,5, um processo facilitado pelos canais de água aquaporina-4 (AQP4) localizados nos pedicelos astrocíticos6. Um entendimento substancial sobre a dinâmica do LCR foi obtido por meio do estudo do transporte de diversos traçadores de LCR. A ressonância magnética dinâmica com contraste (DCE-MRI) utilizando agentes de contraste à base de gadolínio (GBCAs) é particularmente adequada para a avaliação abrangente do transporte de traçadores no cérebro7,8. A relevância clínica dessa abordagem foi demonstrada por trabalhos translacionais em humanos. A administração intratecal de GBCAs seguida por ressonâncias magnéticas seriadas foi utilizada para avaliar a dinâmica do LCR no cérebro humano9. Trabalhos posteriores demonstraram o transporte abrangente de traçadores no cérebro seguido pela eliminação durante a noite10. Essa abordagem foi recentemente aplicada para revelar o comprometimento do transporte de traçadores periarterial em indivíduos com capacidade reduzida de reserva volume-pressão intracraniana, bem como em pacientes com hidrocefalia idiopática de pressão normal11. Esses estudos estabelecem a DCE-MRI do transporte de traçadores de LCR como uma abordagem clinicamente translacional e incentivam o desenvolvimento de métodos pré-clínicos rigorosos e reprodutíveis para investigação mecanicista da regulação da dinâmica do LCR e da eliminação de resíduos.

A cânulação na cisterna magna (ICM) é comumente usada em estudos glicinfáticos para a administração de traçadores12. No entanto, apenas aproximadamente 20% dos contraste paramagnéticos (GBCAs) administrados via esta rota são transportados para a substância parenquimatosa do cérebro, com a maioria drenando diretamente para a medula espinhal ou para os linfáticos8. Este método também apresenta risco de lesão do cerebelo ou tronco encefálico, e a fixação da cânula para estudos longitudinais permanece tecnicamente desafiadora. A cânulação intraventricular (ICV) surgiu como uma alternativa mais robusta13,14,15. Um estudo recente demonstrou sua reprodutibilidade e vantagens fundamentais na administração de traçadores fluorescentes, incluindo a fixação estável da cânula, que permite o movimento livre do animal e suporta injeções repetidas de traçadores em estudos longitudinais13.

Apesar dessas vantagens, os protocolos existentes de cânula para infusão intracerebroventricular (ICV) não são diretamente compatíveis com estudos de RM16. Como a cânula ICV exige a penetração do parênquima cerebral, normalmente utiliza cânulas ferromagnéticas que geram artefatos de suscetibilidade graves nas imagens de RM. Como resultado, a infusão do traçador deve ser realizada fora do escâner, com a remoção da cânula antes da transferência do animal para a aquisição de imagens. Um fluxo de trabalho típico envolve a aquisição de um exame basal, a remoção do animal para cânula e infusão do traçador, e posterior reposicionamento do animal para exames dinâmicos subsequentes. Esse fluxo de trabalho interrompido impede a aquisição contínua referenciada à linha basal e introduz desalinhamentos no reposicionamento que podem comprometer a análise cinética voxel a voxel. Mais importante ainda, como a fase inicial de captação é tipicamente a porção mais dinâmica e transitória da cinética do traçador, realizar a transferência do animal e a configuração do escâner durante esse período resulta na perda dos dados mais informativos.

Aqui, apresentamos um protocolo que supera essas limitações ao integrar uma linha de infusão intracerebroventricular compatível com ressonância magnética com a capacidade de administração de agente de contraste durante a aquisição de imagens, permitindo a aquisição contínua e dinâmica de imagens por RM em roedores. Esta abordagem permite o mapeamento quantitativo e de todo o cérebro do transporte de traçadores no LCR dentro de uma única sessão de imagem contínua e ininterrupta. Este protocolo é particularmente adequado para o estudo da dinâmica do LCR em todo o cérebro, do transporte glicinfático e da cinética de eliminação de solutos. Embora descrito aqui para ratos adultos, o protocolo pode ser adaptado para camundongos com ajustes apropriados nas coordenadas de cânula e nos parâmetros de infusão15.

Protocolo

O protocolo descrito abaixo foi aprovado pelo Comitê Institucional de Cuidado e Uso de Animais (IACUC) da Case Western Reserve University (A-3145-01-2023-0015), de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório e a Política do Serviço de Saúde Pública sobre o Cuidado e Uso Humanitário de Animais de Laboratório. Os reagentes e o equipamento utilizados estão listados na Tabela de Materiais.

1. Preparação da linha de infusão

  1. Corte um segmento de 30 mm de cânula de cobre e um comprimento de 2 m de tubo de polietileno (PE) usando tesoura serrilhada.
  2. Sob microscópio, alargue suavemente uma extremidade do tubo de PE com uma agulha de 30 G, em seguida insira a cânula de cobre na extremidade alargada e fixe a junção com adesivo de cianocrilato. Conecte a extremidade oposta do tubo de PE a uma agulha de 30 G.
    NOTA: O cobre é altamente dúctil; tenha cuidado para não colapsar a luz durante o corte. Evite deformar a cânula ou perfurar o tubo durante a montagem. O comprimento do tubo de PE deve permitir a colocação da bomba de seringa fora do campo magnético periférico do scanner.
  3. Encha a montagem da cânula e do tubo com solução de traçador desgaseificada e conecte-a a uma seringa Hamilton de 50 µL. Envolva a ponta da seringa com fita veda-rosca de politetrafluoretileno (PTFE) para evitar vazamentos. Tenha cuidado para não introduzir bolhas de ar durante este processo.
  4. Monte a seringa Hamilton na bomba de seringa e aspire um volume adicional de 30 µL de solução de traçador para dentro da seringa.

2. Procedimento de cânula

  1. Pese o rato e anestesie-o com uma injeção intraperitoneal de cetamina (90 mg/kg) e xilazina (10 mg/kg). Confirme a profundidade adequada da anestesia pelo reflexo de pinçamento do dedo do pé. Suplemente com um terço da dose inicial, se necessário, e verifique novamente antes de prosseguir.
  2. Apare a cabeça e o pescoço, remova os pelos soltos e esterilize a pele exposta com discos de etanol 70%.
  3. Fixe o rato em um aparelho estereotáxico e coloque uma almofada térmica coberta com papel absorvente sob o animal. Aplique pomada oftálmica em ambos os olhos para prevenir o ressecamento da córnea.
  4. Ajuste o prendedor nasal para nivelar o crânio. Faça uma incisão mediana e retrai a pele com quatro clipes hemostáticos para expor o bregma e o lambda. Aplique peróxido de hidrogênio a 3% sobre o crânio para remover o periósteo residual e realçar a visibilidade dos pontos de referência.
    NOTA: O nivelamento preciso do crânio é essencial para o posicionamento reprodutível da cânula. Como medida prática de controle de qualidade, compare as coordenadas mediolaterais (ML) e dorsoventrais (DV) no bregma e no lambda: se o crânio estiver corretamente nivelado, a diferença entre os dois pontos de referência não deve exceder 0,2 mm em qualquer um dos eixos ML ou DV.
  5. Acople a broca elétrica com uma ponteira fina ao braço estereotáxico e certifique-se de que o braço esteja firmemente travado.
  6. Posicione a ponteira no bregma, depois mova 0,7 mm para posterior e 1,4 mm para lateral direita. Abaixe a ponteira até que entre em contato com a superfície do crânio e registre a coordenada DV.
  7. Sob observação microscópica, avance a broca em incrementos de 0,1 mm. Interrompa imediatamente ao perfurar o crânio (a espessura típica do crânio em ratos adultos é de 0,3–0,4 mm).
  8. Substitua a broca pela cânula previamente carregada no braço estereotáxico. Avance brevemente a bomba de infusão até que o fluido apareça na ponta da cânula, confirmando uma passagem livre para o fluido.
  9. Verifique se a cânula está montada perpendicularmente à superfície do crânio, depois alinhe-a sobre o orifício. Avance a cânula a 0,1 mm/s até uma profundidade final-alvo de 3,5 mm abaixo da superfície dural.
  10. Aplicar uma gota de adesivo tecidual na interface entre a cânula e o crânio. Após a cura, feche a incisão no couro cabeludo com pontos e dobre suavemente a cânula de cobre paralelamente à superfície do crânio para evitar contato com a bobina de ressonância magnética.

3. Configuração da RM e aquisição dinâmica

  1. Posicione a bobina transmissora de volume no isocentro do scanner.
  2. Transfira o animal para uma maca compatível com ressonância magnética na posição prona. Conecte o sistema de monitoramento fisiológico, incluindo o sensor respiratório e a sonda de temperatura retal. Ligue o banho de água morna circulante para manter a temperatura corporal em aproximadamente 37 °C.
  3. Mantenha uma anestesia adequada durante toda a sessão de imagem usando isoflurano suplementar administrado via cone nasal. Ajuste a concentração de isoflurano entre 0,25% e 1,0% para manter uma frequência respiratória de 50–70 respirações/min.
    NOTA: A anestesia com cetamina-xilazina administrada antes da cirurgia de cânula fornecerá sedação residual durante a transferência inicial para a maca de ressonância magnética. Introduza o isoflurano gradualmente e monitore continuamente a frequência respiratória durante o exame.
    ATENÇÃO: O isoflurano é um agente volátil que representa risco por inalação; utilize sistema ativo de exaustão e minimize a exposição do pessoal.
  4. Posicione a bomba de infusão fora do campo magnético periférico, ajuste a taxa de infusão para 1 µL/min e a duração da infusão para 20 min, correspondendo a um volume total de infusão de 20 µL. Organize e fixe cuidadosamente a linha de infusão ao longo da maca para evitar tração e deslocamento.
    ATENÇÃO: Objetos ferromagnéticos podem tornar-se projéteis perigosos quando colocados próximos a um scanner de ressonância magnética. Mantenha todos os equipamentos incompatíveis com ressonância magnética fora do campo periférico.
  5. Monte a bobina de superfície diretamente sobre o crânio dorsal, centralizada no cérebro. Coloque um pequeno pedaço de papel absorvente entre a bobina e o local da incisão para absorver qualquer exsudação da ferida.
  6. Avance a maca para dentro do ímã até que o cérebro esteja no isocentro. Verifique se a linha de infusão e os cabos de monitoramento fisiológico permanecem sem obstruções.
  7. Realize a configuração inicial do scanner e adquira imagens anatômicas para confirmar o posicionamento correto da cânula.
  8. Após adquirir as imagens basais, inicie simultaneamente a bomba de infusão e o exame dinâmico, continuando a aquisição por um total de 3 h (consulte Table 1 para detalhes da aquisição).

Resultados

A estação cirúrgica é configurada para permitir o posicionamento preciso da broca com o objetivo de atingir o ventrículo lateral (0,7 mm posterior e 1,4 mm lateral ao bregma; Figura 1A,D). A linha de infusão é composta por uma cânula de cobre de 30 mm, um segmento de 2 m de tubo de PE e uma agulha de 30 G conectada a uma seringa Hamilton (Figura 1B). O comprimento prolongado do tubo permite que a bomba de seringa seja posicionada fora do campo magnético periférico do escâner. Após a realização do furo com broca, a linha de infusão previamente carregada é montada no braço estereotáxico e a cânula é avançada até o ventrículo lateral a uma profundidade de 3,5 mm abaixo da superfície dural (Figura 1C). Uma vez fixada, a cânula é dobrada paralelamente à superfície do crânio para evitar contato com a bobina de ressonância magnética (Figura 1E).

A colocação bem-sucedida da cânula ICV pode ser confirmada por imagens anatômicas que resolvem com clareza o sistema ventricular e o trajeto da cânula, permitindo a visualização direta da ponta da cânula dentro da luz ventricular nas vistas sagital (Figura 2A) e axial (Figura 2B). Essas imagens também permitem excluir animais com posicionamento fora do alvo da cânula nas varreduras de RNM-DCE, incluindo inserção insuficiente, quando a ponta termina dentro do corpo caloso, e inserção excessiva, quando a ponta se estende até o tálamo. A distribuição espaço-temporal do traçador nas varreduras de RNM-DCE pode fornecer confirmação adicional do posicionamento preciso da cânula, pois posicionamentos fora do alvo introduzem o traçador no parênquima cerebral, produzindo cinéticas incompatíveis com a propagação ventricular do traçador.

Para exames de RM por contraste dinâmico, a infusão intraventricular de agentes de contraste é iniciada após a aquisição basal, e a aquisição de imagens dinâmicas pode durar até 3 h ou mais (Figura 2C). Figura 2D mostra imagens representativas em 3D ponderadas em T1 adquiridas em diferentes momentos após a infusão do agente de contraste. Ao final da infusão de 20 min, já é evidente o realce no ventrículo lateral infundido (ipsilateral), nos ventrículos terceiro e quarto e na cisterna magna, refletindo a rápida propagação em fluxo maciço do traçador pela via ventricular-subaracnóidea. O realce do sinal também é observado no parênquima ao redor do ventrículo lateral ipsilateral, sugerindo o transporte do traçador para o tecido periventricular através da membrana ependimal.

Uma avaliação mais quantitativa do transporte do agente de contraste pode ser obtida utilizando técnicas de mapeamento paramétrico, como o mapeamento de T1 e T2 por meio da impressão digital de ressonância magnética (MRF; Figura 3). Ao longo dos compartimentos intratecais, o T1 diminui rapidamente durante a infusão, propagando-se do ventrículo lateral ipsilateral até os terceiro e quarto ventrículos, sendo que a cisterna magna exibe um leve atraso no início da redução do T1. Agentes de contraste administrados por via ICV também demonstram penetração extensa no parênquima cerebral, com regiões periventriculares (proximais) apresentando redução mais precoce e acentuada do T1, enquanto regiões mais distais exibem redução tardia e menos acentuada do T1. Com um protocolo de aquisição de 3 h, a eliminação do agente de contraste do parênquima cerebral também pode ser avaliada a partir da cinética da recuperação do T1. Em conjunto, este protocolo permite o monitoramento dinâmico das principais fases do transporte do traçador no LCR, incluindo distribuição ventricular rápida, propagação intratecal, captação pelo parênquima e eliminação subsequente, tudo dentro de uma única sessão contínua de ressonância magnética.

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Figura 1: Configuração cirúrgica e montagem da linha de infusão para cânula ICV compatível com ressonância magnética. (A) Estação de trabalho cirúrgica. Uma furadeira elétrica é posicionada sobre o campo operatório para a realização de furos. (B) Linha de infusão montada, composta por uma agulha 30 G (seta vermelha), um segmento de tubo de polietileno de 2 m (seta verde) e uma cânula de cobre de 30 mm (seta azul). (C) Linha de infusão pré-carregada montada no braço estereotáxico para implante da cânula. (D) Coordenadas para o implante da cânula. (E) Aparência final antes do fechamento; a cânula de cobre é dobrada paralelamente à superfície do crânio para evitar contato com a bobina de ressonância magnética. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

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Figura 2: Posicionamento da cânula e monitoramento dinâmico do transporte do agente de contraste após infusão ICV. (A,B) Visualização do posicionamento da cânula (setas vermelhas) em imagens anatômicas nas vistas sagital e axial, respectivamente. (C) Esquema do protocolo de imagem. (D) Imagens representativas ponderadas em T1 tridimensionais em pontos temporais selecionados nas vistas sagital (superior), axial (médio) e coronal (inferior). Barras de escala, 5 mm. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

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Figura 3: Avaliação quantitativa do transporte de traçador por meio da impressão digital por ressonância magnética (MRF). (A) Mapas de T1 (superior) e T2 (inferior) reconstruídos a partir de dados MRF tridimensionais em pontos temporais selecionados após infusão ICV. Barra de escala, 5 mm. (B) Curvas médias de tempo de T1 em compartimentos intratecais, incluindo o ventrículo lateral ipsilateral (LV), ventrículo terceiro (V3), ventrículo quarto (V4) e cisterna magna (CM). A região cinza sombreada indica o período de infusão de 20 minutos. (C) Curvas médias de tempo de T1 no tecido parenquimatoso próximo e distante de V4 e do LV ipsilateral. As localizações das ROI para as curvas temporais são mostradas em (A). Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

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Figura 4: Esquemas do transporte do traçador no LCR após infusão ICV. (A) Vista sagital mostrando a infusão do traçador por meio de cânula ICV e sua distribuição subsequente por fluxo maciço pelo sistema ventricular até o espaço subaracnóideo (setas vermelhas), bem como seu transporte através da membrana ependimal para o parênquima cerebral adjacente (setas azuis). LV: ventrículo lateral; V3: terceiro ventrículo; V3v: terceiro ventrículo ventral; V4: quarto ventrículo; CM: cisterna magna. (B) Esquema ampliado da área destacada em (A) mostrando a via de troca entre LCR e LIE. O LCR entra no parênquima ao longo do espaço pararterial, facilitado pelos canais de água aquaporina-4 (AQP4) expressos nos pedicelos astrocíticos, move-se por fluxo convectivo através do espaço intersticial e sai por meio do espaço paravenoso para a veia drenante. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.

ParâmetrosDCE-RNM (FLASH 3D)MRF 3D
Tipo de sequênciaFLASH 3D ponderado em T1MRF 3D (pilha de espirais)
TR / TE (ms)20,0 / 2,710,0 / 2,0
Ângulo de inclinação10°Variável (programação de ângulo de inclinação variável)
Preparação da magnetizaçãoNenhumaInversão ou preparação em T2 (6 de 8 segmentos)
Campo de visão36 × 24 × 24 mm³60 × 60 mm² (no plano); 15 mm (através do plano)
Tamanho da matriz144 × 96 × 96300 × 300 (no plano); 30 (através do plano)
Resolução espacial0,25 mm isotrópico0,2 × 0,2 mm² (no plano); 0,5 mm (através do plano)
Resolução temporal3 min/quadro7 min/quadro
Trajetória no espaço-kCartesianaTrajetórias em pilha de espirais; 48 intercalamentos para amostragem completa
AceleraçãoNenhuma (média simples)48 vezes (24× no plano, 2× através do plano)
ObservaçãoTodos os experimentos de imagem foram realizados em um sistema Bruker BioSpin 9,4 T operando na plataforma ParaVision 360 v3.4. Uma bobina volumétrica quadratura de 86 mm foi utilizada como transmissora e uma bobina de matriz superficial de 4 canais foi utilizada como receptora. 

Tabela 1: Parâmetros de aquisição de RNM.

Discussão

O protocolo descrito aqui integra a cânula intraventricular (ICV) com infusão durante a aquisição por ressonância magnética dinâmica, permitindo a avaliação quantitativa do transporte de traçadores no líquido cefalorraquidiano em todo o cérebro dentro de uma única sessão de imagem. Os valores, bem como as limitações, da infusão ICV são melhor avaliados em comparação com a infusão ICM. A infusão ICM evita a cânula transparênquimatosa e, portanto, é menos invasiva. No entanto, como a cisterna magna está localizada a meio caminho na via de circulação do líquido cefalorraquidiano, a infusão ICM, especialmente com taxas mais altas, pode induzir uma reversão transitória do gradiente de pressão que impulsiona a circulação do líquido cefalorraquidiano17. Mais importante ainda, os traçadores administrados por via ICM são rapidamente distribuídos ao espaço subaracnóideo a jusante e, posteriormente, ao espaço perivascular. Embora os canais AQP4 nos pés terminais dos astrócitos facilitem a troca entre líquido cefalorraquidiano e líquido intersticial (CSF-ISF), esses canais não são permeáveis aos agentes de contraste baseados em gadolínio (GBCAs) devido ao seu grande tamanho molecular. Como resultado, os traçadores administrados por via ICM apresentam realce de contraste significativamente reduzido no parênquima em comparação com a infusão ICV15, tornando a infusão ICM menos adequada para o estudo da eliminação de solutos do cérebro. A infusão ICV supera essas limitações ao entregar traçadores próximos aos locais endógenos de produção do líquido cefalorraquidiano13,14. Além disso, os gradientes de pressão e concentração durante a infusão ICV favorecem o transporte direto dos traçadores através da camada ependimal13,14,15, permitindo o uso desses traçadores como marcadores da eliminação de resíduos (Figura 4).

Vários detalhes técnicos são fundamentais para resultados reprodutíveis. O nivelamento preciso do crânio é essencial para o direcionamento consistente ao ventrículo lateral, já que a margem de erro na colocação da cânula é muito pequena devido ao tamanho reduzido do ventrículo. A montagem de uma linha de infusão livre de entupimentos e vazamentos é igualmente importante. Bolhas de ar ou oclusões parciais podem alterar o perfil de infusão e comprometer a interpretação da cinética da fase inicial; na pior das hipóteses, uma bolha grande pode obstruir completamente a linha, levando ao fracasso experimental. Problemas comuns durante a configuração de ressonância magnética incluem vazamento na junção entre seringa e agulha, o que pode ser mitigado com fita veda-rosca de PTFE, e tensão na linha de infusão durante a inserção no suporte, que pode ser evitada fixando o tubo ao longo do suporte para prevenir puxões ou dobramentos.

As coordenadas alvo e a profundidade de inserção apresentadas aqui foram otimizadas para ratos Wistar com 12 semanas de idade e podem exigir ajustes para outras idades e linhagens. A infusão ICV pode ser realizada em camundongos com modificações apropriadas para considerar o menor peso corporal e o tamanho dos ventrículos15. A taxa de infusão e o volume total podem ser ajustados de acordo com as propriedades físico-químicas do traçador, incluindo o tamanho molecular e a relaxividade; no entanto, devido ao pequeno volume dos compartimentos ventriculares, taxas de infusão mais altas podem aumentar significativamente a pressão ventricular e, portanto, devem ser usadas com cautela. Além disso, a cânula de cobre utilizada no presente estudo fornece a resistência mecânica necessária para penetrar a dura-máter e atravessar o parênquima em uma única passagem reta. Suas propriedades dúcteis também facilitam a curvatura, o que é vantajoso em configurações de bobinas com restrição de espaço18. O aquecimento induzido por RF é mínimo devido ao pequeno comprimento embutido da cânula. No entanto, a degradação excessiva do cobre pode liberar íons livres de cobre que provocam neurotoxicidade; portanto, uma cânula de cobre provavelmente não é adequada para implante crônico. Para configurações de bobinas que possam acomodar uma cânula saliente, cateteres de sílica ou PEEK oferecem resistência mecânica suficiente para a inserção, evitando assim essas preocupações com toxicidade14,19,20.

O agente de contraste utilizado aqui (Gd-DOTA) tem um peso molecular de 558,65 Da, o que é várias vezes maior do que os solutos metabólicos endógenos, como lactato (90 Da) e glicose (180 Da), mas muito menor do que os agregados baseados em proteínas de maior interesse na neurodegeneração, como os monômeros de amiloide-β (~4,5 kDa) ou tau (~45–65 kDa). Isso torna os GBCAs proxies razoáveis para a cinética de eliminação de solutos de pequenas moléculas, mas os resultados não devem ser extrapolados diretamente para a eliminação de solutos macromoleculares maiores. Além disso, como os canais de água AQP4 não são permeáveis aos GBCAs, os achados não podem ser extrapolados diretamente para a troca LCR-LIS facilitada por AQP4s.

No presente estudo, o procedimento de cânula foi imediatamente seguido por uma sessão de imagem, com o objetivo de demonstrar viabilidade. Vale ressaltar que a implantação da cânula pode provocar uma resposta inflamatória que pode suprimir a função gliolinfática13, e um período de espera de 24 horas permitiria a recuperação da função gliolinfática até níveis basais21. Os pesquisadores devem levar esse fator em consideração ao projetar estudos destinados a investigar a função gliolinfática. Além disso, um estudo anterior relatou que a entrada de LCR é maior sob anestesia com cetamina/xilazina do que sob isoflurano18. Assim, o presente protocolo utiliza cetamina/xilazina para a indução inicial. No entanto, uma única dose de cetamina/xilazina é insuficiente para manter uma anestesia estável durante toda a duração combinada do protocolo de cânula e imagem. O regime anestésico utilizado aqui foi adaptado de um estudo anterior que empregou dexmedetomidina com isoflurano em baixa dose22. Esse regime representa um compromisso entre manter a estabilidade fisiológica ao longo de um protocolo prolongado e minimizar a supressão da função gliolinfática relacionada à anestesia.

Apesar das vantagens, a infusão ICV apresenta algumas limitações. Dado o pequeno volume de LCR craniano (~300 µL)23, apenas um volume limitado de traçadores pode ser infundido. Além disso, a taxa de infusão (1 µL/min) é comparável à taxa de produção de LCR (~1,6 µL/min)23,24; portanto, espera-se um aumento transitório na pressão ventricular durante a infusão. Reduzir o volume ou a taxa de infusão pode atenuar parcialmente esse problema; no entanto, um volume menor de traçador pode comprometer a sensibilidade de detecção, enquanto uma taxa de infusão mais lenta prolonga o tempo total de infusão sem atenuar completamente o aumento da pressão. Assim, é necessário cautela ao interpretar a dinâmica de transporte do traçador durante o período de infusão, embora essa limitação não impeça a caracterização confiável das fases subsequentes de distribuição e eliminação. Em conjunto, este protocolo de infusão ICV compatível com RM oferece uma plataforma prática e adaptável para capturar todo o curso temporal do transporte de traçadores no LCR in vivo, abrindo novas perspectivas para o estudo da dinâmica do LCR, da eliminação de solutos e de suas alterações em doenças.

Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado pelos Institutos Nacionais de Saúde sob os números de concessão R01NS124206 e RF1AG094791. O conteúdo é de responsabilidade exclusiva dos autores e não representa necessariamente as visões oficiais dos Institutos Nacionais de Saúde. A Figura 4 foi criada com BioRender.com.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Agulha hipodérmica 30 G x 1 pol. com hub de plásticoExel26439
50 µL, seringa gastight, ponta luer (LT)Hamilton80901
Pinça anatômica finaFine Science Tools11003-12
LCR artificialTOCRIS3525
Attane Isoflurano 1000 mg/gScanVet55226
Tubo capilar de cobre 0,32 mm OD × 0,16 mm IDNippon Tokushukan Mfg. Co., Ltd.C1220-11-109
Clipes de cobreIEUYOFEBA 1801
CotonetePuritan868-WCS
Dotarem (gadoterato de meglumina) Injeção, 0,5 mmol/mLGuerbetNDC 67684-2001-1
BrocaForedomModelo SR
Broca para fresaFine Science Tools19007-05
Suporte para brocaStoelting51630
Pinça cirúrgica DumontFine Science Tools11252-00, 11253-20
Pomada oftálmicaRugbyNDC 0536
Sistema de Anestesia E-Z Anesthesia EZ-7000 ClassicE-Z SystemsEZ-7000
Pinça de GraefeFine Science Tools11052-10,11152-10
Manta térmicaBraintree Scientific5381
Kit de cauterização de alta temperaturaFine Science Tools18010-00
Ketaminol Vet 100 mg/mL (quetamina)Intervet International BV511519
Adesivo de silicone KWIK-SIL, baixa toxicidade, kitWorld Precision InstrumentsKWIK-SIL
Agulha descartável 5/8 pol., estéril, 26 GBD305115
Tubo de polietileno 0,61 mm OD × 0,28 mm IDScandidactSKU252
Rompin Vet 20 mg/mL (xilazina)KVP Pharma + Veterinär Produkte GmbH148999
Lâminas de bisturiFine Science Tools10023-00
TesourasFine Science Tools91460-11, 14007-14
SpátulaFine Science Tools10090-13
EstereotáxicoStoelting51600U
Porta-agulhas cirúrgicoAgnTho’s12502-12
Bomba de seringaNew era pump systemNE-4000
Xylocain 20 mg/mL (lidocaína)AstraZeneca158543

Referências

  1. Balasubramanian V. Brain power. Proc Natl Acad Sci U S A. 2021;118:e2107022118.
  2. Mattson MP, Arumugam TV. Hallmarks of brain aging: adaptive and pathological modification by metabolic states. Cell Metab. 2018;27:1176-1199.
  3. Iliff JJ, Wang M, Liao Y, Plogg BA, Peng W, Gundersen GA, et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid β. Sci Transl Med. 2012;4. doi:10.1126/scitranslmed.3003748.
  4. Nedergaard M. Garbage truck of the brain. Science. 2013;340:1529-1530.
  5. Benveniste H, Lee H, Volkow ND. The glymphatic pathway: waste removal from the CNS via. cerebrospinal fluid transport. Neuroscientist. 2017;23:454-465.
  6. Mestre H, Hablitz LM, Xavier AL, Feng W, Zou W, Pu T, et al. Aquaporin-4-dependent glymphatic solute transport in the rodent brain. eLife. 2018;7:e40070.
  7. Iliff JJ, Lee H, Yu M, Feng T, Logan J, Nedergaard M, et al. Brain-wide pathway for waste clearance captured by contrast-enhanced MRI. J Clin Invest. 2013;123:1299-1309.
  8. Benveniste H, Lee H, Ozturk B, Chen X, Koundal S, Vaska P, et al. Glymphatic cerebrospinal fluid and solute transport quantified by MRI and PET imaging. Neuroscience. 2021;474:63-79.
  9. Eide PK, Ringstad G. MRI with intrathecal MRI gadolinium contrast medium administration: a possible method to assess glymphatic function in human brain. Acta Radiol Open. 2015;4:2058460115609635.
  10. Ringstad G, Valnes LM, Dale AM, Pripp AH, Vatnehol SAS, Emblem KE, et al. Brain-wide glymphatic enhancement and clearance in humans assessed with MRI. JCI Insight. 2018;3:e121537.
  11. Eide PK, Ringstad G. Functional analysis of the human perivascular subarachnoid space. Nat Commun. 2024;15:2001.
  12. Xavier ALR, Hauglund NL, von Holstein-Rathlou S, Li Q, Sanggaard S, Lou N, et al. Cannula implantation into the cisterna magna of rodents. J Vis Exp. 2018;(135):57378.
  13. Gahn-Martinez D, Giannetto MJ, Chang E, Beam N, Tobin P, Plá V, et al. Chronic intraventricular cannulation for the study of glymphatic transport. eNeuro. 2025;12:ENEURO.0537-24.2025.
  14. Decker Y, Müller A, Proulx ST. Contrast agent clearance dynamics and diffusion in the mouse brain after ventricular administration. Adv Sci (Weinh). 2025;12:2501502.
  15. Zhu Y, Zhu J, Ni C, Chen A, Li L, Gao Y, et al. Impact of infusion conditions and anesthesia on CSF tracer dynamics in mouse brain. Fluids Barriers CNS. 2026;23:23.
  16. DeVos SL, Miller TM. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. J Vis Exp. 2013;(75):50326.
  17. Ding G, Chopp M, Li L, Zhang L, Davoodi-Bojd E, Li Q, et al. MRI investigation of glymphatic responses to Gd-DTPA infusion rates. J Neurosci Res. 2018;96:1876-1886.
  18. Stanton EH, Persson NDÅ, Gomolka RS, Lilius T, Sigurðsson B, Lee H, et al. Mapping of CSF transport using high spatiotemporal resolution dynamic contrast-enhanced MRI in mice: effect of anesthesia. Magn Reson Med. 2021;85:3326-3342.
  19. Berger ML, Reither H, Schmid RW, Lassmann H. Manufacture and use of fused silica cannulas for intracerebral injections in freely moving rats. J Neurosci Methods. 1989;27:225-234.
  20. Zhang J, Tian W, Chen J, Yu J, Zhang J, Chen J. The application of polyetheretherketone (PEEK) implants in cranioplasty. Brain Res Bull. 2019;153:143-149.
  21. Plá V, Bork P, Harnpramukkul A, Olveda G, Ladrón-de-Guevara A, Giannetto MJ, et al. A real-time in vivo. clearance assay for quantification of glymphatic efflux. Cell Rep. 2022;40:111320.
  22. Benveniste H, Lee H, Ding F, Sun Q, Al-Bizri E, Makaryus R, et al. Anesthesia with dexmedetomidine and low-dose isoflurane increases solute transport via. the glymphatic pathway in rat brain when compared with high-dose isoflurane. Anesthesiology. 2017;127:976-988.
  23. Chiu C, Miller MC, Caralopoulos IN, Worden MS, Brinker T, Gordon ZN, et al. Temporal course of cerebrospinal fluid dynamics and amyloid accumulation in the aging rat brain from three to thirty months. Fluids Barriers CNS. 2012;9:3.
  24. Karimy JK, Kahle KT, Kurland DB, Yu E, Gerzanich V, Simard JM. A novel method to study cerebrospinal fluid dynamics in rats. J Neurosci Methods. 2015;241:78-84.

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