Este protocolo fornece um método padronizado para realizar vesicostomia cutânea e o manejo pós-operatório de feridas em ratos, permitindo drenagem urinária contínua de baixa pressão para pesquisas pré-clínicas sobre lesão medular.
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Artigo de método
Vesicostomia no Modelo de Rato para Drenagem Urinária de Baixa Pressão em Pesquisas de Bexiga Neurogênica
* These authors contributed equally
Neste artigo
Resumo
Resumo
O rato é o modelo animal principal para pesquisas pré-clínicas sobre disfunção urinária neurogênica do trato urinário inferior (nLUTD) induzida por lesão medular (SCI). Devido à sua semelhança anatômica e funcional com os seres humanos, os ratos reproduzem fielmente as principais consequências patológicas da SCI. No entanto, persiste uma lacuna translacional crucial: enquanto o manejo vesical padrão em humanos geralmente depende da cateterização contínua ou intermitente, abordagens comparáveis não são viáveis em roedores. A prática comum de expressão manual da bexiga gera pressões intravesicais excepcionalmente elevadas, o que pode introduzir viés metodológico ao promover independentemente o remodelamento patológico da bexiga após a SCI. Este protocolo descreve a vesicostomia cutânea em ratos, juntamente com o manejo pós-operatório da ferida, para estabelecer drenagem urinária contínua com baixa pressão em pesquisas pré-clínicas de SCI. A vesicostomia cutânea — a criação cirúrgica de uma estoma entre o domo da bexiga e a parede abdominal inferior — permite a drenagem urinária contínua, mantendo assim uma via de drenagem de baixa resistência e contornando a uretra. Desta forma, pode-se evitar a retenção urinária excessiva e as pressões intravesicais elevadas, aproximando-se do conceito clínico de descompressão contínua com baixa pressão utilizado na fase pós-traumática inicial com desvio urinário suprapúbico ou transuretral, embora se reconheça que os mecanismos normais de armazenamento e continência são abolidos. Efeitos terapêuticos que de outra forma poderiam ser obscurecidos pelo enchimento repetitivo e pela expressão manual da bexiga sob alta pressão podem, assim, ser detectados com maior facilidade. Além disso, a vesicostomia oferece uma estratégia conceitual para mitigar as limitações relacionadas ao sexo em pesquisas pré-clínicas de SCI. O comprimento uretral consideravelmente maior nos roedores machos resulta em maior resistência ao fluxo, tornando a expressão manual da bexiga substancialmente mais difícil e restringindo efetivamente a maioria dos estudos pré-clínicos a animais fêmeas, apesar da predominância de pacientes do sexo masculino entre os casos clínicos de SCI. Como uma estratégia alternativa de drenagem, a vesicostomia tem o potencial de ampliar os paradigmas experimentais de manejo vesical e aumentar a relevância translacional de estudos futuros, embora sua viabilidade e resultados em ratos machos precisem ser estabelecidos em trabalhos complementares dedicados.
Introdução
O funcionamento saudável da bexiga depende da função coordenada do músculo da bexiga e do esfíncter uretral, alcançada por meio de uma rede neuronal complexa que envolve o cérebro, o sistema nervoso central (CNS) e o sistema nervoso periférico (PNS), o que permite o controle consciente do trato urinário inferior (LUT)1,2. A complexidade desses mecanismos e sua circuitaria do tipo interruptor3 torna a função da bexiga suscetível a uma ampla gama de lesões e doenças. Assim, após lesão medular (SCI), quase todos os pacientes apresentam sensação e controle vesical prejudicados4,5. O termo bexiga neurogênica engloba um amplo espectro de disfunções que afetam o armazenamento e/ou esvaziamento da urina, dependendo das características da lesão. Em particular, lesões supra-sacrais levam à hiperatividade do detrusor em combinação com hiperatividade do esfíncter, frequentemente acompanhada pela perda de coordenação entre os dois — denominada dissinergia detrusor-esfincteriana (DSD) — resultando em retenção urinária excessiva e pressões intravesicais elevadas6,7. Isso pode danificar gravemente o LUT, comprometer a integridade do trato urinário superior (UUT) e, se não tratado, resultar em complicações potencialmente fatais8. A drenagem urinária intermitente ou contínua por meio de cateterismo representa o padrão atual de manejo da bexiga em humanos após SCI, prevenindo o excesso de enchimento vesical por meio de um procedimento seguro e livre de pressão9,10,11,12.
Como atualmente não há tratamento eficaz disponível para a lesão medular (SCI) e o manejo predominantemente sintomático da disfunção urinária neurogênica associada (nLUTD), o desenvolvimento de novas estratégias terapêuticas permanece uma prioridade importante na pesquisa. Modelos animais permitem a investigação dos mecanismos da doença em um nível de complexidade comparável ao dos seres humanos, ao mesmo tempo que oferecem excepcional homogeneidade intragrupo sob condições experimentais padronizadas13. Entre esses modelos, o rato é o principal modelo pré-clínico, com a maioria dos estudos de SCI realizados nesta espécie14,15. Essa preferência reflete sua semelhança anatômica e funcional com os humanos, resposta patológica reprodutível e ampla disponibilidade. No entanto, ainda existe uma importante lacuna translacional que pode limitar a interpretação e a relevância clínica dos achados relacionados à bexiga derivados de modelos roedores.
Embora os ratos desenvolvam DVSNe após LME que apresenta características-chave observadas em humanos, o manejo da bexiga difere substancialmente entre espécies. Como a cateterização intermitente e outras abordagens permanentes de drenagem urinária geralmente não são viáveis em ratos, a eliminação urinária é rotineiramente realizada por expressão manual da bexiga16. Essa técnica, análoga à manobra de Credé17, que geralmente não é recomendada na prática clínica, gera pressões intravesicais marcadamente elevadas. Consequentemente, pode introduzir viés metodológico ao promover independentemente o remodelamento patológico da bexiga após LME, reduzindo assim a relevância translacional dos achados experimentais ou mascarando efeitos terapêuticos genuínos. Uma limitação adicional decorre das diferenças anatômicas relacionadas ao sexo. O comprimento uretral consideravelmente maior em roedores machos resulta em maior resistência ao fluxo, tornando a expressão manual da bexiga substancialmente mais difícil e restringindo efetivamente a maioria dos estudos pré-clínicos de LME a animais fêmeas14. Considerando que a maioria dos casos clínicos de LME ocorre em homens18,19, essa discrepância enfatiza ainda mais a necessidade de estratégias alternativas de manejo da bexiga em modelos pré-clínicos de LME em ratos.
A vesicostomia cutânea envolve a criação cirúrgica de uma estoma entre a bexiga e a parede abdominal inferior, avançando o domo da bexiga até a pele e fixando-o com pontos. Isso permite a drenagem urinária contínua, mantendo uma via de drenagem de baixa pressão e contornando a uretra. Utilizada principalmente em crianças com condições médicas complexas ou quando as opções convencionais de drenagem não são adequadas, a vesicostomia cutânea proporciona desvio urinário confiável com requisitos mínimos de manutenção e baixa taxa de complicações20,21,22. Além de sua aplicação clínica, a vesicostomia também foi realizada com sucesso em modelos de roedores23,24,25,26, embora não no contexto de LME.
Em um estudo recente16, abordamos as limitações translacionais associadas à expressão manual da bexiga em modelos pré-clínicos de lesão medular (SCI) e introduzimos a vesicostomia em ratos, juntamente com um protocolo de manejo pós-operatório de feridas que permitiu acompanhamento prolongado. A comparação direta das duas abordagens de manejo da bexiga demonstrou alterações estruturais maiores na bexiga após a expressão manual, enquanto os animais submetidos à vesicostomia exibiram valores mais próximos aos de controles saudáveis em diversos parâmetros. De modo particular, a espessura da parede da bexiga aumentou de uma média de 768,26 µm (DP 28,05) em ratos saudáveis para 1181,94 µm (DP 289,56) dois meses após a lesão medular com expressão manual da bexiga, com alguns animais atingindo valores de até 1485 µm. Em contraste, ratos gerenciados por vesicostomia apresentaram espessura média da parede da bexiga de 963,08 µm (DP 68,82), e apenas um animal ultrapassou 1000 µm.
Este estudo fornece um protocolo padronizado para realização de vesicostomia em ratos, incluindo cuidados perioperatórios e manejo da ferida no pós-operatório, com o objetivo de permitir drenagem urinária contínua de baixa pressão em pesquisas pré-clínicas com lesão medular (SCI). O protocolo tem como finalidade facilitar a reprodução da técnica e auxiliar pesquisadores na avaliação de sua adequação para estudos nos quais a expressão manual da bexiga sob alta pressão possa introduzir viés metodológico ou nos quais a inclusão de animais machos seja desejável. O objetivo deste projeto foi estabelecer um protocolo padronizado de vesicostomia para ratos com lesão medular e avaliar sua viabilidade e segurança ao longo de um período de acompanhamento de dois meses. Além disso, foi aplicado um regime padronizado de manejo da ferida no pós-operatório para minimizar complicações relacionadas à pele e manter a patência da estoma por meio de calibração regular.
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Protocolo
Ratos fêmeas Lewis com três meses de idade foram utilizados neste estudo. Embora este protocolo tenha sido desenvolvido principalmente para evitar a expressão manual da bexiga após lesão medular (SCI), os detalhes do procedimento de contusão da SCI não são fornecidos aqui, mas já foram descritos anteriormente. Todos os procedimentos foram aprovados pela entidade legal austríaca governamental de pesquisa com animais (BMWFW-2022-0.062.928 e BMWFW-2023-0.848.340) e foram conduzidos de acordo com as diretrizes locais para uso de animais e as diretrizes ARRIVE. No geral, o procedimento de vesicostomia requer aproximadamente 15 min.
1. Preparação Pré-operatória
- Prepare uma área de trabalho estéril, incluindo um microscópio ou lentes de aumento (ampliação de 2,5–3,5×), todos os instrumentos cirúrgicos necessários e um aquecedor.
- Pré-aqueça o aquecedor a 30°C–35°C (temperatura morna ao toque) e mantenha essa temperatura durante toda a cirurgia. Substitua o aquecedor se sua temperatura cair abaixo de 30°C durante procedimentos cirúrgicos prolongados.
2. Preparação dos Animais
- Anestesia
- Utilize um regime anestésico geral apropriado para o procedimento cirúrgico.
- Prepare uma mistura anestésica fresca contendo medetomidina (0,15 mg/kg), midazolam (2 mg/kg) e fentanil (0,005 mg/kg) de acordo com a tabela de cálculo fornecida (Tabela 1). Selecione a dose anestésica e o volume final de injeção correspondente com base no peso corporal mais próximo do peso exato do animal e administre a mistura por via intramuscular usando uma seringa de 1 mL com agulha 27G.
- Preparação Cirúrgica
- Uma vez que a rata esteja anestesiada, depile o abdômen inferior até a região vaginal.
- Lave o campo cirúrgico duas vezes com água morna e sabão.
- Lave o campo cirúrgico duas vezes com água morna e limpa.
- Desinfete o campo cirúrgico duas vezes com uma mistura de poviodine-iodo a 7,5% e álcool a 70%, incluindo a região vaginal.
- Administre 1,5 mg de enrofloxacina e 0,2 mg de meloxicam de ação prolongada, dissolvidos em 0,2 mL de cloreto de sódio (NaCl) 0,9% pré-aquecido, por via subcutânea.
- Administre 3 mL de NaCl 0,9% pré-aquecido por via subcutânea para compensar a perda de fluidos.
- Aplicar pomada oftálmica de dexpanthenol a 2% em ambos os olhos para prevenir a dessecação corneana.
- Posicione o animal em decúbito dorsal sobre o tapete aquecido pré-aquecido e ajuste o microscópio ou os óculos de aumento.
- Confirme um plano cirúrgico anestésico adequado realizando um teste de retirada nociceptiva em ambas as patas traseiras antes de iniciar a cirurgia.
- Se o reflexo de retirada ainda estiver presente, espere 2 minutos e repita o teste de retirada nociceptiva. Continue este procedimento em intervalos de 2 minutos até que o reflexo esteja ausente.
| Peso corporal (g) | Medetomidina (1 mg/mL), mL | Midazolam (5 mg/mL), mL | Fentanil (0,05 mg/mL), mL | Volume total (mL) |
| 100 | 0,015 | 0,04 | 0,010 | 0,065 |
| 125 | 0,019 | 0,05 | 0,013 | 0,082 |
| 150 | 0,023 | 0,06 | 0,015 | 0,098 |
| 175 | 0,026 | 0,07 | 0,018 | 0,114 |
| 200 | 0,030 | 0,08 | 0,020 | 0,130 |
| 225 | 0,034 | 0,09 | 0,023 | 0,147 |
| 250 | 0,037 | 0,10 | 0,025 | 0,163 |
| 275 | 0,041 | 0,11 | 0,028 | 0,179 |
| 300 | 0,045 | 0,12 | 0,030 | 0,195 |
| 325 | 0,049 | 0,13 | 0,033 | 0,212 |
| 350 | 0,052 | 0,14 | 0,035 | 0,227 |
| 375 | 0,056 | 0,15 | 0,038 | 0,244 |
| 400 | 0,060 | 0,16 | 0,040 | 0,260 |
| 425 | 0,063 | 0,17 | 0,043 | 0,276 |
| 450 | 0,067 | 0,18 | 0,045 | 0,292 |
| 475 | 0,071 | 0,19 | 0,048 | 0,309 |
| 500 | 0,074 | 0,20 | 0,051 | 0,325 |
| 525 | 0,078 | 0,21 | 0,053 | 0,341 |
| 550 | 0,082 | 0,22 | 0,055 | 0,357 |
| 575 | 0,086 | 0,23 | 0,058 | 0,374 |
| 600 | 0,089 | 0,24 | 0,060 | 0,389 |
Tabela 1: Dosagem de anestesia intramuscular para ratos. Volumes de medetomidina (1 mg/mL), midazolam (5 mg/mL) e fentanil (0,05 mg/mL) necessários para preparar a mistura anestésica intramuscular para ratos com peso entre 100–600 g. O volume total de injeção representa a soma dos volumes individuais dos fármacos.
3. Preparação da Bexiga
- Para permitir uma vesicostomia sem tensão, faça uma incisão cutânea longitudinal mediana de 3 mm usando uma lâmina de bisturi nº 11 enquanto estabiliza a pele com pinça com gancho (Adson), aproximadamente a dois terços da distância entre o segundo e o terceiro par de tetas (contados de caudal para cranial). Essa incisão corresponde ao nível do domo da bexiga.
- Identifique os músculos abdominais subcutâneos e a linha alba. Incida a fáscia externa com o bisturi, disseque rombamente as camadas musculares abdominais usando tesoura microcirúrgica e, em seguida, incida cuidadosamente o peritônio e abra a cavidade abdominal utilizando pinça microcirúrgica com gancho.
- Para identificar a bexiga dentro da cavidade abdominal, eleve suavemente ambos os lados das camadas musculares abdominais na incisão para melhorar a visualização e localize a bexiga sob o tecido adiposo. Se a bexiga não puder ser identificada, realize cateterização transuretral e repita a localização.
4. Colocação do Cateter Transuretral
- Encha a bexiga por meio de um cateter transuretral para facilitar a identificação da bexiga.
- Aplicar gel lubrificante em um cateter venoso periférico de 24G (sem fio guia) e no meato uretral. Levante a pele periuretral com pinça serrilhada pequena e insira o cateter em um ângulo aproximado de 110° para facilitar a colocação sem trauma.
- Avance o cateter sem trauma através da uretra até o nível do osso púbico. Abaixe o cateter até que fique paralelo ao corpo do animal e continue avançando suavemente para dentro da bexiga. Se encontrar resistência cerca de 1 cm dentro da uretra, retire completamente o cateter e repita a inserção. Se o cateter avançar suavemente por pelo menos 2 cm, prossiga com o enchimento da bexiga.
- Confirme a colocação bem-sucedida do cateter infundindo lentamente cloreto de sódio na bexiga sem resistência. Se a colocação do cateter não for bem-sucedida, a seringa ficará obstruída e uma leve retirada do cateter resultará em vazamento de cloreto de sódio pela uretra.
5. Posicionamento da Bexiga
- Encha a bexiga com no máximo 400 µL de NaCl 0,9% pré-aquecido. Certifique-se de que o enchimento ocorra sem aumento da pressão de infusão. Monitore visualmente o enchimento da bexiga e confirme que ela permaneça centralizada dentro da cavidade abdominal. Observe que o volume fisiológico da bexiga depende da idade, peso corporal e linhagem do animal e pode variar. Para ratos Lewis (LEW/Crl) de 12 semanas de idade pesando entre 200–230 g, o volume máximo fisiológico da bexiga é de aproximadamente 500 µL. Mantenha o cateter transuretral no lugar e reabra a bexiga, se necessário.
- Inspeccione a bexiga e identifique o local planejado para a vesicostomia abaixo do domo da bexiga, na parede ventral da bexiga.
- Coloque dois pontos de sustentação superficiais usando Vicryl revestido 6-0 nas posições 3 e 9 horas, em ambos os lados do local da incisão planejada. Prenda as extremidades dos pontos com grampos para manter a posição da bexiga.
6. Vesicostomia da bexiga
- Segure cuidadosamente o domo da bexiga com pinça microcirúrgica em gancho e faça uma incisão longitudinal de 3 mm usando uma lâmina de bisturi nº 11. Certifique-se de que a incisão atravesa todas as camadas da parede da bexiga para permitir drenagem imediata da urina.
- Verifique a incisão e, se necessário, amplie-a com tesoura microcirúrgica até aproximadamente 3 mm.
- Use os pontos de fixação para posicionar a bexiga para sutura. Remova o cateter transuretral.
- Inicie a sutura com Vicryl revestido 6-0 na posição das 12 horas, passando a sutura do lado luminal da parede da bexiga até a pele, excluindo a camada muscular. Coloque suturas subsequentes nas posições 6, 8, 10, 2 e 4 horas até que a abertura da bexiga esteja completamente aproximada à pele. Remova os pontos de fixação assim que a bexiga estiver firmemente fixada.
- Considere a vesicostomia completa quando a mucosa da bexiga estiver totalmente aderida à pele abdominal sem lacunas visíveis e a abertura da vesicostomia de 3–5 mm puder ser facilmente intubada com uma haste de calibração.
- Coloque quatro suturas de fio de aço inoxidável a aproximadamente 4–5 mm da borda estomal para desencorajar o animal de lamber ou roer o local cirúrgico. Passe cada fio através da pele usando uma agulha 20G, fixe-o com dois nós simples e corte as extremidades do fio para aproximadamente 2 mm.
7. Calibração e Curativo
- Limpe a pele ao redor com água limpa, seguido por incubação por 10 min com um agente antisséptico compatível com mucosas, como solução de hipoclorito de sódio a 0,2%.
- Insira uma haste de calibração estéril de aproximadamente 6–11 Charrière (1 Charrière = diâmetro de aproximadamente 0,33 mm) na vesicostomia para avaliar o diâmetro estomal.
- Utilize uma haste de calibração que passe suavemente enquanto preenche a luz estomal sem causar invaginação interna das bordas da ferida.
- Aplique adesivo tópico para pele abundantemente na pele abdominal depilada, no tecido ao redor da vesicostomia e na abertura estomal.
- Gire continuamente a haste de calibração dentro da vesicostomia até que o adesivo seque (aproximadamente 10 s), preferencialmente com a ajuda de uma segunda pessoa, para evitar o fechamento da vesicostomia. Imagens representativas da vesicostomia imediatamente após a cirurgia e após a cicatrização são mostradas na Figura 1.
Figura 1. Aparência representativa da vesicostomia imediatamente após a cirurgia e após a cicatrização. Imagens representativas do local da vesicostomia imediatamente após a cirurgia e curativo da ferida no dia pós-lesão (DPI) 0 (esquerda) e após a cicatrização no DPI 53, logo antes da conclusão do período de acompanhamento de 56 dias (2 meses) (direita). O detalhe mostra uma visão com maior aumento da vesicostomia imediatamente após a cirurgia. Barras de escala = 1 cm (imagens gerais) e 2 mm (detalhe). Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.
8. Antagonismo
- Antagonizar a anestesia geral (não antes de 1 h após a administração do anestésico) administrando uma mistura de atipamezol (0,76 mg/kg) e flumazenil (0,2 mg/kg) por via subcutânea usando uma seringa de 1 mL com agulha 27G conforme a Tabela 2.
- Para permitir uma recuperação livre de estresse, colocar o animal em sua gaiola de origem antes de administrar a mistura de fármacos antagonistas. Monitorar o animal continuamente até que a consciência plena seja recuperada. Manter a gaiola de origem sob uma lâmpada de aquecimento em uma sala de recuperação separada por 3 h.
| Peso corporal (g) | Atipamezol (5 mg/mL), mL | Flumazenil (0,1 mg/mL), mL | Volume total (mL) |
| 100 | 0,015 | 0,20 | 0,215 |
| 125 | 0,019 | 0,25 | 0,269 |
| 150 | 0,023 | 0,30 | 0,323 |
| 175 | 0,026 | 0,35 | 0,376 |
| 200 | 0,030 | 0,40 | 0,430 |
| 225 | 0,034 | 0,45 | 0,484 |
| 250 | 0,037 | 0,50 | 0,537 |
| 275 | 0,041 | 0,55 | 0,591 |
| 300 | 0,045 | 0,60 | 0,645 |
| 325 | 0,049 | 0,65 | 0,699 |
| 350 | 0,052 | 0,70 | 0,752 |
| 375 | 0,056 | 0,75 | 0,806 |
| 400 | 0,060 | 0,80 | 0,860 |
| 425 | 0,063 | 0,85 | 0,913 |
| 450 | 0,067 | 0,90 | 0,967 |
| 475 | 0,071 | 0,95 | 1,021 |
| 500 | 0,074 | 1,00 | 1,074 |
| 525 | 0,078 | 1,05 | 1,128 |
| 550 | 0,082 | 1,10 | 1,182 |
| 575 | 0,086 | 1,15 | 1,236 |
| 600 | 0,089 | 1,20 | 1,289 |
Tabela 2: Dose de antagonismo anestésico subcutâneo para ratos. Volumes de atipamezol (5 mg/mL) e flumazenil (0,1 mg/mL) necessários para preparar a mistura de antagonista anestésico subcutâneo para ratos pesando entre 100–600 g. O volume total de injeção representa a soma dos volumes individuais dos fármacos.
9. Descarte de Resíduos
- Descarte materiais perfurocortantes (por exemplo, agulhas de seringas e sobras de arame de aço inoxidável) em um recipiente aprovado para materiais perfurocortantes. Descarte todos os resíduos biológicos e cirúrgicos de acordo com as regulamentações institucionais de biossegurança.
10. Manejo Pós-operatório
- Cuidados Pós-operatórios
- Administrar enrofloxacina (1,5 mg, uma vez ao dia, por via subcutânea) e meloxicam de ação prolongada (0,2 mg, duas vezes ao dia, por via subcutânea) durante os primeiros 5 dias após a cirurgia. Suplementar NaCl 0,9% pré-aquecido por via subcutânea conforme necessário para compensar a perda de fluidos.
- Continuar com dose baixa de enrofloxacina (0,5 mg, uma vez ao dia, por via subcutânea) durante todo o período de acompanhamento.
- Retomar ou intensificar o tratamento com antibiótico e/ou analgésico caso sejam observados sinais de dor ou infecção durante os exames diários. Nesses casos, administrar as mesmas doses de antibiótico e analgésico utilizadas durante os primeiros 5 dias pós-operatórios.
- Iniciar um tratamento de 5 dias com antibiótico na dose padrão se houver alterações nas características da urina (por exemplo, hematúria ou urina turva persistindo por 3 dias) e/ou se houver mudança no estado da pele ao redor da vesicostomia (por exemplo, pele avermelhada persistindo por 2 dias sem melhora). Retomar o tratamento analgésico durante períodos de hematúria e/ou no início da formação de placas cutâneas, e continuar o tratamento até que os sintomas desapareçam.
- Realizar a calibração da vesicostomia diariamente. Iniciar com uma haste de calibração pelo menos um tamanho menor que o diâmetro estomal previamente documentado e aplicar gel lubrificante antes da inserção. Se a haste de calibração passar suavemente, repetir o procedimento com o tamanho seguinte maior e registrar o maior tamanho que passar suavemente.
- Reduzir a frequência de calibração para a cada dois dias somente após 3 semanas da cirurgia e apenas se o tamanho de calibração tiver permanecido estável por pelo menos 3 dias consecutivos.
- Quando a cola adesiva começar a se soltar (geralmente entre 3 e 5 dias após a cirurgia), limpar a pele ao redor diariamente com um agente antisséptico compatível com mucosas, como solução de hipoclorito de sódio a 0,04%, seguido pela aplicação de um filme protetor hidratante à base de óleo. Avaliar a cicatrização da ferida de acordo com o sistema de pontuação de feridas e as aparências representativas das feridas mostradas na Figura 2A,B.
- Remover os fios de aço inoxidável 7 dias após a cirurgia.
- Monitoramento Pós-operatório
- Monitorar todos os animais atentamente durante todo o período pós-operatório.
- Examinar cada animal pelo menos duas vezes ao dia em busca de sinais de dor ou desconforto de acordo com a Escala de Expressão Facial da Dor em Ratos27, inchaço anormal, sangramento, outras alterações no local cirúrgico e secreção excessiva de porfirina. Avaliar a vesicostomia utilizando o sistema de pontuação de feridas mostrado na Figura 2A,B e registrar o tamanho de calibração conforme mostrado na Figura 2C.
- Mantém registros detalhados para cada animal e documentar regularmente os seguintes parâmetros:
- Peso corporal (em relação ao valor pré-operatório)
- Estado geral (pelagem, olhos, bigodes, orelhas e respiração)
- Comportamento ao caminhar (por exemplo, marcha rígida ou instável)
- Características da urina (por exemplo, alteração na cor ou odor forte)
- Tamanho de calibração da vesicostomia
- Estado da pele ao redor da vesicostomia
Figura 2. Cicatrização pós-operatória da ferida e calibração da vesicostomia durante o acompanhamento. (A) Escore da ferida no local da vesicostomia durante o período de acompanhamento de 7 semanas. (B) Imagens representativas dos escores de ferida 1–4, ilustrando a progressão desde a aparência normal da ferida até a formação de úlcera. Animais com lesões cutâneas abertas foram excluídos de acordo com os critérios pré-definidos do estudo. Barras de escala = 5 mm. (C) Tamanho da calibração da vesicostomia medido em Charrière durante o período de acompanhamento. Os dados nos painéis A e C são apresentados como média ± desvio padrão (DP). Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.
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Resultados
Um total de 18 ratos foi submetido à vesicostomia. Para estabelecer a técnica, o procedimento foi inicialmente realizado em seis animais sem lesão medular (LM) para verificar sua segurança básica e viabilidade, bem como para avaliar o manejo pós-operatório em animais saudáveis. Posteriormente, a vesicostomia foi realizada em combinação com uma lesão medular por contusão torácica no nível vertebral T8/T9 em 12 animais. Desses, seis animais foram utilizados para aprimorar ainda mais o protocolo de manejo da ferida pós-oper...
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Discussão
Este protocolo fornece a primeira descrição detalhada da vesicostomia em roedores como um método para drenagem urinária contínua e de baixa pressão após lesão medular (SCI). Além de descrever a técnica cirúrgica, apresentamos um protocolo abrangente de manejo pós-operatório de feridas, o qual se mostrou essencial para alcançar acompanhamento prolongado e bem-sucedido. Como o rato é um modelo animal pequeno e o objetivo é criar uma abertura mínima na bexiga para limitar influências confundidoras e promover a cicatrização ...
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Divulgações
Os autores declaram não haver conflitos de interesse.
Agradecimentos
Os autores agradecem à especialista em tratamento de feridas Gerlinde Wiesinger pela sua contribuição inestimável para a otimização do protocolo de manejo de feridas.
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Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| Cloreto de sódio 0,9% | Fresenius Kabi, Graz, Áustria | — | Soro fisiológico estéril |
| Agulha hipodérmica 20G | Servoprax, Wesel, Alemanha | REF L1 0201 | Utilizada para colocação de fio de aço inoxidável |
| Cateter venoso periférico 24G | B. Braun, Sempach, Suíça | REF 4254074B | Utilizado como cateter transuretral (sem fio guia) |
| Agulha hipodérmica 27G | B. Braun, Melsungen, Alemanha | REF 4657705 | Utilizada para injeções |
| Fio de sutura Vicryl revestido 6-0 | Ethicon, Porto Rico, EUA | REF V134H | Utilizado para fixação da bexiga |
| Solução de irrigação para feridas Actimaris forte | ActiMaris, Appenzell, Suíça | REF 30350 | Solução de hipoclorito de sódio 0,2% |
| Solução de irrigação para feridas Actimaris sensitive | ActiMaris, Appenzell, Suíça | REF 30300 | Solução de hipoclorito de sódio 0,04% |
| Atipamezol (Antisedan 5 mg/mL) | Orion Pharma, Espoo, Finlândia | Sem número de catálogo disponível | Antagonista anestésico |
| Hastes de calibração da bexiga (6–11 Charrière) | Sem fabricante disponível | Sem número de catálogo disponível | Utilizadas para calibração da vesicostomia |
| Lâmina de bisturi de aço carbono nº 11 | Aesculap, Tuttlingen, Alemanha | REF BB511 | Lâmina de bisturi |
| Pomada oftálmica de dexpanthenol (2%) | Fresenius Kabi, Graz, Áustria | REF RA4302436 | Pomada para os olhos |
| Enrofloxacina (Baytril 25 mg/mL) | Elanco, Monheim, Alemanha | Sem número de catálogo disponível | Antibiótico |
| Ratas fêmeas Lewis (12 semanas de idade) | Charles River Laboratories, Sulzfeld, Alemanha | — | Animais experimentais |
| Fentanil (50 µg/mL) | hameln pharma, Hameln, Alemanha | Sem número de catálogo disponível | Anestésico |
| Flumazenil (0,1 mg/mL) | Fresenius Kabi, Graz, Áustria | Sem número de catálogo disponível | Antagonista anestésico |
| Manta térmica | Lenric, Littlehampton, Reino Unido | Sem número de catálogo disponível | Utilizada para manter a temperatura corporal |
| Pinceta com garras (Adson) | Fine Science Tools, Heidelberg, Alemanha | 11019-12 | Manuseio de tecidos |
| Pinceta microcirúrgica com garras | Medicon, Tuttlingen, Alemanha | 13.71.62 | Pinceta microcirúrgica |
| Meloxicam de ação prolongada (Metacam 5 mg/mL) | Boehringer Ingelheim, Ingelheim am Rhein, Alemanha | Sem número de catálogo disponível | Analgésico |
| Gel lubrificante (Cathejell C) | Montavit, Absam, Áustria | Sem número de catálogo disponível | Utilizado para cateterização transuretral e calibração da vesicostomia |
| Medetomidina (Sedator 1 mg/mL) | Dechra, Aulendorf, Alemanha | Sem número de catálogo disponível | Anestésico |
| Microscópio ou óculos cirúrgicos de ampliação (2,5–3,5×) | Evident Europe GmbH, Viena, Áustria | Olympus SZ61 | Utilizado durante microcirurgia |
| Microtesoura (tesoura de Bonn) | Fine Science Tools, Heidelberg, Alemanha | 14084-08 | Tesoura microcirúrgica |
| Hemostato mosquito | Fine Science Tools, Heidelberg, Alemanha | 13009-12 | Utilizado para fixar suturas de retenção |
| Filme protetor hidratante à base de óleo | Panin, Rovigo, Itália | Sem número de catálogo disponível | Proteção cutânea pós-operatória |
| Solução de iodopovidona (7,5%) | B. Braun, Melsungen, Alemanha | Sem número de catálogo disponível | Antisséptico cutâneo |
| Empunhadura de bisturi nº 3 | Fine Science Tools, Heidelberg, Alemanha | 10003-12 | Compatível com lâmina de bisturi nº 11 |
| Pinceta serrilhada pequena | Fine Science Tools, Heidelberg, Alemanha | 11050-10 | Utilizada para manipulação da pele periuretral |
| Fio de aço inoxidável | Vömel, Kronberg, Alemanha | Sem número de catálogo disponível | Utilizado para suturas protetoras com fio metálico |
| Seringa, 1 mL | Becton Dickinson, Viena, Áustria | REF 303172 | Utilizada para administração de anestésico e antagonista |
| Adesivo tópico para pele | Ethicon, Porto Rico, EUA | REF AHVM12 | Adesivo cutâneo |
Referências
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