Um Protocolo Otimizado para o Modelo de Estenose Valvar Aórtica Induzida por Guide-wire em Camundongos

Yaoyu Zhang; Jing Zhou; Yanjiani Xu; Shuang Liu; Fangyang Huang; Jialiang Zhang; Mao Chen

doi:10.3791/72218

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Artigo de método

Um Protocolo Otimizado para o Modelo de Estenose Valvar Aórtica Induzida por Guide-wire em Camundongos

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DOI:

10.3791/72218

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21 de agosto de 2026

Yaoyu Zhang^*¹^,²^,³ , Jing Zhou^*¹^,²^,³ , Yanjiani Xu^*¹^,²^,³ , Shuang Liu¹^,²^,³ , Fangyang Huang¹^,²^,³ , Jialiang Zhang¹^,²^,³ , Mao Chen¹^,²^,³

¹Laboratory of Cardiac Structure and Function, Institute of Cardiovascular Diseases, West China Hospital, Sichuan University, ²Department of Cardiology, West China Hospital, Sichuan University, ³Cardiac Structure and Function Research Key Laboratory of Sichuan Province, West China Hospital, Sichuan University

^* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este protocolo descreve um modelo otimizado de estenose da valva aórtica induzida por fio-guia em camundongos C57BL/6. Uma plataforma vascular de suporte personalizada, fabricada por impressão 3D, permite controle preciso da hemorragia, resultando em 95% de sobrevida nas primeiras 24 horas (19/20) e 90% de sucesso geral do modelo após 4 semanas (18/20).

Resumo

A estenose da valva aórtica (EVA) é uma doença cardiovascular importante com prevalência crescente em populações envelhecidas, porém a escassez de tecido valvar doente limita severamente estudos mecanicistas e o desenvolvimento de terapias. Este protocolo estabelece e otimiza um modelo reprodutível de EVA em camundongos, aperfeiçoando o método de lesão valvar induzida por fio-guia de Honda mediante o manejo controlado de hemorragia. Camundongos C57BL/6 machos e fêmeas são submetidos a lesão da valva aórtica induzida por fio-guia; o procedimento é refinado por meio de uma plataforma de suporte vascular personalizada, fabricada por impressão 3D, que permite controle preciso da hemorragia durante a inserção e retirada do fio-guia. As medidas de desfecho incluem sobrevida em 24 h, avaliação ecocardiográfica em 4 semanas e validação histopatológica. O protocolo otimizado alcança uma taxa de sobrevida de 95% em 24 h (19 de 20 animais); entre os sobreviventes, 94,7% (18 de 19) atendem ao critério pré-definido de sucesso hemodinâmico em 4 semanas, resultando em uma taxa geral de sucesso do modelo de 90% (18 de 20 animais), confirmada por ecocardiografia e análise histológica. Este modelo padronizado fornece uma plataforma confiável e reprodutível para investigar os mecanismos de degeneração valvar e avaliar intervenções terapêuticas candidatas.

Introdução

A doença valvular cardíaca continua sendo um peso substancial para os sistemas de saúde tanto em nações desenvolvidas quanto em desenvolvimento, com prevalência crescente paralelamente ao envelhecimento da população¹. Embora a implantação percutânea de válvula aórtica (TAVI) tenha transformado o tratamento da estenose aórtica grave²^,³, os mecanismos celulares e moleculares que levam à degeneração valvar ainda não são completamente compreendidos, e não existe terapia farmacológica aprovada para desacelerar ou reverter a progressão da doença⁴^,⁵. Um obstáculo central na pesquisa de doenças valvares é a disponibilidade limitada de tecido doente para investigação⁶^,⁷. Espécimes humanos de válvula aórtica são difíceis de obter em quantidade suficiente, e modelos animais que reproduzam de forma confiável as alterações valvares patológicas também têm sido escassos⁸. Essa lacuna tem impulsionado esforços contínuos para desenvolver modelos animais que reproduzam as características hemodinâmicas e histológicas da estenose valvar aórtica (AVS).

Abordagens dietéticas convencionais, como a alimentação prolongada com alto teor de gordura em camundongos ApoE⁻/⁻, exigem 20–24 semanas e apresentam baixas taxas de sucesso, com apenas uma minoria dos animais desenvolvendo um fenótipo estenótico definitivo⁹^,¹⁰^,¹¹^,¹². O modelo de lesão valvar induzida por fio-guia descrito por Honda et al. resolveu muitas dessas limitações ao provocar lesão mecânica nas cúspides valvares por meio de acesso à artéria carótida¹³. A técnica original envolve dissecação da artéria carótida, passagem retrógrada do fio-guia até a valva aórtica, arranhões repetidos nas cúspides e rotação do fio — produzindo alterações hemodinâmicas rápidas em poucos dias e um fenótipo estenótico estável em quatro semanas¹³^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁶. Devido à sua relativa rapidez e direcionamento, o método de Honda tem sido amplamente adotado em pesquisas valvares recentes. No entanto, várias lacunas importantes permanecem. Detalhes completos do procedimento não foram plenamente documentados na literatura, a padronização entre laboratórios é insuficiente e o papel do controle de hemorragia — um determinante importante da morbidade perioperatória neste modelo — nunca foi sistematicamente abordado. Essas inconsistências reduzem a reprodutibilidade e limitam a transposição clínica.

Hipotetizou-se que a otimização sistemática do controle de hemorragia poderia melhorar significativamente a sobrevivência perioperatória e a confiabilidade do modelo. Este protocolo apresenta uma abordagem aprimorada e padronizada que se baseia no método de Honda, introduzindo uma plataforma de suporte vascular personalizada fabricada por impressão 3D. O dispositivo permite tensão longitudinal ajustável na artéria carótida, proporcionando hemostasia temporária completa durante a inserção e retirada do fio-guia, sem esmagar o vaso. Com esta abordagem, o protocolo otimizado alcança uma taxa de sobrevivência de 95% em 24 horas (19 de 20 animais); entre os sobreviventes, 94,7% (18 de 19) atendem ao critério pré-definido de sucesso hemodinâmico após 4 semanas, resultando em uma taxa geral de sucesso do modelo de 90% (18 de 20 animais). A documentação passo a passo do procedimento é fornecida para facilitar a reprodutibilidade entre laboratórios.

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Protocolo

OBSERVAÇÃO: Todos os procedimentos com animais descritos neste protocolo foram realizados de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório e foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidado e Uso de Animais (IACUC) do Hospital da China Ocidental (Número do Protocolo 20240311055). Foram utilizados camundongos machos C57BL/6 (8–10 semanas; aproximadamente 22–25 g) e camundongos fêmeas C57BL/6 (8–10 semanas; aproximadamente 18–20 g). Todos os materiais, reagentes, instrumentos, softwares e dispositivos personalizados utilizados neste protocolo, incluindo a plataforma personalizada de suporte vascular impressa em 3D, estão listados na Tabela de Materiais.

1. Preparação pré-operatória e incisão cirúrgica

Anestesiar o camundongo usando isoflurano (3% para indução, 1,5–2% para manutenção) vaporizado em oxigênio a 100%. Confirmar a profundidade adequada da anestesia verificando a ausência de reflexos de retirada plantar (pinçamento do dedo do pé).
CAUTION: O isoflurano é um anestésico volátil. Utilizá-lo com sistema ativo de captura ou em área bem ventilada, usar EPI apropriado e seguir os procedimentos de segurança institucionais.
Aplicar pomada oftálmica em ambos os olhos. Posicionar o camundongo em posição supina sobre uma plataforma cirúrgica regulada por temperatura mantida a 37 °C.
Preparar o campo cirúrgico depilando a região cervical anterior com creme depilatório químico.
Desinfetar a pele com três ciclos alternados de poviodine-iodo (ou clorexidina) e álcool a 70% (ou solução salina estéril aquecida), finalizando com o antisséptico.
Infiltrar lidocaína a 0,5% subcutaneamente ao longo da linha de incisão planejada para analgesia local preventiva.
Em seguida, fazer uma incisão longitudinal mediana na pele (aproximadamente 1,0–1,5 cm) na região anterior do pescoço, posicionada ligeiramente à direita da linha média da traqueia, utilizando tesoura microcirúrgica.
CAUTION: Tesouras microcirúrgicas, agulhas, fios-guia e outros objetos cortantes podem causar lesões. Manipulá-los com cuidado e descartar objetos cortantes usados em recipientes aprovados para resíduos perfurocortantes.

2. Isolamento do vaso e colocação do sutura

Sob um estereomicroscópio cirúrgico, exponha a artéria carótida comum direita (ACCD) por dissecação romba através das camadas de fáscia e músculo subjacentes. Separe cuidadosamente a ACCD do nervo vago adjacente e dos tecidos conjuntivos circundantes, tomando cuidado para evitar irritação mecânica do nervo vago.
NOTA: Mantenha as glândulas salivares e os tecidos expostos úmidos com solução salina estéril e aquecida durante todo o procedimento para prevenir dessecação.
Ligue permanentemente a extremidade distal da ACCD com um fio de seda 6-0 amarrado em um nó seguro que não deslize.
Coloque um laço corrediço frouxo de fio de seda 6-0 ao redor do segmento proximal da ACCD, deixando-o sem apertar para uso posterior durante a inserção do fio-guia.

3. Aplicação da plataforma e arteriotomia

OBSERVAÇÃO: Antes da cirurgia, esterilize a plataforma impressa em 3D utilizando gás óxido de etileno (EtO), seguido de aeragem adequada, e esterilize todos os instrumentos cirúrgicos metálicos por autoclavação.

ATENÇÃO: O óxido de etileno é tóxico, inflamável e carcinogênico. Utilize a esterilização com EtO apenas em instalações aprovadas, permita uma aeragem adequada e siga os procedimentos institucionais de manuseio de resíduos.

Insira cuidadosamente a plataforma de suporte vascular impressa em 3D sob o segmento isolado da AACR, posicionando o ápice em forma de V invertida diretamente abaixo do vaso.
Ajuste lentamente a plataforma para aumentar a tensão longitudinal na AACR, encaixando os pontos previamente colocados em entalhes laterais progressivamente mais altos.
NOTA: O ápice em forma de V invertida é projetado com um ângulo de 120° para se adaptar à curvatura do vaso sem esmagar a parede. Interrompa o aumento da tensão exatamente no ponto em que a pulsação arterial deixa de ser visualmente perceptível. Esse ponto final crítico garante hemostasia temporária sem lesão excessiva do vaso.
Realize uma arteriotomia transversal pequena (aproximadamente metade da circunferência do vaso) no segmento da AACR estabilizado, utilizando tesoura microcirúrgica. Deve ocorrer sangramento mínimo ou nenhum, caso a tensão tenha sido ajustada corretamente.

4. Inserção do fio guia e lesão da válvula

Sob visualização microscópica, insira o fio-guia (diâmetro de 0,014 polegada / 0,36 mm) na luz arterial através da arteriotomia transversa em direção retrógrada para a raiz aórtica.
NOTA: Esse calibre é padrão em modelos publicados de lesão por fio-guia e aproxima-se do diâmetro luminal da artéria carótida comum direita murina (~0,4–0,5 mm), resultando em uma relação fio-guia/vaso de aproximadamente 0,7–0,9.
CAUTELA: O fio-guia pode perfurar vasos ou tecidos adjacentes. Avance-o lentamente sob visualização e descarte os fios-guia usados como material perfurocortante ou resíduo cirúrgico contaminado.
Ape o nó corrediço pré-posicionado proximal ao redor do vaso e do fio-guia para obter hemostasia completa no local de inserção. Após fixar o nó corrediço, remova cuidadosamente a plataforma impressa em 3D de sob o vaso.
NOTA: Se ocorrer sangramento inesperado durante a inserção, ou se o diâmetro do fio-guia causar atrito excessivo, reposicione temporariamente a plataforma para auxiliar na hemostasia ou reduza ligeiramente a tensão da plataforma para permitir a expansão da luz do vaso antes de tentar novamente a inserção.
Avance cuidadosamente o fio-guia em direção retrógrada através da RCCA, além do arco aórtico e em direção à válvula aórtica. Com orientação ecocardiográfica em tempo real, confirme que a ponta do fio-guia atravessou a válvula aórtica e entrou no ventrículo esquerdo.
Com o nó corrediço proximal totalmente apertado para manter a hemostasia, realize a lesão mecânica da válvula executando 100 movimentos de vai-e-vem (para frente e para trás) sobre a válvula aórtica, seguidos por 100 movimentos rotacionais do fio-guia contra as cúspides valvares.
NOTA: Os 100 movimentos de vai-e-vem e 100 movimentos rotacionais foram estabelecidos por meio de extensa otimização interna como os valores que melhor equilibram o tempo do procedimento com a indução confiável de estenose hemodinamicamente significativa.

5. Retirada do fio-guia e fechamento da ferida

Após a conclusão da lesão valvar, retire lentamente o fio-guia do vaso.
Imediatamente converta o nó deslizante proximal em um nó permanente não-deslizante para ligar a artéria carótida comum proximal (RCCA) e prevenir qualquer sangramento pós-procedimento.
Fechamento da incisão cutânea com pontos separados de náilon 5-0 ou grampos cirúrgicos para feridas.
Não administrar drogas anti-inflamatórias não esteroides (NSAIDs) no pós-operatório. Não administrar antibióticos perioperatórios, pois o procedimento é realizado em condições assépticas.
Transfira o animal para uma gaiola de recuperação limpa e aquecida e monitore continuamente até que a deambulação completa seja restabelecida.

6. Avaliação ecocardiográfica da hemodinâmica transvalvar

Realize avaliações ecocardiográficas em todos os camundongos sobreviventes na quarta semana após a cirurgia para avaliar a gravidade da estenose da válvula aórtica.
Induza anestesia colocando o animal em uma câmara de indução com 3% de isoflurano em oxigênio a 100%. Confirme a profundidade anestésica verificando a ausência do reflexo de retirada dos membros. Depile a parede torácica anterior utilizando creme depilatório químico. Aplique pomada oftálmica em ambos os olhos para prevenir a dessecação corneana.
Transfira o camundongo anestesiado para uma plataforma de imagem com controle de temperatura, posicionado em decúbito dorsal.
Fixe as patas aos eletrodos do eletrocardiograma (ECG) de superfície para monitoramento contínuo da frequência cardíaca. Titule a concentração de isoflurano (geralmente entre 1,0–1,5%) para manter uma frequência cardíaca fisiológica estável de 450–550 batimentos por min.
Limpe a parede torácica anterior e aplique uma camada generosa de gel acoplante pré-aquecido.
Aquisição de imagem em modo B
1. Utilizando um sistema de ultrassom Vevo 3100 com transdutor MX550D (40 MHz), pressione o controle Modo B para iniciar a aquisição em tempo real de imagens bidimensionais.
2. Posicione o transdutor na posição paraesternal esquerda para obter a vista longitudinal paraesternal do ventrículo esquerdo, válvula aórtica e aorta ascendente. Otimize profundidade, largura e ganho em 2D.
Aquisição em modo M e mensuração do ventrículo esquerdo
1. A partir da vista longitudinal paraesternal, pressione o controle Modo M. Posicione a linha de amostragem atravessando o ventrículo esquerdo no nível dos músculos papilares.
2. Pressione Iniciar para começar a aquisição. Quando for obtido um traçado estável abrangendo pelo menos três ciclos cardíacos, pressione Salvar.
3. No Vevo LAB, utilize a ferramenta Traçado VE para delimitar o endocárdio na diástole final e na sístole final, e registre as dimensões internas do ventrículo esquerdo, as espessuras da parede anterior e posterior (LVAWd, LVPWd) e a massa do ventrículo esquerdo.
Reposicione e incline o transdutor para obter uma vista específica do arco aórtico.
NOTA: Obter essa vista específica do arco aórtico é essencial para medições precisas da velocidade transvalvular, pois assegura o alinhamento ideal do feixe de ultrassom com a direção do fluxo sanguíneo através da válvula aórtica.
Avaliação com Doppler colorido
1. A partir da vista do arco aórtico, pressione o controle Colorido. Posicione a caixa de cor sobre a válvula aórtica e a porção proximal da aorta ascendente.
2. Ajuste a escala de cor e o ganho para que o jato sistólico seja claramente visualizado sem sobreposição (aliasing). Pressione Iniciar e depois Salvar.
Medição da velocidade com Doppler de onda pulsada
1. Pressione o controle Doppler de Onda Pulsada (PW). Posicione a porta de volume amostral no ponto mais estreito do jato (vena contracta) e aplique correção angular (<60°).
2. Pressione Iniciar para começar o traçado espectral; após registrar pelo menos três ciclos cardíacos, pressione Salvar. No Vevo LAB, meça a velocidade máxima transvalvular com a ferramenta Velocidade de Pico, fazendo a média de pelo menos três ciclos.

7. Processamento histológico e coloração da raiz aórtica

Após a avaliação ecocardiográfica, confirme a anestesia profunda verificando a ausência completa do reflexo de retirada do pedal. Realize a dislocação cervical como método secundário de eutanásia, de acordo com as Diretrizes da AVMA para a Eutanásia de Animais (edição 2020) e protocolos aprovados institucionalmente.
CAUTION: Carcaças animais, tecidos excisados e materiais contaminados com sangue são resíduos biológicos/animais. Descarte-os de acordo com as regulamentações institucionais de biossegurança e das instalações animais.
Realize uma toracotomia usando microtesouras cirúrgicas para expor o coração.
Insira uma agulha de perfusão no ápice do ventrículo esquerdo e lave a circulação sistêmica com solução salina tamponada com fosfato (PBS) estéril e fria. A perfusão bem-sucedida é indicada pelo embranquecimento do fígado e dos pulmões.
Excise o coração intacto e imerja-o em paraformaldeído (PFA) a 4% à temperatura ambiente por um mínimo de 24 h para garantir fixação completa.
CAUTION: O paraformaldeído é tóxico e irritante. Manipule o PFA a 4% em uma cabine de exaustão química com EPI apropriado e descarte os resíduos de PFA como resíduo químico perigoso.
Transfira o tecido fixado para um processador automático de tecidos para desidratação sequencial por meio de uma série graduada de etanol, seguida por clareamento com xilol e infiltração com parafina a 65 °C.
CAUTION: O xilol é inflamável e tóxico, e a parafina quente pode causar queimaduras. Manipule o xilol em uma cabine de exaustão ou processador aprovado e descarte resíduos contendo xilol como resíduo químico perigoso.
Embeba os corações processados em blocos de parafina.
NOTE: A orientação correta do coração no momento do embebimento é crítica. Posicione o coração para permitir o corte transversal pela raiz da aorta ao nível das três cúspides valvares.
Usando um micrótomo rotativo, corte seções transversais seriadas com espessura de 4–5 µm no plano da valva aórtica, garantindo que as três cúspides sejam capturadas. Monte as seções em lâminas de vidro e armazene-as à temperatura ambiente.
Realize coloração com Hematoxilina e Eosina (H&E) em lâminas selecionadas para avaliar a morfologia tecidual, o remodelamento estrutural e a espessura das cúspides valvares.
Realize coloração de Von Kossa em seções seriadas adjacentes para detectar e quantificar calcificação distrófica, identificável como depósitos minerais marrom-escuros a pretos dentro das cúspides valvares.

8. Procedimento cirúrgico simulado

OBSERVAÇÃO: Esta seção descreve o procedimento controle simulado. Camundongos simulados passam pela mesma anestesia, preparo da pele, exposição do vaso, arteriotomia e inserção retrógrada do fio-guia que o grupo com lesão por fio na aorta (AWI); o fio-guia é avançado até o nível supravalvular, mas não é passado através da válvula aórtica, e nenhuma lesão mecânica da válvula é realizada.

Anestesie o camundongo e prepare o campo cirúrgico conforme descrito nos passos 1.1 a 1.5.
Com visualização em microscópio estereoscópico, exponha a ACCD por dissecação romba conforme descrito no passo 2.1.
Ligue permanentemente a extremidade distal da ACCD com um fio de seda 6-0 e coloque um laço simples solto na extremidade proximal (como nos passos 2.2–2.3).
Realize a arteriotomia transversa e insira o fio-guia conforme descrito nos passos 3.1–4.2.
Avance o fio-guia em direção retrógrada até o nível supra-valvar da aorta ascendente com orientação ecocardiográfica, confirmando que a ponta do fio-guia NÃO atravessa a válvula aórtica.
NOTA: NÃO realize os movimentos de empurrar-puxar ou de rotação para lesão valvar descritos no passo 4.4. Retire o fio-guia e imediatamente ligue a ACCD proximal conforme descrito nos passos 5.1–5.2.
Fechue a incisão cutânea com pontos separados de nylon 5-0 ou grampos para ferida.
NOTA: Como no grupo AWI, a analgesia intraoperatória é fornecida por infiltração local de lidocaína (passo 1.5). Transfira o animal para uma gaiola aquecida de recuperação e monitore até que esteja totalmente ambulatório.
Submeta os camundongos Sham ao mesmo monitoramento pós-operatório, avaliação ecocardiográfica após 4 semanas e processamento histológico realizado no grupo AWI.

9. Análise estatística e desenho do estudo

Ao longo do estudo, 20 camundongos (10 machos, 10 fêmeas) foram submetidos ao procedimento AWI, e 6 camundongos C57BL/6 (3 machos, 3 fêmeas) foram submetidos ao procedimento Sham.
Meça a velocidade máxima transvalvular (o critério que define o sucesso do modelo) em todos os animais sobreviventes (19 AWI, 6 Sham).
Analise índices ecocardiográficos e histológicos detalhados em um subgrupo pré-especificado e balanceado por sexo de 6 camundongos AWI (3 machos, 3 fêmeas).
Garanta que todas as medições ecocardiográficas e histológicas sejam realizadas por pesquisadores cegos quanto à alocação dos grupos.
Avalie a normalidade dos dados com o teste de Shapiro-Wilk antes de realizar testes paramétricos. Compare dois grupos independentes (AWI versus Sham) utilizando o teste t de Student não pareado e bicaudal.
Analise e apresente os dados de sobrevida utilizando o método de Kaplan-Meier.
Realize todas as análises no GraphPad Prism. Apresente os dados como média ± erro padrão da média, considerando p < 0,05 estatisticamente significativo.

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Resultados

Desenvolvimento de uma plataforma impressa em 3D para controle de hemorragia

Para abordar a hemorragia perioperatória—principal causa de morbidade e mortalidade no modelo convencional de AVS induzido por fio-guia—foi desenvolvida uma plataforma de suporte vascular impressa em 3D (Figura 1). A plataforma foi fabricada por impressão por estereolitografia (SLA) a partir de uma resina fotopolimerizável biocompatível (conforme USP Classe VI / ISO 10993...

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Discussão

Este protocolo fornece uma descrição detalhada de um modelo animal estável e seguro de estenose aórtica. Uma característica desta abordagem é uma plataforma auxiliar que facilita a inserção do fio-guia na artéria carótida comum. A plataforma é fabricada por impressão de estereolitografia (SLA) a partir de uma resina fotopolimérica biocompatível (espessura estrutural de 1,07 mm) e incorpora uma superfície apical em forma de V invertido com um ângulo de ápice de 120°; o arquivo completo do projeto está livremente disponíve...

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Divulgações

Os autores declaram não haver interesses financeiros concorrentes ou conflitos de interesse.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado pelo Projeto Nacional de Ciência e Tecnologia nas Doenças Crônicas Não Transmissíveis (2026ZD0554300); pela Fundação Nacional Natural de Ciência da China (U23A20395, 82170375, 82500455); pela Fundação Natural da Província de Sichuan (2026NSFSC0552); pelos Fundos de Pesquisa Básica das Universidades Centrais; pelos Projetos de Ciência e Tecnologia da Região Autônoma do Tibet, China (XZ202501ZY0120); e pelo Projeto ‘1.3·5’ do Hospital West China, Universidade de Sichuan (ZYGD23021, 23HXFH009). Os autores agradecem a Qipu Feng (Centro de Experimentação Animal, Hospital West China, Universidade de Sichuan) pela assistência em ultrassonografia de pequenos animais.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Plataforma de suporte vascular impressa em 3D	Personalizado	N/A	Plataforma personalizada de suporte vascular impressa em 3D; arquivo CAD suplementar fornecido no formato .stp.
Paraformaldeído a 4%	Servicebio	G1101-3ML	Fixação tecidual
Sutura de náilon 5-0	Jinhuan Medical	F503	Fechamento da pele por suturas interrompidas
Sutura de seda 6-0	Jinhuan Medical	RC411	Ligadura permanente da RCCA distal e nó deslizante proximal
Gel acoplante acústico (pré-aquecido)	Keppler	KL-250	Ecocardiografia
Resina fotopolimerizável biocompatível	Formlabs	RS-F2-BMCL-01	Material para impressão SLA utilizado na fabricação da plataforma personalizada de suporte vascular impressa em 3D.
Camundongos C57BL/6 (8–10 semanas; machos 22–25 g, fêmeas 18–20 g)	GemPharmatech	C57BL/6	Utilizados ambos os sexos; mantidos em condições padrão
Gás óxido de etileno	Instalação institucional de esterilização	N/A	Esterilização da plataforma personalizada de suporte vascular impressa em 3D.
FreeCAD	FreeCAD Project Association	1.1.1	Visualização CAD e geração do desenho estrutural 3D a partir do arquivo .stp.
GraphPad Prism	GraphPad Software	9.0	Análise estatística e geração de gráficos
Fio-guia, diâmetro de 0,014 polegadas	Boston Scientific	H749393071900	Lesão mecânica da válvula aórtica
Kit de coloração Hematoxilina e Eosina (H&E)	Beyotime	C0105S	Morfologia e espessura das cúspides
Isóflurano	RWD Life Science	R510-22-2	Indução com 3%; manutenção com 1,5–2% em O₂ a 100%
Lidocaína	Shijiazhuang Pharmaceutical Group	H14024045	Infiltração local prévia no local da incisão (0,5%, passo 1,5)
Tesoura microcirúrgica rotativa	RWD Life Science	F11022-11	Incisão da pele, arteriotomia, toracotomia
Transdutor MX550D (40 MHz)	FUJIFILM VisualSonics	MX550D	Ecocardiografia
Creme depilatório Nair	Nair	255 g	Para depilação da região cervical anterior e parede torácica
Solução salina tamponada com fosfato (PBS)	Servicebio	G4202-100ML	Perfusão
Microtomo rotativo	Leica Biosystems	RM2125 RTS	Seccionamento seriado em 4–5 µm
Microsscópio estereoscópico (cirúrgico)	Olympus	SZX7	Isolamento vascular e microcirurgia
Sistema de ultrassom de alta resolução Vevo 3100	FUJIFILM VisualSonics	Vevo 3100	Ecocardiografia
Kit de coloração de Von Kossa	Servicebio	G1043-20ML	Detecção de calcificação distrófica
Xilol	Nanjing Chemical Reagent Co., Ltd.	C0430530209	Clareamento tecidual durante o processamento com parafina.

Referências

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