Este protocolo descreve a fabricação e implantação cirúrgica de extensômetros flexíveis e biocompatíveis de silicone para monitoramento contínuo da motilidade gástrica em camundongos C57BL/6J em movimento livre. O método proporciona gravações estáveis de longo prazo por meio de encapsulamento refinado em silicone e fixação segura de conectores montados na cabeça.
Artigo de método
Fabricação e implantação de extensiometros de silicone refinado para monitoramento a longo prazo da motilidade gástrica em camundongos em movimento livre
Neste artigo
Resumo
Resumo
Este protocolo descreve a fabricação e implantação cirúrgica de extensômetros de silicone flexíveis e biocompatíveis para monitoramento a longo prazo da motilidade gástrica em camundongos C57BL/6J em movimento livre. A avaliação contínua da atividade gástrica-motora em animais conscientes continua sendo tecnicamente desafiadora, pois a anestesia e procedimentos invasivos podem alterar a fisiologia gastrointestinal normal. Para enfrentar esses desafios, esse protocolo combina encapsulamento refinado de silicone do extensômetro com fixação segura do conector montado na cabeça para melhorar a estabilidade do dispositivo durante gravações de longo prazo, protegendo o circuito elétrico de danos mecânicos associados à atividade animal normal. O procedimento permite a implantação confiável e o registro contínuo da atividade gástrica contrátil durante um período pós-operatório de 15 dias. Registros representativos demonstram padrões distintos de motilidade gástrica durante anestesia, fase basal acordada, recuperação pós-operatória e acomodação induzida pela alimentação. A avaliação histológica indica apenas respostas locais leves de tecido ao redor do local de implantação, apoiando a biocompatibilidade do dispositivo sob as condições examinadas. Esse protocolo oferece uma abordagem reprodutível para obter registros estáveis de motilidade gástrica de longo prazo em camundongos conscientes e pode facilitar investigações de fisiologia e doenças gastrointestinais, incluindo estudos usando modelos de camundongos geneticamente modificados.
Introdução
O monitoramento preciso da atividade fisiológica na pesquisa biomédica, especialmente em estudos de motilidade gastrointestinal, é fundamental para entender os mecanismos digestivos e as patologiasdas doenças 1,2. No entanto, os métodos atuais para monitorar a motilidade gástrica em animais em movimento livre apresentam limitações significativas. As técnicas de imagem frequentemente são limitadas pela complexidade operacional, altos requisitos de equipamentos e potencial exposição àradiação 3,4. Métodos baseados em balões, embora úteis, geralmente não conseguem monitorar a motilidade gástrica em animais em movimento livre por períodos prolongados e frequentemente são restritos a estadosanestesiados 5. Abordagens minimamente invasivas, como a sonomicrometria, são incapazes de registrar a motilidade gástrica em animaisconscientes 6. De forma semelhante, métodos manométricos são aplicáveis principalmente a camundongosanestesiados 7,8,9. Alternativamente, o registro eletrofisiológico das ondas lentas gástricas usando eletrodos sorosos foi desenvolvido como uma abordagem direta para capturar a atividade mioelétrica subjacente do marcapasso que impulsiona as contraçõesgástricas 10,11. Embora os eletrodos serosos sejam altamente eficazes para detectar ritmos elétricos e disritmias, eles não medem diretamente a força mecânica resultante. Além disso, ondas lentas registradas extracelularmente obtidas in vivo podem nem sempre refletir fielmente as verdadeiras ondas lentasintracelulares 12, e sinais elétricos registrados de eletrodos de superfície ou serosos podem ser substancialmente influenciados por atividade neural localizada, o que significa que não representam necessariamente contrações mecânicas fásicasreais 13,14.
Em contraste, extensômetros de silicone convertem mudanças no movimento mecânico em sinais elétricos, permitindo o registro prolongado de padrões de motilidade em órgãos viscerais ocos, como estômago e intestinos, sob condições fisiológicas epatológicas 15,16,17. O objetivo geral deste protocolo é descrever a fabricação e implantação cirúrgica de extensômetros de silicone refinados para monitoramento a longo prazo da motilidade gástrica em camundongos C57BL/6J em movimento livre, o fundo genético mais amplamente utilizado para modelos transgênicos em gastroenterologia. Com base nas metodologias de extensiometrodescritas anteriormente 18, este protocolo incorpora um perfil sensor ultrafino (0,2 mm) com um encapsulamento leve e biocompatível de silicone 704 para reduzir a carga mecânica na parede gástrica murina em comparação com projetos anteriores. Além disso, uma estratégia modular de roteamento de conectores montados na cabeça minimiza a tensão pós-operatória dos cabos e os danos relacionados à mastigação, melhorando assim a estabilidade do dispositivo durante gravações de longo prazo. O protocolo é destinado a pesquisadores que buscam medições diretas e de longo prazo da atividade gástrica mecânica em camundongos conscientes durante diferentes estados fisiológicos, incluindo recuperação pós-operatória e alimentação. As reduções relatadas na adesão tecidual e a perturbação funcional mínima devem ser interpretadas dentro do escopo dos dados de validação apresentados, e a avaliação quantitativa adicional desses parâmetros permanece uma direção importante para estudos futuros.
Protocolo
Este estudo foi conduzido de acordo com os Pareceres Orientadores sobre o Tratamento de Animais Experimentais emitidos pelo Ministério da Ciência e Tecnologia. Todos os experimentos foram aprovados pelo Comitê de Ética dos Experimentos com Animais da Academia Chinesa de Ciências Médicas Chinesas (No. D2024-01-26-07).
1. Preparação de Animais
- Adquira ratos machos saudáveis do tipo selvagem C57BL/6J, com 8 semanas de idade e pesando 25 ± 3 g.
- Mantenha os camundongos sob condições específicas livres de patógenos (FPS) a 22°C ± 1°C, 55% ± 5% de umidade relativa e um ciclo claro/escuro de 12 horas. Alojamento coletivo não mais que cinco ratos por gaiola.
- Ofereça comida e água padrão à vontade. Permita que os camundongos tenham livre acesso à comida e à água até a indução da anestesia para manter a tensão adequada na parede gástrica durante a cirurgia.
- Permita que os animais se acostumem ao laboratório por 7 dias antes de iniciar os experimentos no 8º dia.
- Atribuir aleatoriamente os camundongos aclimatados aos grupos experimentais para minimizar o viés de seleção potencial.
- Realize uma avaliação clínica de saúde para cada camundongo 24 horas antes da cirurgia, avaliando aparência física, comportamento e peso corporal. Exclua animais que apresentem sinais de doença, lesão ou perda de peso corporal superior a 10%.
- Meça o peso corporal de cada camundongo imediatamente antes da anestesia. Calcule o volume de injeção em 20 mL/kg, correspondendo a uma dose de tribromoetanol de 250 mg/kg.
2. Preparação do Extensômetro18
- Obtenha uma extensiomètre de 350 Ω com base de 3,6 mm × 3,0 mm, grade de 2,0 mm × 1,0 mm e espessura de 0,06 mm. Use um extensômetro com coeficiente de sensibilidade de 2,0% ± 1% (Classe de Precisão A) pré-instalado em fios esmaltados duplos (0,15 mm de diâmetro, 100 mm de comprimento).
- Aplique uma camada uniforme de borracha de silicone em ambos os lados do extensômetro até que o dispositivo totalmente encapsulado tenha aproximadamente 0,2 mm de espessura. Certifique-se de que todas as superfícies estejam completamente cobertas, sem áreas expostas.
- Aplique uma gota extra de borracha de silicone no ponto de solda e espalhe uniformemente com um cotonete até que o extensômetro fique completamente encapsulado. Verifique se as dimensões finais do dispositivo são aproximadamente 6,0 mm × 8,0 mm.
- Confirme a encapsulação completa garantindo que o revestimento de silicone esteja liso e livre de bolhas ou espaços de ar, e que o dispositivo final corresponda às dimensões alvo.
- Cure o extensômetro encapsulado por pelo menos 48 horas em temperatura ambiente (22°C ± 1°C) e umidade relativa de 60%–70% em um ambiente bem ventilado e livre de poeira.
- Solde o conector montado na cabeça ao fio esmaltado usando ferro de solda, solda e fluxo de solda sem ácido.
- Verifique a integridade das soldas puxando suavemente os fios esmaltados com pinças de dissecação de íris. Confirme que as conexões permanecem seguras sem descolamento de fios.
- Conecte o extensômetro montado a um amplificador de ponte por meio de uma caixa de ajuste zero com sensor de extensomèto.
- Equilibre o circuito conectando o extensômetro montado a uma caixa personalizada de ajuste zero de 350 Ω e ao amplificador da ponte para eliminar o deslocamento de base causado pela resistência dos fios e maximizar a faixa de sinal disponível. Após concluir todas as conexões, dobre suavemente o extensômetro encapsulado com pinças tanto no ar quanto com soro salino 0,9% enquanto monitora a forma de onda de saída no software de aquisição. Confirme o funcionamento correto do dispositivo verificando uma deflexão clara da forma de onda, indicando conectividade elétrica adequada, impermeabilização e sensibilidade do sensor.
3. Procedimento cirúrgico para implantação de extensiometro
- Esterilize todos os instrumentos cirúrgicos com etanol 75%. Deixe de molho os componentes preparados do extensômetro em etanol a 75% por 15 minutos, seguido de imersão em solução de cloreto de sódio a 0,9% por 15 minutos.
- Remova os componentes do extensômetro da solução de cloreto de sódio 0,9% e proceda imediatamente à implantação cirúrgica, sem secagem ou enxágue adicional ao ar.
- Anestesiar o camundongo por meio de injeção intraperitoneal de solução de tribromoetanol a 1,25% (20 mL/kg).
- Use uma solução comercialmente preparada de tribromoetanol a 1,25% sem diluição adicional. Armazene a solução a 4°C em um frasco âmbar protegido da luz e use dentro da data de validade do fabricante.
- Monitore o animal a cada 10 minutos durante a cirurgia para garantir respiração regular e a ausência de movimento em resposta à estimulação tátil. Confirme um plano cirúrgico adequado de anestesia verificando a perda do reflexo de endireitamento e a ausência do reflexo de retirada do beliscão do dedo do pé.
- Não foi necessária anestesia suplementar porque a dose inicial forneceu um plano cirúrgico adequado durante todo o procedimento.
- Mantenha a temperatura corporal central do animal entre 37,0°C ± 0,5°C usando uma manta térmica controlada por feedback. Aplique pomada oftálmica de petrolato durante todo o procedimento cirúrgico para evitar o ressecamento da córnea.
- Remova os pelos do abdômen e do crânio usando um cortador de pelo de pequenos animais. Desinfete a pele exposta com solução de povidona-iodo a 1% seguida de etanol a 75% (Figura 1A–C).
- Cubra o abdômen com uma cortina cirúrgica estéril (Figura 1D).
- Cubra o campo cirúrgico com uma toalha cirúrgica estéril. Crie uma incisão ventral na linha média com aproximadamente 1,5–3,0 cm de comprimento, estendendo-se caudalmente do processo xifoide pela pele e musculatura abdominal. Crie uma segunda incisão longitudinal de aproximadamente 5,0–8,0 mm de comprimento ao longo da sutura sagital no ápice do crânio (Figura 1E,J).
- Selecione o comprimento da incisão de acordo com o tamanho do corpo do animal para proporcionar exposição adequada ao antro gástrico para sutura, minimizando o trauma tecidular e facilitando o fechamento da ferida.
- Exteriorize suavemente o estômago usando um cotonete. Separe o omento maior e mantenha a hidratação dos tecidos durante todo o procedimento usando algodão embebido em 0,9% de soro fisiológico (Figura 1F).
- Separe o omento principal da parede gástrica por uma dissecação suave e contundente usando um cotonete úmido ou pinças rombas, tomando cuidado para evitar danos aos vasos sanguíneos adjacentes e aos tecidos ao redor.
- Aplique solução salina estéril morna (37,0°C± 0,5°C) no estômago exposto a cada 3–5 minutos, ou sempre que a superfície do tecido começar a secar, para manter a hidratação do tecido.
- Separe suavemente a pele da musculatura subjacente usando um cotonete e fórceps dissecando para criar um túnel subcutâneo contínuo entre as incisões craniana e abdominal. Passe o conjunto do extensômetro pelo túnel, posicione o conector montado na cabeça na testa e coloque o extensômetro sobre a região abdominal (Figura 1G,J).
- Passe o fio pelo túnel subcutâneo a partir da incisão abdominal ao longo da parede lateral esquerda do corpo, sob o membro anterior esquerdo, e passando pelo pescoço dorsal até a incisão craniana.
- Suture o extensômetro até a superfície sorosa do antro gástrico usando suturas 7-0 não absorvíveis (Figura 1H). Reposicione o omento maior sobre a extensiomèto, limite a área funcional de sutura a aproximadamente 5,0 mm × 5,0 mm.
- Coloque o extensômetro na superfície sorosa do antro gástrico com seu eixo longo e fios fixados alinhados paralelamente às fibras musculares longitudinais que se estendem do cárdio até o pilo. Oriente as soldas em direção à parede abdominal, com a extremidade soldada direcionada para a cabeça e a extremidade oposta para o piloro (Figura 1H).
- Fixe o extensômetro à serosa gástrica usando um ponto contínuo com três pontos de fixação. Coloque um ponto na extremidade caudal (pilórica) e dois pontos sequenciais na extremidade craniana (cardíaca), depois fixe a montagem com um único nó na linha média superior (Figura 1H).
- Retorne o estômago e todos os outros órgãos abdominais às suas posições anatômicas normais. Fixe o fio esmaltado na musculatura abdominal para minimizar o movimento anteroposterior.
- Fixe os fios esmaltados na musculatura abdominal colocando um nó inicial no músculo com a sutura, enrolando o ponto ao redor de ambos os fios várias vezes e amarrando um nó final para firmemente ancorar os fios.
- Feche a musculatura abdominal seguida da pele usando suturas absorvíveis 6-0 (Figura 1I).
- Remova o periósteo usando peróxido de hidrogênio a 3% para expor a fontanela anterior (Figura 1J).
ATENÇÃO: O peróxido de hidrogênio é um irritante. Use equipamentos de proteção individual adequados e evite contato com os olhos e a pele. - Aplique peróxido de hidrogênio a 3% no crânio exposto por aproximadamente 10 segundos para remover o periósteo e controlar o sangramento leve. Remova imediatamente a solução com um cotonete estéril, enxágue bem com soro fisiológico estéril e seque completamente a superfície antes de aplicar a resina de base.
- Misture e aplique a resina de base no crânio. Pressione o conector fixado na cabeça na resina até que ela solidifice naturalmente. Suture o couro cabeludo ao redor do conector fixo deixando a abertura circular do conector montado na cabeça exposta (Figura 1K).
- Deixe a resina de base polimerizar sem ser perturbada por aproximadamente 5 minutos. Confirme a cura completa tocando suavemente a superfície da resina com a ponta de uma pinça.
- Estabilize o conector montado na cabeça com pinças durante a fase inicial de cura até que a resina endureça o suficiente para manter o conector na posição sem suporte.
- Aplique solução de povidona-iodo ao redor da ferida cirúrgica. Administrar meloxicam (0,2 mg/kg, por via subcutânea) para analgesia pós-operatória e tratamento anti-inflamatório.
- Após a recuperação da anestesia, devolve o rato à gaiola de casa. Administre meloxicam (0,2 mg/kg, intraperitonealmente) uma vez ao dia por dois dias consecutivos.
- Volte o camundongo de volta à gaiola somente depois que ele recuperar o reflexo de endireitamento, apresentar respiração regular e estável, e conseguir se mover normalmente.
- Monitore os camundongos diariamente pelo menos nos primeiros 2 dias pós-operatórios e pelo menos duas vezes por semana depois disso. Eutanasiar animais de forma humanitária que apresentam perda persistente de peso corporal acompanhada de redução da atividade locomotora, de acordo com os critérios humanos pré-definidos.
Figura 1. Fluxo de trabalho de implantação cirúrgica e configuração de registro da motilidade gástrica. (A) Depilação do abdômen. (B) Desinfecção com solução de povidona-iodo. (C) Limpeza com 75% de etanol. (D) Colocação de uma cobertura cirúrgica estéril sobre o abdômen. (E) Incisão abdominal na linha média e no couro cabeludo. (F) Exposição do estômago. (G) Passagem subcutânea do conjunto do extensômetro e colocação do sensor no antro gástrico. (H) Sutura do extensômetro à camada sorosa do antro gástrico, localizada anatomicamente entre a incisura angular e o piloro. (I) Fechamento sequencial da musculatura abdominal e da pele. (J) Exposição da fontanela anterior após a remoção do periósteo usando peróxido de hidrogênio a 3%. (K) Fixação do conector montado na cabeça e fechamento do couro cabeludo ao redor da abertura do conector. (L) Dispositivo de extensômetro personalizado mostrado ao lado de uma régua. (M) Esquema do sistema de registro de motilidade gástrica em movimento livre, incluindo a câmara de gravação, comutador rotativo, conector fixo na cabeça, amplificador da ponte, sistema de aquisição de dados, computador e software de análise de sinais. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.
4. Registro da Motilidade Gástrica
- Posicione a câmara circular de gravação móvel sob uma câmera autofocus 2K para permitir o monitoramento comportamental sincronizado e contínuo do mouse.
- Construa a câmara de gravação usando um recipiente cilíndrico transparente de Plexiglas (35 cm de diâmetro × 45 cm de altura).
- Monte uma placa de suspensão personalizada (39,5 cm × 10,0 cm) acima da câmara para suportar o cabo conector montado na cabeça.
- Apoie a placa suspensa usando dois suportes verticais posicionados em lados opostos da câmara. Ajuste a altura (até 15,5 cm) para manter a tensão adequada do cabo durante a gravação.
- Coloque o mouse na câmara de gravação. Conecte o soquete fêmea montado na cabeça ao cabo flexível de gravação multicanal suspenso do comutador rotativo. Certifique-se de que o cabo permita movimento, giro e alimentação irrestritos.
- Aclimate os camundongos à câmara de gravação por 60 minutos diários e 3 dias consecutivos antes da cirurgia. Após a implantação, coloque o camundongo anestesiado na câmara por 30 minutos para permitir a estabilização fisiológica antes de iniciar o registro contínuo.
- Conecte a extremidade oposta do cabo flexível ao amplificador da ponte e conecte o amplificador ao sistema de aquisição de dados PowerLab 8/35.
- Verifique o balanceamento do amplificador da ponte e a anulação do extensômetro conforme descrito no Passo 2.9. Monitore o sinal ao vivo por pelo menos 2 minutos e comece a gravar somente após confirmar uma linha de base estável com desvio insignificante.
- Configure as configurações de hardware no software de aquisição de dados LabChart (versão 8.0) com frequência de amostragem de 10 kHz e ganho de amplificação de 10× para o canal bruto do sinal gástrico.
- Configure o sistema de aquisição com uma faixa de tensão de entrada de ±5 V, uma tensão de excitação da ponte de 5 V e um filtro passa-baixa de hardware ajustado para 100 Hz para minimizar o ruído de alta frequência enquanto preserva a fidelidade do sinal.
- Ligue a câmera de autofoco 2K e, simultaneamente, inicie o software de aquisição de dados no computador de gravação.
- Adquira dados usando o software de aquisição de dados com um modelo dedicado de aquisição. Configure um canal analógico para o sinal bruto do extensômetro gástrico e um canal de vídeo sincronizado da câmera de autofoco 2K. Salve todas as gravações no formato nativo de software de aquisição (*.adicht).
- Realize sessões de registro durante a recuperação pós-operatória, a transição da anestesia para o estado de vigília e um teste comportamental de alimentação de 6 minutos consistindo em uma fase inicial pré-prandial de 2 minutos, uma fase de alimentação de 2 minutos e uma fase pós-prandial de 2 minutos.
- Realize gravações entre 09:00 e 15:00 nos dias pós-operatórios (PODs) 1, 3, 5, 7, 10 e 15. Comece a registrar imediatamente após colocar o animal na câmara e utilize os dados adquiridos a partir de 10 minutos para análise, garantindo a estabilização fisiológica.
- Mouse rápido por 12 horas antes do experimento de alimentação. Registre a motilidade gástrica continuamente por 6 minutos, incluindo um período de base pré-prandial de 2 minutos, um período de alimentação de 2 minutos começando quando o animal inicia a alimentação e um período pós-prandial de 2 minutos.
- Exclua gravações da análise se atendas a algum dos seguintes critérios: (i) perda de sinal causada por falha do conector ou quebra de fio; (ii) artefatos de movimento severos resultantes de grooming ou funcionamento que excedem a faixa de entrada do amplificador; ou (iii) sinais instáveis ou deriva de linha de base superior a 20% da amplitude de base durante uma única sessão de gravação.
5. Processamento de Sinais e Análise Estatística
- Estabelecer a conexão completa de hardware e aplicar o fluxo de trabalho de filtragem por hardware e software para processar os sinais biológicos brutos e isolar as ondas de motilidade gástrica dos artefatos de movimento.
- Direcione os sinais biológicos pelo filtro analógico passa-baixa embutido do amplificador da ponte e do sistema de aquisição de dados. Ajuste a frequência de corte do filtro passa-baixa analógico para 100 Hz para reduzir ruído eletromagnético de alta frequência e interferência da linha de energia, e gerar o canal de dados bruto de base (Figura S1).
- Não aplique filtros de hardware adicionais, como passa-alta, notch ou anti-aliasing, durante a aquisição de dados.
- Gerar um canal de análise suavizado usando o módulo de suavização no software de aquisição (Figura S2). Selecione Suavização no menu suspenso do canal, escolha Triangular (Bartlett) como o tipo de suavização e defina a largura da janela para 10 s (Figura S3).
NOTA: A janela triangular de 10 s funciona como um filtro digital adaptativo passa-baixa que atenua artefatos respiratórios e de movimento, preservando a amplitude e o ritmo da onda gástrica basal murina lenta (~5 ciclos/min; ~0,083 Hz). - Não aplique etapas adicionais de pré-processamento digital, incluindo correção de linha de base, destendência, reamostragem, ajuste de deslocamento de canal ou normalização de sinal.
- Salve a forma de onda suavizada como um novo canal de análise (Canal 2) junto com o sinal bruto (Canal 1) no mesmo arquivo nativo de software de aquisição (*.adicht), sem conversão externa (Figuras S3 e S4).
- Extraia os sinais suavizados de motilidade gástrica para análise. Selecione janelas de registro contínuas estáveis e representativas de 2 minutos para cada condição experimental, minimizando artefatos relacionados ao movimento e comportamento (Figura S4).
- Selecione aleatoriamente uma janela de gravação contínua de 2 minutos usando a gravação de vídeo sincronizada. Inclua apenas segmentos com uma linha de base estável e sem artefatos de movimento, comportamento de preparação ou atividade locomotora.
- Extraia um segmento contínuo de gravação de 2 minutos de cada POD designado 1–15. Compare as formas de onda da motilidade gástrica registradas sob anestesia profunda com as registradas no estado plenamente consciente.
- Padronize todas as gravações entre 09:00 e 15:00, conforme descrito no Passo 4.12, para minimizar a influência da variação circadiana na motilidade gástrica.
- Analise uma gravação contínua de 6 minutos do experimento de alimentação dividindo a gravação em três períodos consecutivos de 2 minutos representando a fase de base pré-prandial, alimentação ativa e pós-prandial.
- Identifique o início da alimentação a partir da gravação sincronizada quando o animal começa a mastigar de forma contínua. Defina a fase de alimentação como o intervalo de 2 minutos subsequente e exclua gravações em que a alimentação dura apenas alguns segundos.
- Quantifique a frequência cíclica média (ciclos/min), amplitude cíclica (μV) e área sob a curva (AUC; mV·s·min−1) a partir das formas de onda suavizadas. Determine a frequência contrátil por meio de análise de intervalo pico a pico e calcule o AUC integrando o sinal contrátil retificado ao longo do intervalo de gravação selecionado (Figura S5).
- Realize a detecção de picos automaticamente usando o módulo de Medições Cíclicas no software de aquisição de dados Data Pad para calcular a frequência cíclica média de cada segmento de gravação selecionado (Figura S5).
- Defina a linha de base como a tensão mínima do sinal dentro do intervalo de gravação selecionado. Calcule o AUC automaticamente usando a função Integral Relativa ao Mínimo no módulo Data Pad (Figura S5).
- Meça automaticamente a amplitude contrátil como a Altura Cíclica Média usando o módulo Data Pad, que calcula a altura média do pico ao vale para cada segmento de gravação de 2 minutos (Figura S5).
- Resumir graficamente e analisar estatisticamente os dados de frequência, amplitude e AUC em todas as condições experimentais.
- Compare os parâmetros de motilidade gástrica entre a anestesia profunda e as condições totalmente conscientes.
- Avalie as alterações longitudinais na motilidade gástrica do POD 1 ao POD 15.
- Compare os parâmetros de motilidade gástrica durante a fase ativa de alimentação com os das fases pré-prandial e pós-prandial.
- Inclua todos os dados que atendam aos critérios pré-definidos de qualidade de gravação na análise estatística. Não realize detecção estatística de valores atípicos nem exclua observações com base em critérios estatísticos.
- Avalie a normalidade dos dados e a homogeneidade da variância antes da análise estatística. Analise dados normalmente distribuídos usando uma análise unidirecional de variância (ANOVA) comum ou um teste t não pareado. Analise dados não distribuídos normalmente usando o teste de Kruskal–Wallis ou o teste Mann– Whitney U .
- Avalie a normalidade dos dados usando o teste de Shapiro–Wilk e a homogeneidade da variância usando o teste de Brown–Forsythe. Analisar dados normalmente distribuídos com variâncias iguais usando ANOVA unidirecional e analisar dados não distribuídos normalmente ou dados com variâncias desiguais usando o teste de Kruskal–Wallis.
- Realize testes de comparação múltipla post hoc usando o teste de Tukey após ANOVA unidirecional ou o teste de Dunn após o teste de Kruskal–Wallis, conforme apropriado.
- Analise todos os dados usando o GraphPad Prism versão 10.0. Reporte os dados como a média ± erro padrão (SE). Considere p < 0,05 estatisticamente significativo.
- Realize todas as análises estatísticas como testes de duas caudas. Considere p < 0,05 estatisticamente significativo.
- Cegue o investigador responsável pela filtragem de dados e extração de parâmetros para os grupos experimentais e tratamentos. Anonimize e codifique todos os conjuntos de dados antes da análise.
- Arquive todas as formas de onda brutas, sinais processados e metadados associados no formato nativo de software de aquisição (*.adicht). Armazene esses arquivos e planilhas exportadas em um repositório centralizado para permitir a verificação independente. Disponibilize os conjuntos de dados e arquivos de análise estatística relevantes mediante solicitação acadêmica razoável.
Resultados
Motilidade gástrica sob anestesia e estados de vigília
Para avaliar o impacto potencial da anestesia na motilidade gástrica, os parâmetros de motilidade gástrica foram comparados entre camundongos anestesiados e conscientes (n = 6; Figura 2A,B). Não foi observada diferença significativa na frequência entre os estados anestesiado e consciente (5,38 ± 0,13 vs. 5,48 ± 0,10 ciclos min−1 [cpm], respectivamente; teste t desemparelhado: t = 0,4053, p = 0,6874). Da mesma forma, nem a amplitude (73,88 ± 10,79 vs. 60,79 ± 3,96 μV; teste U de Mann–Whitney: U = 68,5, p = 0,1620) nem a área sob a curva (AUC) (6,83 ± 1,26 vs. 7,47 ± 0,84 mV·s·min−1; Teste U de Mann–Whitney: U = 102, p = 0,8437) diferiu significativamente entre as duas condições. Esses registros representativos demonstram parâmetros comparáveis de motilidade gástrica sob as condições anestesiadas e conscientes examinadas.
Figura 2. Registros representativos de motilidade gástrica, análise quantitativa e histologia estomacal após a implantação do extensômetro. (A,B) Traços representativos de motilidade gástrica registrados imediatamente após a cirurgia sob anestesia (A) e no estado consciente (B) (n = 6 camundongos). (C–H) Traços representativos de motilidade gástrica registrados durante a recuperação pós-operatória no dia pós-operatório (POD) 1 (C), POD 3 (D), POD 5 (E), POD 7 (F), POD 10 (G) e POD 15 (H). A barra de escala em H aplica-se aos painéis A–H: 50 μV, 15 s. (I–K) Quantificação da frequência de motilidade gástrica (I; análise de variância de Brown-Forsythe e Welch com comparações múltiplas, F = 0,3898, p = 0,8762), amplitude (J; teste H de Kruskal–Wallis, H = 3,989, p = 0,6782), e área sob a curva (AUC) (K; Teste H de Kruskal–Wallis, H = 0,8218, p = 0,9915) em pontos longitudinais do tempo (n = 6 camundongos). (L) Traço representativo de motilidade gástrica registrado antes, durante e após a alimentação voluntária. A região sombreada indica o período de alimentação de 2 minutos. Barra da escala: 100 μV, 30 s. (M–O) Quantificação da frequência de motilidade gástrica (M; análise unidirecional comum da variância, F = 5,490, p = 0,0138), amplitude (N; teste Kruskal–Wallis H, H = 0,3639, p = 0,8451), e AUC (O; análise unidirecional comum da variância, F = 4,954, p = 0,0193) antes, durante e depois da alimentação (n = 7 camundongos). (P–S) Seções do estômago coloridas com hematoxilina e eosina de camundongos controle normais (P) e camundongos implantados em POD 7 (Q), POD 10 (R) e POD 15 (S). No painel P, a indica a musculatura, b indica a submucosa e c indica a mucosa. A barra em escala de 100 μm mostrada no painel S se aplica a todos os painéis histológicos (P–S). Os dados são apresentados como erro médio ± padrão. *p < 0,05. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.
Mudanças na motilidade gástrica pós-operatória ao longo do tempo
A motilidade gástrica foi monitorada em camundongos em movimento livre do POD 1 ao POD 15 para avaliar a estabilidade pós-operatória (n = 6; Figura 2C–K). Durante a fase pós-operatória inicial (POD 1–3), a frequência não diferia significativamente da medição inicial (5,76 ± 0,27 vs. 5,38 ± 0,14 cpm; Análise de variância de Brown-Forsythe e Welch [ANOVA] com comparações múltiplas, p = 0,9670). Da mesma forma, não foram observadas diferenças significativas na amplitude (60,41 ± 3,41 vs. 56,43 ± 4,78 μV; teste de Kruskal–Wallis com múltiplas comparações, p > 0,9999) ou AUC (6,34 ± 0,79 vs. 6,42 ± 0,92 mV·s·min−1; teste de Kruskal–Wallis com múltiplas comparações, p > 0,9999).
Durante a fase intermediária pós-operatória (POD 5–7), os parâmetros medidos permaneceram estáveis, sem diferenças significativas na frequência (5,49 ± 0,23 vs. 5,31 ± 0,22 cpm; p > 0,9999), amplitude (58,96 ± 5,40 vs. 63,29 ± 8,01 μV; p > 0,9999), ou AUC (7,52 ± 1,59 vs. 5,78 ± 0,69 mV·s·min−1; p > 0,9999) em relação aos valores de referência correspondentes.
Durante a fase pós-operatória avançada (PODs 10–15), não foram observadas mudanças significativas na frequência (5,55 ± 0,42 vs. 5,41 ± 0,10 ciclos/min; p > 0,9999), amplitude (69,33 ± 21,04 vs. 56,33 ± 7,95 μV; p > 0,9999), ou área sob a curva (AUC; 9,74 ± 3,87 vs. 9,00 ± 2,71 mV·s·min−1; p > 0,9999) em comparação com os valores de referência correspondentes. Coletivamente, esses dados representativos demonstram que os parâmetros medidos da motilidade gástrica permaneceram estáveis durante todo o período de observação pós-operatório sob as condições examinadas.
Motilidade gástrica durante a ingestão de alimentos
Registros representativos de motilidade gástrica foram obtidos durante a ingestão voluntária de alimentos sólidos para caracterizar mudanças dependentes de fase na motilidade gástrica (n = 7; Figura 2L–O). Durante a alimentação ativa, a frequência diminuiu significativamente em relação à linha de base pré-prandial (5,78 ± 0,30 a 4,44 ± 0,42 cpm; ANOVA unidirecional comum com múltiplas comparações, p = 0,0301). Em contraste, a amplitude não diferia significativamente entre as fases pré-prandial e de alimentação (62,73 ± 3,31 vs. 77,33 ± 15,32 μV; teste de Kruskal–Wallis com comparações múltiplas, p > 0,9999). Embora a AUC tenha diminuído de 7,50 ± 0,61 para 4,92 ± 0,78 mV·s·min⁻1 durante a alimentação, a diferença não atingiu significância estatística (ANOVA unidirecional comum com múltiplas comparações, p = 0,0611).
Após a interrupção da alimentação, a frequência aumentou significativamente em comparação com a fase de alimentação (5,84 ± 0,27 cpm; p = 0,0230). Da mesma forma, o AUC aumentou significativamente de 4,92 ± 0,78 para 8,01 ± 0,82 mV·s·min−1 (p = 0,0228). Não foi observada diferença significativa na amplitude entre as fases de alimentação e pós-prandial (77,33 ± 15,32 vs. 64,17 ± 5,65 μV; p > 0,9999). Quando a fase pós-prandial foi comparada com a linha de base pré-prandial, não foram detectadas diferenças significativas em frequência (p = 0,9908), amplitude (p > 0,9999) ou AUC (p = 0,8784), indicando que os parâmetros de motilidade medidos retornaram aos níveis de base durante o período de observação.
Alterações histológicas gástricas
O exame histológico do tecido estomacal coletado nos PODs 7–15 demonstrou alterações inflamatórias localizadas adjacentes ao extensômetro implantado, incluindo infiltração leve de células inflamatórias, arquitetura celular desorganizada e anormalidades nucleares (Figuras 2P–S). Não foi observada inflamação grave ou dano extenso nos tecidos nas seções examinadas. Esses achados histológicos representativos indicam respostas localizadas do tecido no local de implantação sob as condições examinadas.
Figura S1. Estabelecimento do canal base de registro da motilidade gástrica bruta. Captura de tela representativa do sinal bruto de motilidade gástrica adquirido no software de aquisição de dados após filtragem por hardware analógico com um filtro passa-baixa de 100 Hz. Esse canal de gravação de referência serve como entrada para o processamento e análise digital de sinais subsequentes. Por favor, clique aqui para baixar este arquivo.
Figura S2. Geração do canal de análise suavizada no software de aquisição de dados. Captura de tela representativa ilustrando a criação de um novo canal de análise suavizada usando a função de suavização no software de aquisição de dados. O canal suavizado foi gerado a partir do registro bruto da motilidade gástrica para análise quantitativa subsequente. Por favor, clique aqui para baixar este arquivo.
Figura S3. Configuração dos parâmetros de suavização no software de aquisição de dados. Capturas de tela representativas mostrando as configurações de suavização do software de aquisição de dados usadas para processamento digital de sinais. A janela de suavização triangular (Bartlett) foi selecionada com uma largura de janela de 10 s para atenuar artefatos respiratórios e de movimento, preservando o ritmo fisiológico de ondas lentas gástricas. Por favor, clique aqui para baixar este arquivo.
Figura S4. Seleção de janelas representativas de registro para análise quantitativa. Exemplo representativo demonstrando a seleção de um segmento estável de registro contínuo de 2 minutos (região sombreada em cinza) a partir do traço de motilidade gástrica suavizado para análise quantitativa. Janelas de registro foram selecionadas para minimizar artefatos relacionados ao movimento e ao comportamento antes do cálculo dos parâmetros de motilidade gástrica. Por favor, clique aqui para baixar este arquivo.
Figura S5. Quantificação dos parâmetros de motilidade gástrica a partir da forma de onda suavizada. Capturas de tela representativas do software de aquisição de dados Data Pad e da interface de análise usada para quantificar os parâmetros primários de motilidade gástrica. Frequência cíclica média (ciclos/min), amplitude cíclica média (μV) e área integrada sob a curva (AUC; mV·s·min⁻1) foram calculadas a partir dos segmentos de gravação suavizados selecionados. Por favor, clique aqui para baixar este arquivo.
Discussão
Esse protocolo refinado oferece uma abordagem estável, biocompatível e reprodutível para registro de motilidade gástrica a longo prazo em camundongos em movimento livre. Um passo crítico é a fabricação do extensômetro de silicone18, que resulta em um dispositivo otimizado (dimensões totais: ~6,0 mm × 8,0 mm; área funcional: ~5,0 mm × 5,0 mm) que se encaixa no antro gástrico murino minimizando a interferência com o pilo e o fundodo chão 19. Comparado aos dispositivos rígidos convencionais, o encapsulamento com borracha silicone 704 proporciona uma adesão mecânica e elasticidade superiores (elongamento ao romper ≥ 140%), permitindo que o sensor acomode a distensão gástrica durante a alimentação fisiológica, ao mesmo tempo em que reduz a probabilidade de fratura do dispositivo ou restrição de movimento. Além disso, espera-se que o encapsulamento liso de silicone reduza a adesão dos tecidos ao redor do implante, ajudando assim a preservar a qualidade do sinal durante as gravações longitudinais. Embora uma avaliação quantitativa sistemática da formação de aderências pós-operatórias e do desempenho mecânico a longo prazo tenha ultrapassado o escopo deste estudo, os registros crônicos demonstraram qualidade estável do sinal e sensibilidade sustentada dos sensores por até 15 dias após a implantação. O revestimento fino e liso de silicone também serve como uma barreira protetora que pode ajudar a reduzir a adesão excessiva dos tecidos. No entanto, validações adicionais de longo prazo usando pontuação quantitativa de adesão e testes mecânicos dedicados serão importantes para caracterizar completamente o desempenho crônico dos dispositivos. Por fim, a integração de um conector montado na cabeça com o extensômetro de silicone minimiza a torção dos cabos e os danos relacionados à mastigação, facilitando assim o registro prolongado da motilidade gástrica em animais em movimento livre.
Uma modificação chave desse protocolo é que os camundongos mantêm o acesso ad libitum à comida até a indução da anestesia. Ao contrário dos protocolos cirúrgicos gastrointestinais convencionais, o jejum pré-operatório é omitido porque a distensão gástrica resultante da ingestão normal de alimentos facilita a visualização da superfície do seroso gástrico e pode reduzir o risco de penetração inadvertida da mucosa durante a colocação dos pontos serosos7-0 16,19. Em contraste, o colapso gástrico induzido pelo jejum prolongado aumenta a redundância tecidual, o que pode complicar a colocação precisa dos pontos. Para sessões subsequentes de gravação de motilidade, entretanto, é implementado um período padronizado de jejum de 12 horas antes dos registros iniciais para minimizar a variabilidadepós-prandial 16,19.
Outra modificação importante do procedimento é a escolha do regime anestésico. Embora a anestesia por inalação seja amplamente utilizada em cirurgia deroedores 20,21, o procedimento cirúrgico de dois locais descrito aqui exige reposicionamentos repetidos do animal e acesso livre ao campo cirúrgico craniano para a colocação dos conectores na cabeça. A aquisição de dados também depende de um cabo leve conectado a uma câmara de gravação personalizada (Figura 1M), que pode restringir o movimento dos animais em comparação com um ambiente doméstico irrestrito. Meile et al. desenvolveram um sistema de telemetria sem fio com extensiometro capaz de registrar a motilidade gastrointestinal em ratos em movimentolivre 22. No entanto, as dimensões e o peso desse dispositivo de telemetria não são facilmente compatíveis com mouses adultos C57BL/6J, limitando sua aplicação direta nesse modelo. Consequentemente, a configuração com fios descrita aqui representa uma abordagem prática para o registro de motilidade gástrica de longo prazo em camundongos, mantendo a aquisição contínua de sinais. Nessas condições, a administração intraperitoneal de 1,25% de tribromoetanol proporciona acesso cirúrgico desobstruído durante todo o procedimento. O uso de 1,25% de tribromoetanol é apoiado por sua indução rápida, anestesia cirúrgica confiável e excelente relaxamento muscular necessário para microsutura. Para garantir estabilidade química e minimizar a degradação, uma solução de trabalho comercialmente preparada era usada e armazenada a 4°C protegida da luz. Embora o tribromoetanol possa induzir inibição gastrointestinal transitória ou irritação tecidual se preparado ou manuseado incorretamente, estudos recentes demonstraram sua eficácia e segurança quando usado sob procedimentos adequados de controlede qualidade 23. De acordo com esses relatos, nenhum evento adverso, incluindo íleo pós-operatório ou peritonite, foi observado durante o presente estudo.
O protocolo atual possui várias limitações. Primeiramente, embora a avaliação histológica representativa tenha demonstrado alterações localizadas no tecido pós-operatório, o estudo atual não incluiu avaliação quantitativa das respostas inflamatórias ou aderências pós-operatórias. Esse protocolo foi desenvolvido principalmente como um guia metodológico para fabricação de dispositivos reproduzíveis e implantação anatômica precisa, em vez de uma avaliação patológica abrangente. Assim, a pontuação histológica semiquantitativa, a avaliação patológica cega e a avaliação quantitativa das aderências pós-operatórias estavam além do escopo do presente estudo. No entanto, as seções representativas coloridas com hematoxilina e eosina apresentaram alterações ligeiras e localizadas no tecido confinadas à superfície serosal, sem evidências de danos extensos nos seções examinadas. Estudos futuros que incorporem análises histológicas quantitativas e pontuação padronizada de aderências proporcionarão uma avaliação mais abrangente das respostas teciduais a longo prazo.
Por fim, a validação atual focou principalmente em registros de motilidade gástrica e observações histológicas. Avaliações fisiológicas complementares, incluindo esvaziamento gástrico, tempo de trânsito integral do intestino e produção de pellets fecais, estavam além do escopo deste estudo inicial de validação. Embora essas medidas forneçam uma avaliação mais abrangente da função gastrointestinal, os padrões estáveis e rítmicos de contratilidade gástrica observados durante todo o período pós-operatório sugerem que o procedimento de implantação manteve registros confiáveis de motilidade gástrica sob as condições examinadas. No entanto, a avaliação abrangente da função gastrointestinal geral usando esses ensaios fisiológicos complementares continua sendo uma direção importante para a validação futura dessa abordagem de registro crônico.
Apesar dessas limitações, o protocolo amplia o conjunto de ferramentas experimentais disponível para avaliação a longo prazo da motilidade gástrica em camundongos conscientes. As frequências gástricas basais observadas são consistentes com os valores previamente relatados usando transdutores de forçaextraluminal 19 e registros eletrofisiológicos sorosos10, e as mudanças representativas associadas à alimentação são consistentes com respostas fisiológicas previamente descritas em modelos mamíferos. No entanto, os valores absolutos da amplitude do sinal e do AUC permanecem dependentes de variáveis experimentais, incluindo fabricação do sensor, configurações de amplificação e condições de implantação cirúrgica, e, portanto, devem ser interpretados no contexto de cada configuração experimental. Esse protocolo pode ser útil para estudos longitudinais de fisiologia e doenças gástricas, incluindo modelos de dispepsia funcional, gastroparesia diabética e íleo pós-operatório, e pode facilitar a avaliação de intervenções terapêuticas sob condições de registro consciente.
Divulgações
Os autores afirmam que não possuem interesses financeiros concorrentes conhecidos ou relacionamentos pessoais que possam ter influenciado o trabalho relatado neste artigo.
Agradecimentos
Os autores gostariam de reconhecer a assistência de Yikuan Xie, do Instituto de Ciências Médicas Básicas da Academia Chinesa de Ciências Médicas, pelas contribuições à preparação da extensomanométrica e à otimização dos procedimentos experimentais. Esse trabalho foi apoiado pelos Fundos de Pesquisa Fundamental dos Institutos Centrais de Pesquisa em Bem-Estar Público (ZZ-JQ2023002), pelo Projeto de Inovação Científica e Tecnológica da Academia Chinesa de Ciências Médicas Chinesas (CI2026A03401) e pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (82174281 e 82230123).
Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| 1% Povidone-Iodine Solution | Jiangmen Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd., Guangdong, China | 500 mL | Desinfecção da pele |
| 1.25% Ready-to-Use Tribromoethanol Solution | Nanjing Aibei Biotechnology Co., Ltd., Jiangsu, China | M2910 | Usado diretamente sem preparação ou diluição adicional. |
| 2K Auto-focus Camera | Shenzhen Lvlian Technology Co., Ltd., Guangdong, China | CM717-25442 | Monitoramento comportamental |
| 3% Hydrogen Peroxide Solution | Lircon Medical Technology Co., Ltd., Shandong, China | 100 mL | Preparação do crânio |
| 6-0 Absorbable Sutures with Needle | Jinhuan Medical Products Co., Ltd., Shanghai, China | R611 | Fechamento do músculo abdominal e da pele |
| 7-0 Non-absorbable Sutures | Ningbo Chenghe Microscopic Instrument Factory, Zhejiang, China | 45/35 | Fixação do gauge de tensão |
| 75% Ethanol | Lircon Medical Technology Co., Ltd., Shandong, China | 500 mL | Desinfecção de instrumentos e dispositivos |
| Acid-free Soldering Flux | Prokit's Industries Co., Ltd., Shanghai, China | 8S005 | Montagem elétrica |
| Animal Mini Arco Cordless Trimmer | AUX Group Co., Ltd., Zhejiang, China | C6S | Depilação |
| Basing Resin | YAMAHACHI Dental Material Co., Ltd., Jiangsu, China | LSBR-NPS | Fixação do crânio do conector montado na cabeça |
| Circular Free-moving Recording Chamber | Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, China | Custom-built | Recipiente transparente cilíndrico de Plexiglas (35 cm de diâmetro × 45 cm de altura) equipado com uma placa suspensa superior personalizada (39,5 cm × 10,0 cm) e dois suportes de altura ajustável (até 15,5 cm) para suspender o cabo do conector montado na cabeça. |
| Custom Strain Gauge (350 Ω) | Yiyang Heshan District Guangce Electronics Co., Ltd., Hunan, China | Custom | Base: 3,6 mm × 3,0 mm; grade: 2,0 mm × 1,0 mm; espessura: 0,06 mm |
| Delicate Scissors | RWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, China | S12003-09 | Tesouras cirúrgicas |
| Disposable Micro-applicator | Ouwen Medical Device Technology Co., Ltd., Guangdong, China | Small | Aplicação de silicone |
| Feedback-controlled Electric Heating Blanket | Nanjing Xin Xiao Yuan Biotech, Jiangsu, China | H-KWDY-III | Manutenção da temperatura corporal durante a cirurgia |
| GraphPad Prism | GraphPad Software, LLC, MA, USA | Version 10.0 | Análise estatística |
| Head-mounted Connector | Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, China | Custom-built | Header de 2 × 3 pinos personalizado para montagem no cabeçalho do mouse; espaçamento de pino de 1,27 mm, diâmetro de pino de 0,44 mm, espaçamento de cauda terminal de 4,90 ± 0,25 mm; dimensões: 4,88 mm × 3,25 mm × 5,32 mm (C × L × A); altura do isolador: 3,80 mm. |
| Iris Dissecting Forceps | RWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, China | F12006-10 | Dissecção de tecido |
| LabChart Professional Software | ADInstruments Ltd., New South Wales, Australia | Version 8.0 | Aquisição de dados e processamento de sinal |
| Meloxicam Injection | Qilu Animal Health Products Co., Ltd., Shandong, China | 20 mL | Analgesia pós-operatória |
| Needle Holders | RWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, China | F31047-12 | Sutura cirúrgica |
| Petrolatum Ophthalmic Ointment | Dechra Pharmaceuticals PLC, Northwich, UK | 17033-211-38 | Proteção da córnea durante a anestesia |
| PowerLab 8/35 | ADInstruments Ltd., New South Wales, Australia | PL3508 | Sistema de aquisição de dados |
| Quad Bridge Amplifier | ADInstruments Ltd., New South Wales, Australia | FE224 | Amplificação de sinal |
| Silicone Rubber (704 RTV) | Liyang Kangda Co., Ltd., Jiangsu, China | 704 RTV | Encapsulamento do gauge de tensão |
| Sodium Chloride Physiological Solution (0.9%) | BBCA Pharmaceutical Co., Ltd., Anhui, China | 500 mL | Lavagem do dispositivo e hidratação do tecido |
| Solder | SANKI, Japan | Resin-cored, 0.5 mm diameter, 60/40 | Montagem elétrica |
| Soldering Iron | HAKKO Corp., Osaka, Japan | FX888D-06BY | Montagem elétrica |
| Standard Chow | SPF (Beijing) Biotechnology Co., Ltd., Beijing, China | SPF-F02-001 | Dieta animal |
| Sterile Protective Membrane for Surgical Incisions | Shanghai Sea Pure Biological Science and Technology Co., Ltd., Shanghai, China | SPU12 (10 cm × 12 cm) | Drape de cirurgia estéril |
| Strain Gauge Sensor Zero Setting Box | Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, China | Custom-built | Caixa de ajuste zero do sensor do gauge de tensão personalizada incorporando um circuito de resistor de 350 Ω combinado com a ponte de Wheatstone. |
| Wild-type C57BL/6J Mice | Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd., Beijing, China | SCXK (Beijing) 2021-0011 | Macho; 8 semanas de idade; 25 ± 3 g |
Referências
- Goyal RK, Guo Y, Mashimo H. Advances in the physiology of gastric emptying. Neurogastroenterol Motil. 2019;31(4):e13546.
- Febo-Rodriguez L, Chumpitazi BP, Sher AC, Shulman RJ. Gastric accommodation: Physiology, diagnostic modalities, clinical relevance, and therapies. Neurogastroenterol Motil. 2021;33(12):e14213.
- Servin-Vences MR, et al. PIEZO2 in somatosensory neurons controls gastrointestinal transit. Cell. 2023;186(16):3386-3399.e15.
- Jin M, et al. Cell membrane-functionalized bismuth oxyiodide nanodots as potential contrast agents for gastrointestinal tract imaging. Colloids Surf B Biointerfaces. 2025;245:114235.
- Xiao A, et al. H2S, a novel gasotransmitter, is involved in gastric accommodation. Sci Rep. 2015;5:16086.
- Adelson DW, et al. Coordinated gastric and sphincter motility evoked by intravenous CCK-8 as monitored by ultrasonomicrometry in rats. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2004;286(2):G321-G332.
- Ataka K, et al. Wood creosote prevents corticotropin-releasing factor-induced motility via 5-HT3 receptors in the proximal colon and 5-HT4 receptors in the distal colon in rats. Auton Neurosci. 2007;133(2):136-145.
- Chen CY, et al. Des-acyl ghrelin acts via corticotropin-releasing factor type 2 receptors to disrupt fasted stomach motility in conscious rats. Gastroenterology. 2005;129(1):8-25.
- Fujino K, et al. Ghrelin induces fasted motor activity of the gastrointestinal tract in conscious fed rats. J Physiol. 2003;550(Pt 1):227-240.
- Wang H, et al. Establishment of a radiotelemetric recording technique in mice to investigate gastric slow waves: Modulatory role of putative neurotransmitter systems. Exp Physiol. 2018;103(6):827-837.
- Yin J, Chen JD. Electrogastrography: Methodology, validation and applications. J Neurogastroenterol Motil. 2013;19(1):5-17.
- Rhee PL, et al. Analysis of pacemaker activity in the human stomach. J Physiol. 2011;589(Pt 24):6105-6118.
- Hasler WL, Soudah HC, Dulai G, Owyang C. Mediation of hyperglycemia-evoked gastric slow-wave dysrhythmias by endogenous prostaglandins. Gastroenterology. 1995;108(3):727-736.
- Coleski R, Gonlachanvit S, Owyang C, Hasler WL. Selective reversal of hyperglycemia-evoked gastric myoelectric dysrhythmias by nitrergic stimulation in healthy humans. J Pharmacol Exp Ther. 2005;312(1):103-111.
- Zhou L, Ke MY. Textbook of Gastrointestinal Motility: Basic and Clinical Aspects. Science Press; Beijing, China; 1991:262-278.
- Holmes GM, Swartz EM, McLean MS. Fabrication and implantation of miniature dual-element strain gauges for measuring in vivo gastrointestinal contractions in rodents. J Vis Exp. 2014;(91):51739.
- Chen QC, et al. Xiangbinfang granules enhance gastric antrum motility via intramuscular interstitial cells of Cajal in mice. World J Gastroenterol. 2021;27(7):576-591.
- Wang SY, Xie Y, Zhu B, Chen X; China Academy of Chinese Medical Sciences, assignee. Silicone strain gauge and physiological signal acquisition apparatus for animal hollow visceral organs. China Utility Model Patent CN221533769U. 2024.
- Zheng J, et al. Ghrelin regulates gastric phase III-like contractions in freely moving conscious mice. Neurogastroenterol Motil. 2009;21(1):78-84.
- Hüske C, et al. Towards optimized anesthesia protocols for stereotactic surgery in rats: Analgesic, stress and general health effects of injectable anesthetics. A comparison of a recommended complete reversal anesthesia with traditional chloral hydrate monoanesthesia. Brain Res. 2016;1642:364-375.
- Callahan LM, Ross SM, Jones ML, Musk GC. Mortality associated with using medetomidine and ketamine for general anesthesia in pregnant and nonpregnant Wistar rats. Lab Anim (N Y). 2014;43(6):208-214.
- Meile T, Zieker D, Königsrainer A, Glatzle J. New telemetry device for the measurement of gastrointestinal motility in rats and comparison with standard equipment. Int Surg. 2015;100(4):755-760.
- Black C, et al. Revisiting tribromoethanol as a safe and effective murine anesthetic for veterinary clinical and biomedical research. Vet Immunol Immunopathol. 2025;282:110909.