Cultura celular, tratamento e transfeção
A linhagem celular de carcinoma nasofaríngeo humano (NPC), C666-1 (RRID: CVCL_M597), e a linhagem celular epitelial nasofaríngea humana não maligna, NP69 (RRID: CVCL_F755), foram adquiridas de um fornecedor comercial. Ambas as linhagens celulares foram autenticadas por meio de perfis de repetições em tandem curtas (STR) e confirmadas como livres de contaminação por micoplasma antes do uso. Para cultura de rotina, as células C666-1 foram cultivadas em meio RPMI 1640 suplementado com 10% de soro bovino fetal (FBS) e 1% de penicilina-estreptomicina. As células NP69 foram cultivadas em meio livre de soro para queratinócitos, suplementado com 10% de FBS, 10 ng/mL de fator de crescimento epidérmico recombinante e 1% de penicilina-estreptomicina. Ruscogenina (Rus; pureza ≥ 98%) foi adquirida de um fornecedor comercial. Ambas as linhagens celulares foram mantidas em incubadora umidificada a 37 °C sob 5% de CO₂. Para tratamentos, as células foram expostas à ruscogenina (Rus) em concentrações variadas (10, 20, 50 µM) por 24 h22. Para transfeção, plasmídeos que codificam a desmetilase específica de lisina 1A para superexpressão (oe-KDM1A) e um vetor vazio controle negativo correspondente (oe-NC), adquiridos de um fornecedor comercial, foram transfectados em células C666-1 quando a confluência celular atingiu 70–80%. Especificamente, 2,5 µg de DNA plasmidial e 5 µL de um reagente de transfeção baseado em lipídeos foram diluídos separadamente em 150 µL de meio com baixo teor de soro, misturados suavemente, incubados por 20 min à temperatura ambiente e, em seguida, adicionados a cada poço de uma placa de 6 poços, conforme protocolo do fabricante. As células foram incubadas por 48 h a 37 °C, e a eficiência de transfeção foi posteriormente confirmada.
Ensaio com o kit de contagem de células-8 (CCK-8)
A viabilidade celular após o tratamento com Rus foi quantificada utilizando o ensaio CCK-8. Para este procedimento, as células foram inicialmente semeadas em placas de 96 poços e cultivadas durante a noite. O ensaio foi iniciado pela adição de 10 µL da solução CCK-8, e após 2 h de incubação, a alteração colorimétrica resultante foi medida como densidade óptica (OD) em 450 nm utilizando um leitor de placas.
Ensaio de formação de colônias
Para avaliar a sobrevivência clonogênica, células C666-1 foram semeadas em placas de 6 poços e cultivadas por 14 dias. Após o período de incubação, as colônias resultantes foram fixadas com metanol a 100% durante 10 minutos e, em seguida, visualizadas com violeta cristal a 0,5% por 30 minutos. O número de colônias coradas foi então quantificado por meio de imagem microscópica e contagem.
Western blot
Para análise por Western blot, as proteínas totais foram primeiramente extraídas de células com tampão RIPA, e os lisados resultantes foram centrifugados (12.000 × g) para coletar o sobrenadante. Um ensaio BCA foi utilizado para quantificar os níveis de proteína. Quantidades iguais de proteína total (30 µg por poço) foram carregadas e separadas por eletroforese em gel de poliacrilamida com dodecilsulfato de sódio a 10% (SDS-PAGE). Após a separação, as proteínas foram transferidas para membranas de fluoreto de polivinilideno (PVDF) em uma voltagem constante de 100 V durante 90 min sobre gelo. As membranas foram então bloqueadas com albumina sérica bovina a 5% (BSA) preparada em solução salina tamponada com Tris contendo 0,1% de Tween 20 (TBST), durante 2 h à temperatura ambiente. Em seguida, as membranas foram incubadas durante a noite a 4 °C com os seguintes anticorpos primários diluídos no tampão de bloqueio (todos na proporção de 1:1000): Ki67, PCNA, MMP2, MMP9, Bcl-2, Bax, KDM1A, SLC7A11, GPX4, ACSL4, TFR1 e β-actin. Por fim, após uma incubação de 2 h com anticorpos secundários conjugados à HRP, as bandas imunorreativas foram visualizadas utilizando um reagente de detecção por quimioluminescência amplificada (ECL), e a análise densitométrica foi realizada com software de análise de imagens.
Ensaio de arranhão em ferida
Para o ensaio de cicatrização de ferida, as células C666-1 foram cultivadas até atingirem 80% de confluência em placas de 6 poços. Uma ferida uniforme foi criada na monocamada por meio de raspagem com uma ponteira de pipeta de 200 µL. As células destacadas foram removidas com uma lavagem com PBS, após a qual o meio de cultura foi substituído por meio sem soro para uma incubação de 24 h. Imagens da área da ferida foram capturadas em 0 h e 24 h utilizando um microscópio de luz para avaliar a migração celular.
Ensaio Transwell
A invasão celular foi avaliada utilizando câmaras de transwell (com poros de 8 µm) previamente recobertas com 50 µL de matriz da membrana basal. A capacidade invasiva das células C666-1 foi determinada usando câmaras de transwell. Os compartimentos superiores foram semeados com células suspensas em meio sem soro, enquanto os poços inferiores continham DMEM com 10% de FBS. Após 24 h de incubação, as células remanescentes no lado apical da membrana foram cuidadosamente removidas. Para quantificação, as células na superfície basolateral foram fixadas em metanol, coradas com violeta cristal a 0,1% e contadas a partir de imagens capturadas por microscopia de luz.
Citometria de fluxo
A apoptose foi quantificada utilizando citometria de fluxo. Para preparar as amostras, as células C666-1 foram coletadas, lavadas com PBS gelado e, em seguida, ressuspendidas em 100 µL de tampão de ligação. As células foram então coradas simultaneamente com Annexina-V-FITC (20 µg/mL) e iodeto de propídio (PI). Esta coloração foi realizada durante 15 min no gelo, protegida da luz. Os dados foram adquiridos imediatamente em um citômetro de fluxo para determinar a porcentagem de células apoptóticas.
Detecção da atividade da caspase-3
A atividade da caspase-3 foi medida utilizando um kit de ensaio comercial de acordo com as instruções do fabricante. Resumidamente, as células C666-1 foram lisadas e os sobrenadantes foram coletados após centrifugação a 14.000 × g. Após uma incubação de 2 h com o reagente fornecido, a absorbância de cada sobrenadante foi quantificada a 405 nm.
RT-qPCR
O RNA total foi purificado de células C666-1 utilizando um reagente comercial de extração de RNA. O RNA obtido foi transcrito reversamente em cDNA de primeira fita utilizando um kit comercial, de acordo com o protocolo do fabricante. A análise da expressão gênica foi posteriormente realizada por PCR quantitativa (qPCR) em um sistema de PCR em tempo real com uma mistura mestra baseada em SYBR Green. O método comparativo de Ct (2⁻△△Ct) foi utilizado para determinar os níveis relativos de transcritos. As sequências dos primers utilizadas para amplificação foram: β-actin (Sentido: 5'-CATGTACGTTGCTATCCAGGC-3'; Antissentido: 5'-CTCCTTAATGTCACGCACGAT-3') e KDM1A (Sentido: 5'-TGACCGGATGACTTCTCAAGA-3'; Antissentido: 5'-GTTGGAGAGTAGCCTC AAATGTC-3').
Ensaio das substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico (TBARS)
Para medir a peroxidação lipídica, os sobrenadantes foram inicialmente preparados a partir de células C666-1 por precipitação (15% de TCA, 500 mM de BHA) e centrifugação durante 10 min a 10.000 × g. Esses sobrenadantes foram então reagidos com ácido tiobarbitúrico a 0,375%, aquecidos a 100 °C por 10 min para gerar o aduto MDA-TBA. O nível desse aduto, indicativo de peroxidação lipídica, foi determinado pela medição da absorbância a 532 nm em um leitor de microplacas23.
Detecção de espécies reativas de oxigênio lipídicas (ROS)
A peroxidação lipídica foi detectada utilizando uma sonda fluorescente específica para peroxidação lipídica. Células C666-1 foram semeadas em placas de 6 poços, cultivadas durante a noite e, em seguida, expostas à sonda fluorescente (2 µM). Esta sonda apresenta uma mudança na fluorescência de vermelho para verde após oxidação. A razão entre fluorescência verde e vermelha foi analisada por microscopia confocal a laser e por meio de software de análise de imagens. A razão entre fluorescência verde e vermelha, representada graficamente, foi claramente definida e utilizada como indicador quantitativo dos níveis de peroxidação lipídica24.
Detecção de Fe2+
O nível intracelular de ferro ferroso (Fe2⁺) foi medido utilizando uma sonda fluorescente de ferro intracelular. As células C666-1 foram incubadas com 10 µM da sonda fluorescente durante 10 min. Após lavagem com PBS para remover o excesso de sonda, as células foram analisadas por microscopia de fluorescência.
Análise de docking molecular
A docking molecular é um método computacional fundamental que facilita o design de novos fármacos ao prever a afinidade de ligação e a interação entre um ligante e sua proteína-alvo por meio da avaliação de seus modos de ligação25. A partir da página da RCSB PDB (https://www.rcsb.org/), obteve-se a estrutura tridimensional da KDM1A (ID PDB: 6NQU). Para o preparo da estrutura proteica da KDM1A, removeu-se a água e ligantes pequenos irrelevantes. A simulação de docking molecular foi realizada por meio de software de docking molecular utilizando o Algoritmo Genético Lamarckiano, e a visualização foi conduzida com o auxílio de software de visualização molecular26.
Análise estatística
Todos os experimentos foram realizados utilizando pelo menos três réplicas biológicas independentes, e os resultados são apresentados como média ± desvio padrão (DP). A análise estatística foi realizada com software de análise estatística. As diferenças entre múltiplos grupos foram avaliadas por análise de variância de um fator (ANOVA), seguida pelo teste pós-hoc de comparações múltiplas de Tukey. Um valor de P inferior a 0,05 foi considerado indicativo de diferença estatisticamente significativa.