Este protocolo descreve um método modificado Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) com purificação por extração em fase sólida dispersiva baseada em adsorvente de silicato de magnésio para determinação multirresíduo de pesticidas organofosforados em solos agrícolas por cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas em tandem, melhorando a remoção de coextrativos, minimizando interferências analíticas relacionadas à matriz e permitindo a quantificação confiável em níveis traço.
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QuEChERS Modificado para Análise de Pesticidas Organofosforados em Solos Agrícolas por Cromatografia Gasosa acoplada à Espectrometria de Massas em Tandem
Neste artigo
Resumo
Resumo
A determinação precisa de resíduos de pesticidas organofosforados (OPP) em solos agrícolas por cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas em tandem (GC-MS/MS) é frequentemente prejudicada por efeitos de sinal induzidos pela matriz, causados por matéria orgânica coextraída, substâncias húmicas e interferentes associados a minerais. Estratégias convencionais de limpeza Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) podem não remover suficientemente os componentes da matriz de extratos complexos de solo, comprometendo o desempenho analítico. Este estudo apresenta um protocolo QuEChERS modificado que incorpora um adsorvente na etapa de limpeza por extração em fase sólida dispersiva com mistura de sorventes (dSPE), para a determinação simultânea de 12 OPPs em solos agrícolas por GC-MS/MS. Sete combinações de sorventes dSPE foram avaliadas em seis solos agrícolas com diferentes propriedades. A remoção de coextrativos foi quantificada gravimetricamente, e a combinação de amina primária-secundária, octadecilsilano e um adsorvente de silicato de magnésio (50 mg cada, com 150 mg de sulfato de magnésio anidro) alcançou a maior remoção média de coextrativos (88%). Protetores de analitos compostos por etilglicerol, ácido L-gulônico γ-lactona, D-sorbitol e ácido shikímico foram incorporados aos extratos finais para minimizar os efeitos da matriz, enquanto a curva de calibração com matriz correspondente compensou as variações específicas de sinal do solo. Chlorpyrifos-methyl-d10 e fosfato de trifenila foram utilizados como padrões internos de procedimento e de injeção, respectivamente. As curvas de calibração com matriz correspondente (5–600 µg/kg) demonstraram excelente linearidade, com coeficientes de determinação ≥0,9933 para a maioria das combinações analito-solo. O limite de detecção (5 µg/kg) foi utilizado na avaliação da linearidade, enquanto o limite de quantificação do método foi estabelecido em 50 µg/kg como o nível mais baixo validado. Exatidão e precisão avaliadas em três níveis de recuperação (50, 200 e 400 µg/kg, n = 5 por nível) demonstraram recuperações entre 70% e 120% com desvios padrão relativos ≤20% para a maioria das combinações analito-solo, atendendo aos critérios de desempenho da SANTE/2020/12830 (Rev.2). Recuperações mais baixas foram observadas apenas para fenamiphos, pirimiphos-ethyl e ethion em matrizes de solo selecionadas. Os resultados demonstram que o adsorvente de silicato de magnésio melhora a etapa de limpeza dSPE ao reduzir os coextrativos e que sua combinação com protetores de analitos e calibração com matriz correspondente proporciona uma determinação confiável de múltiplos resíduos de OPPs em matrizes de solo complexas por GC-MS/MS.
Introdução
Os pesticidas organofosforados (POFs) continuam entre as classes mais amplamente utilizadas de agroquímicos em todo o mundo devido à eficácia de amplo espectro e à versatilidade dessa classe de pesticidas na proteção de culturas1. Embora muitos POFs sofram degradação ambiental mais rapidamente do que os pesticidas organoclorados, a aplicação generalizada e recorrente desses compostos resulta em sua presença contínua nos solos agrícolas2. O solo atua como o principal compartimento ambiental que recebe os pesticidas e pode funcionar como um reservatório temporário do qual os resíduos podem ser transferidos para culturas, águas superficiais, águas subterrâneas e ecossistemas circundantes3. A presença de resíduos de POFs é preocupante porque esses compostos estão associados a efeitos neurotóxicos em humanos por meio da inibição da atividade da acetilcolinesterase, bem como a impactos adversos em organismos não alvo, comunidades microbianas do solo e no funcionamento dos ecossistemas2. A ocorrência de resíduos de POFs em solos agrícolas pode, portanto, contribuir para a perda de biodiversidade, desequilíbrio ecológico e exposição ambiental por meio de cadeias alimentares e vias aquáticas3. A determinação confiável de resíduos de POFs é, portanto, essencial para gerar dados de ocorrência de alta qualidade, apoiar avaliações de exposição ambiental e melhorar a compreensão do destino ambiental dos POFs sob diferentes condições agrícolas. Além disso, métodos analíticos desenvolvidos e otimizados usando um único tipo de solo podem não fornecer desempenho equivalente quando aplicados a solos com características físico-químicas contrastantes4,5, destacando a importância de avaliar a aplicabilidade do método em diversos ambientes agrícolas. No entanto, a quantificação em níveis traço permanece desafiadora porque os solos agrícolas apresentam variabilidade físico-química substancial, o que influencia a eficiência de extração, os efeitos de matriz (EMs) e o desempenho analítico geral6.
A cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas em tandem (GC-MS/MS) é amplamente reconhecida como uma técnica analítica de referência para a determinação multirresíduo de OPPs em níveis traço em matrizes complexas7,8. No entanto, a quantificação precisa depende não apenas do desempenho instrumental, mas também da eficácia da preparação da amostra. Extratos de solo geralmente contêm componentes da matriz coextraídos que alcançam o sistema cromatográfico juntamente com os analitos-alvo e podem alterar a resposta do analito por meio de supressão ou intensificação do sinal4,5,6. A extensão desses efeitos varia consideravelmente entre solos e é influenciada por fatores como teor de matéria orgânica, fração argilosa, composição mineral e pH. Consequentemente, os efeitos de matriz permanecem como uma das principais fontes de incerteza analítica na determinação de pesticidas baseada em GC-MS/MS e destacam a necessidade de estratégias de limpeza capazes de reduzir a carga de coextraídos mantendo a recuperação dos analitos5,9,10. Além disso, a geração de dados confiáveis de resíduos exige conformidade com critérios de desempenho analítico internacionalmente aceitos para garantir a exatidão do método, a comparabilidade entre estudos e a adequação para aplicações de monitoramento ambiental11.
O método Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) tornou-se a abordagem mais amplamente utilizada para a preparação de amostras em análises multirresíduo de pesticidas devido à sua simplicidade, baixo consumo de solvente e ampla aplicabilidade em matrizes agrícolas4,12,13. Seu design modular e flexível permitiu ampla adaptação a diversos tipos de amostras e aplicações analíticas, contribuindo para sua ampla adoção na análise multirresíduo contemporânea e sua frequente associação com a química analítica sustentável, graças à redução no consumo de solventes e à simplificação da preparação da amostra. Essa adaptabilidade também permite que o método seja personalizado mediante a seleção de condições de extração e limpeza com base nas características específicas da matriz. Na análise de solo, a eficácia da etapa de limpeza por extração em fase sólida dispersiva (dSPE) é crítica, pois a remoção insuficiente de componentes coextraídos da matriz pode afetar negativamente o desempenho analítico da determinação subsequente por GC-MS/MS4,14. Combinações convencionais de sorventes baseadas em amina primária-secundária (PSA) e octadecilsilano (C18) frequentemente proporcionam remoção limitada de constituintes húmicos polares, que estão entre os principais responsáveis pelos efeitos de sinal induzidos pela matriz em extratos de solo agrícola14. A Florisil, um adsorvente de silicato de magnésio com afinidade por compostos que abrangem uma ampla faixa de polaridade, demonstrou desempenho promissor na limpeza de matrizes alimentares e vegetais15,16. No entanto, sua contribuição para estratégias de limpeza dSPE com mistura de sorventes em solos agrícolas permanece insuficientemente caracterizada, especialmente em solos com propriedades físico-químicas diversas17,18,19,20,21.
Este estudo apresenta um protocolo QuEChERS modificado no qual sete combinações de sorventes dSPE foram avaliadas em seis solos agrícolas com diferentes valores de pH, teores de matéria orgânica e textura. O estudo baseou-se na hipótese de que a incorporação do adsorvente silicato de magnésio na etapa de limpeza dSPE com mistura de sorventes aprimoraria a remoção de componentes da matriz coextraídos dos extratos de solo agrícola. A seleção dos sorventes baseou-se na avaliação gravimétrica da remoção dos coextrativos, e a combinação que proporcionou a maior eficiência média de limpeza foi posteriormente submetida à validação analítica completa. O procedimento otimizado foi validado para a determinação simultânea de 12 OPPs utilizando padronização interna, curva de calibração com matriz correspondente e GC-MS/MS. Além disso, protetores de analitos (etilglicerol, L-gulônico ácido γ-lactona, D-sorbitol e ácido shikímico) foram incorporados ao protocolo final como estratégia complementar para minimizar os efeitos residuais do sinal induzidos pela matriz. Ao integrar a otimização sistemática da etapa de limpeza com validação analítica abrangente em solos com propriedades físico-químicas contrastantes, este protocolo fornece um fluxo de trabalho robusto e reprodutível que pode facilitar a determinação de resíduos de pesticidas em solos agrícolas heterogêneos.
Protocolo
Os dados brutos subjacentes à otimização experimental do procedimento de purificação por dSPE, ao conjunto de dados sobre o efeito de matriz e à caracterização físico-química dos seis solos agrícolas foram depositados no Zenodo e estão disponíveis publicamente no DOI: 10.5281/zenodo.21644870. Os detalhes dos reagentes e equipamentos utilizados estão listados na Tabela de Materiais.
1. Coleta e preparação do solo
OBSERVAÇÃO: Para garantir a segurança pessoal, recomenda-se o uso de jaleco de laboratório, proteção para os olhos e luvas de nitrila durante todo este protocolo.
- Colete uma amostra composta de solo em massa da camada superior (0–10 cm) em cada local agrícola selecionado, combinando 8 subamostras individuais coletadas por meio de um delineamento sistemático de amostragem em grade quadrada22.
NOTA: O delineamento de grade quadrada com 8 pontos está alinhado às recomendações da New South Wales Environment Protection Authority (NSW EPA) para locais de aproximadamente 1000 m2 (0,1 ha)22. - Combine e misture completamente essas subamostras no campo para obter uma única amostra composta representativa (≥500 g) por local, estabelecendo uma linha de base matricial homogeneizada para avaliação do desempenho do método.
NOTA: A amostragem composta é utilizada aqui exclusivamente para padronizar os efeitos de fundo da matriz na otimização e validação do método. Em quadros regulatórios para avaliações de áreas contaminadas desconhecidas ou em condições reais, a amostragem composta é estritamente restringida pela NSW EPA devido aos riscos de diluição química22. Para caracterização real de locais ou detecção de pontos críticos, as amostras dos nós da grade devem ser mantidas separadas e analisadas individualmente para evitar falsos negativos e preservar os dados de variância espacial. - Transporte as amostras de solo para o laboratório em recipientes de vidro âmbar herméticos e sob condições escuras.
NOTA: Recipientes de vidro são preferidos em vez de sacos de polietileno para minimizar perdas por adsorção de OPPs hidrofóbicos ou semivoláteis nas superfícies plásticas e para reduzir o risco de lixiviação de contaminantes ou interações entre polímeros e analitos. Condições escuras minimizam a fotodegradação de compostos sensíveis à luz durante o transporte. - Seque as amostras ao ar em temperatura ambiente, na ausência de luz direta, até que o peso constante seja alcançado.
NOTA: O secamento ao ar é aplicado para padronizar o teor de umidade do solo e garantir que os resultados sejam reportados com base na massa seca, melhorando a comparabilidade entre amostras com diferentes teores naturais de água. O secamento forçado em estufa é evitado para prevenir possíveis perdas de OPPs termolábeis ou semivoláteis e alterações na estrutura da matéria orgânica do solo e nas propriedades de sorção. - Quebre manualmente os agregados do solo e peneire em uma malha de aço inoxidável de 2 mm. Armazene os solos homogeneizados em recipientes de vidro âmbar herméticos, sob condições escuras e refrigeradas a 4 °C, até a extração.
NOTA: As características físico-químicas dos seis solos utilizados neste estudo estavam disponíveis a partir de análises rotineiras anteriores. Esses dados foram utilizados exclusivamente para selecionar solos agrícolas que abrangessem uma ampla faixa de pH (solo:H2O, 1:2)23, teor de matéria orgânica (método Walkey Black)24 e textura (método Bouyoucos)25 para avaliação do método.
2. Preparação dos reagentes, padrões e soluções de padrão interno
OBSERVAÇÃO: A menos que especificado de outra forma, as soluções estoque individuais de pesticidas, as soluções padrão de trabalho mistas, os padrões internos de procedimento (P-IS) e de injeção (I-IS), as soluções de recuperação e as soluções padrão de calibração são preparadas em balões volumétricos de 10 mL, transferidas para frascos de vidro âmbar e armazenadas a −20 °C até o uso. A calibração com matriz correspondente, os protetores de analitos, o P-IS e o I-IS foram incorporados porque cada um deles atua sobre uma fonte distinta de variabilidade analítica, aumentando assim a robustez da análise quantitativa em matrizes de solo complexas.
- Prepare soluções estoque individuais de cada um dos 12 padrões comerciais de OPP (consulte a Tabela de Materiais) a 1000 mg/L em tolueno.
- Combine volumes apropriados das soluções estoque individuais para preparar uma solução padrão de trabalho mista em acetonitrila (ACN) a 400 mg/L.
NOTA: Esta solução padrão de trabalho mista é posteriormente utilizada para a preparação de soluções de recuperação e calibração. - Prepare clorpirifós-metil-d10 como P-IS em ACN a 750 mg/L. Adicione durante a extração (etapa 3.2) para monitorar e corrigir variações do procedimento.
NOTA: O clorpirifós-metil-d10 foi selecionado como P-IS porque, sendo um OPP com marcação isotópica, exibe comportamento físico-químico semelhante ao dos analitos-alvo, ao mesmo tempo que permanece facilmente distinguível por MS/MS. - Prepare o fosfato de trifenila como I-IS em ACN a 1050 mg/L. Adicione imediatamente antes da análise instrumental (etapa 4.2.4) para corrigir variações na injeção.
- Prepare soluções estoque de recuperação em ACN acidificado com ácido fórmico 0,05% (v/v) para fornecer concentrações finais equivalentes ao solo de 50 µg/kg, 200 µg/kg e 400 µg/kg para os OPPs quando 300 µL forem adicionados a 5 g de solo negro antes da extração. Prepare uma solução separada de P-IS correspondente a uma amostra equivalente de 200 µg/kg.
NOTA: A acidificação com ácido fórmico melhora a estabilidade dos OPPs durante o armazenamento. - Prepare soluções de calibração contendo os 12 OPPs e clorpirifós-metil-d10 em ACN com ácido fórmico 0,05% (v/v), correspondentes a concentrações finais equivalentes ao solo de 5, 10, 25, 75, 200, 400 e 600 µg/kg para os analitos e 200 µg/kg para o P-IS.
NOTA: Essas soluções são posteriormente utilizadas para a preparação de curvas de calibração com matriz correspondente para cada matriz de solo, que foram ajustadas por regressão linear não ponderada. O limite de detecção (LOD) e o limite de quantificação (LOQ) foram definidos de acordo com o documento orientador SANTE/2020/12830 (Rev.2). O LOD foi considerado o nível mais baixo de calibração na matriz, enquanto o LOQ correspondeu ao nível mais baixo de concentração validado, demonstrando recuperação e precisão aceitáveis. - Prepare uma mistura de protetor de analito composta por etilglicerol (100 g/L), L-gulônico γ-lactona (10 g/L), D-sorbitol (10 g/L) e ácido shikímico (5 g/L) em ACN:água (1:1, v/v) acidificado com 0,1% de ácido fórmico. Armazene a −20 °C. Adicione imediatamente antes da análise instrumental (etapa 4.2.4) para mitigação do efeito de matriz (ME).
3. Extração QuEChERS
- Pese 5,00 g ± 0,01 g de solo seco ao ar e peneirado em um tubo de centrífuga de polipropileno de 50 mL.
- Para experimentos de recuperação, adicione a solução de IS-P (preparada na etapa 2.3) e a solução de recuperação apropriada (preparada na etapa 2.5) para obter concentrações finais de 200 µg/kg para clorpirifós-metil-d10 e 50, 200 ou 400 µg/kg para os OPP-alvo (n = 5 por nível de recuperação para cada solo).
NOTA: Para experimentos de recuperação, tanto a solução de IS-P quanto a solução de pesticidas são adicionadas antes da extração, conforme descrito na etapa 3.2. Para análise rotineira de amostras de solo, apenas o IS-P é adicionado antes da extração, a fim de compensar a variabilidade do procedimento durante o preparo e a análise das amostras. Para a preparação de extratos de calibração com matriz correspondente, nem o IS-P nem os padrões de pesticidas são adicionados durante a extração; extratos de solo em branco são preparados, e os padrões de calibração contendo tanto os analitos quanto o IS-P (preparados na etapa 2.6) são adicionados após a etapa de limpeza (ver etapa 4.2.4). - Agite em vórtex por 30 s e deixe as amostras fortificadas em equilíbrio por 10 min à temperatura ambiente.
NOTA: O período de equilíbrio promove a interação entre os analitos fortificados e a matriz do solo antes da extração, melhorando a representatividade dos experimentos de recuperação. - Adicione 10 mL de água desionizada e agite manualmente por 30 s para garantir a umidificação completa da matriz do solo.
NOTA: A reidratação melhora a dessorção dos analitos das partículas do solo e facilita a partição eficiente durante a extração. - Adicione 10 mL de ACN contendo 1% (v/v) de ácido acético. Tampe imediatamente o tubo e agite vigorosamente por 2 min.
- Adicione 6,0 g de sulfato de magnésio anidro (MgSO4) e 1,5 g de acetato de sódio, e agite imediatamente o tubo vigorosamente por 1 min.
NOTA: A agitação imediata após a adição dos sais é essencial para garantir uma partição eficiente das fases e prevenir a formação de agregados de sal. - Centrifugue a 1800 × g por 5 min.
- Transfira a fase superior de ACN para um tubo limpo para a subsequente limpeza por dSPE.
4. Limpeza por extração em fase sólida dispersiva
OBSERVAÇÃO: Esta seção consiste em duas abordagens. Primeiro, sete combinações de sorventes dSPE foram avaliadas para identificar a composição de limpeza que proporciona a maior remoção média de coextrativos em seis solos agrícolas. Posteriormente, a combinação de sorventes selecionada foi aplicada como o procedimento de limpeza otimizado para a validação do método, de acordo com o Documento Orientador da Direção-Geral de Saúde e Segurança Alimentar da Comissão Europeia (DG SANTE) SANTE/2020/12830 (Rev.2)11.
- Otimização das combinações de sorventes para dSPE
NOTA: A remoção gravimétrica de co-extrativos foi selecionada como critério de otimização porque fornece uma medida independente do analito da eficiência de purificação. As quantidades de sorvente avaliadas correspondem às proporções convencionais amplamente utilizadas em procedimentos dSPE baseados em QuEChERS, facilitando assim a adoção do protocolo proposto em laboratórios analíticos de rotina.- Prepare tubos microcentrífugos de 2 mL contendo as seguintes combinações de sorventes: (i) 150 mg de MgSO4 anidro + 50 mg PSA; (ii) 150 mg de MgSO4 anidro + 50 mg C18; (iii) 150 mg de MgSO4 anidro + 50 mg de adsorvente de silicato de magnésio; (iv) 150 mg de MgSO4 anidro + 50 mg PSA + 50 mg C18; (v) 150 mg de MgSO4 anidro + 50 mg PSA + 50 mg de adsorvente de silicato de magnésio; (vi) 150 mg de MgSO4 anidro + 50 mg C18 + 50 mg de adsorvente de silicato de magnésio; (vii) 150 mg de MgSO4 anidro + 50 mg PSA + 50 mg C18 + 50 mg de adsorvente de silicato de magnésio.
- Transfira alíquotas de 1,0 mL do extrato obtido na etapa 3.8 para cada tubo de dSPE.
NOTA: Realize todas as avaliações de sorvente em triplicata para cada solo. As alíquotas utilizadas para comparação devem ser provenientes do mesmo extrato, garantindo que as diferenças na remoção de co-extrativos sejam atribuídas exclusivamente à composição da purificação. - Agite em vórtex por 1 min e centrifugue a 1800 × g por 5 min.
- Transfira 1,0 mL de cada extrato purificado para um tubo de ensaio de vidro previamente seco e pesado. Evapore o solvente até secura sob fluxo suave de nitrogênio a 40 °C.
- Deixe o tubo de ensaio esfriar em um dessecador até temperatura ambiente e determine a massa do resíduo remanescente. Calcule a massa dos co-extrativos subtraindo o peso inicial do tubo de ensaio vazio do peso final após a evaporação do solvente.
- Determine a quantidade de co-extrativos presentes em extratos sem purificação por dSPE evaporando alíquotas equivalentes de extrato não tratado sob condições idênticas.
- Calcule a remoção de co-extrativos de acordo com a Equação 126:
- Calcule a remoção média de co-extrativos a partir das determinações em triplicata para cada combinação de sorvente e solo. Em seguida, calcule a remoção média para os seis solos agrícolas para cada combinação de sorvente.
- Avalie as diferenças entre as combinações de sorvente utilizando análise de variância (ANOVA) em delineamento em blocos completos ao acaso (DBC), considerando a combinação de sorvente como fator tratamento e a matriz do solo como fator de bloco. Antes da ANOVA, avalie a normalidade dos resíduos e a homogeneidade das variâncias utilizando os testes de Shapiro-Wilk e de Levene, respectivamente. Realize comparações múltiplas utilizando o teste de Tukey´s HSD com nível de significância de α = 0,05.
- Selecione a composição de purificação com base na avaliação conjunta da análise estatística e da remoção média geral de co-extrativos.
NOTA: Reduzir a carga de co-extrativos minimiza a introdução de componentes da matriz no sistema cromatográfico, melhorando assim o desempenho cromatográfico, reduzindo a contaminação do sistema GC-MS/MS e diminuindo os requisitos de manutenção do equipamento.
NOTA: A combinação contendo PSA, C18 e o adsorvente de silicato de magnésio (50 mg cada, com 150 mg de MgSO4 anidro) alcançou a maior remoção média de co-extrativos e foi, portanto, selecionada como o procedimento de purificação otimizado para todas as análises subsequentes.
- Aplicação do procedimento de purificação por dSPE otimizado
- Transfira 1,0 mL do extrato obtido na etapa 3.8 para um tubo microcentrífugo de 2 mL contendo 150 mg de MgSO4 anidro, 50 mg PSA, 50 mg C18 e 50 mg de adsorvente de silicato de magnésio.
- Agite em vórtex por 1 min para garantir a interação completa entre o extrato e os sorventes.
- Centrifugue a 1800 × g por 5 min.
- Transfira 200 µL do sobrenadante purificado para um frasco de amostrador automático e adicione 20 µL da mistura de protetores de analitos preparada na etapa 2.7 e 50 µL da solução de fosfato de trifenila preparada na etapa 2.4. Misture bem antes da análise instrumental.
NOTA: Para calibração com matriz correspondente, prepare extratos em branco de cada solo seguindo os procedimentos de extração e purificação descritos nas etapas 3 e 4.2, sem adição de pesticidas ou do P-IS. Após a purificação, transfira 200 µL do extrato em branco purificado para sete frascos separados de amostrador automático e adicione as soluções de calibração preparadas na etapa 2.6 para obter concentrações finais de 5, 10, 25, 75, 200, 400 e 600 µg/kg para os analitos e 200 µg/kg para o P-IS. Adicione 20 µL da mistura de protetores de analitos e 50 µL de fosfato de trifenila a cada frasco conforme descrito na etapa 4.2.4, resultando em um volume final de 270 µL no frasco. Construa curvas de calibração independentes com matriz correspondente para cada matriz de solo. As concentrações equivalentes ao solo baseiam-se na alíquota de 200 µL de extrato purificado, que representa o extrato obtido da amostra original de 5 g de solo. A adição subsequente de protetores de analitos e do I-IS aumenta o volume final do frasco, mas não modifica a quantidade de solo representada pela alíquota do extrato. Para calibração baseada em solvente, substitua a alíquota de 200 µL de extrato de solo purificado por 200 µL de ACN e prepare os frascos de calibração utilizando as mesmas concentrações de analitos, concentração de P-IS, concentração de I-IS e mistura de protetores de analitos empregadas na calibração com matriz correspondente. Essas curvas de calibração baseadas em solvente são posteriormente utilizadas para avaliação do efeito de matriz (ME). - Realize a análise instrumental utilizando um sistema GC-MS/MS.
5. Análise por GC-MS/MS e aquisição de dados
OBSERVAÇÃO: Descrições detalhadas da configuração do GC-MS/MS e dos procedimentos de aquisição de dados estão disponíveis em Varela-Martínez et al.27. Os principais parâmetros cromatográficos e espectrométricos de massa são resumidos abaixo.
- Utilize um sistema de GC-MS/MS equipado com um espectrômetro de massas em triplo quadrupolo, uma fonte de ionização eletrônica (EI) operada a −70 eV e um amostrador automático.
- Instale uma coluna capilar de sílica fundida de baixa polaridade (30 m × 0,25 mm de diâmetro interno × 0,25 µm de espessura do filme) e utilize hélio como gás de arraste em fluxo constante de 1,2 mL/min.
- Antes da análise, verifique a prontidão do instrumento, incluindo o suprimento de gás de arraste, o desempenho do sistema de vácuo, a condição da seringa e os níveis de solvente de lavagem do amostrador automático. Realize o ajuste do instrumento conforme as recomendações do fabricante.
NOTA: Verifique se o vácuo operacional atende às especificações recomendadas pelo fabricante do instrumento antes de iniciar qualquer sequência analítica. - Defina o programa de temperatura do forno cromatográfico da seguinte forma: temperatura inicial de 50 °C por 1 min; aumento até 180 °C a 25 °C/min; em seguida até 230 °C a 5 °C/min; e finalmente até 290 °C a 25 °C/min. Mantenha a temperatura final por 6 min. O tempo total de corrida é de 24,6 min.
- Defina a temperatura da porta de injeção para 250 °C e realize injeções de 1 µL em modo sem divisão (splitless). Abra a ventilação de split 1 min após a injeção.
NOTA: Para minimizar a contaminação cruzada, lave a seringa do amostrador automático sequencialmente com metanol, acetato de etila e ACN entre as injeções. - Defina a temperatura da linha de transferência do MS para 250 °C e a temperatura da fonte de íons para 300 °C.
- Adquira os dados no modo de monitoramento de reações múltiplas (MRM), utilizando as transições íon precursor-íon produto listadas na Tabela 1.
- Quantifique os analitos utilizando curvas de calibração ajustadas à matriz, preparadas para cada tipo de solo. Calcule as concentrações dos analitos a partir da razão entre a área do pico do analito e a área do pico do clorpirifós-metil-d10.
- Utilize o fosfato de trifenila como I-IS para verificar a consistência das injeções ao longo da sequência analítica.
- Calcule os efeitos de matriz (ME) conforme a Equação 228:
![Fórmula do efeito de matriz, ME(%)=[Slope_matrix/Slope_solvent-1]x100, fórmula de química analítica.](/files/ftp_upload/72745/72745eq2.jpg "figure-protocol-2")
em que valores negativos indicam supressão do sinal e valores positivos indicam potencialização do sinal.
NOTA: Uma visão esquemática do fluxo analítico completo é apresentada na Figura 1.
Resultados
Os seis solos agrícolas selecionados para a avaliação do método representaram uma ampla variedade de propriedades do solo (ver Tabela 2), incluindo valores de pH (solo:H2O, 1:2) variando de 4,67 a 7,31, teores de matéria orgânica de 0,18% a 6,46% e frações de argila de 22,9% a 48,5%. Cinco solos foram originados de regiões agrícolas da Colômbia e um da Espanha. Essa diversidade foi intencionalmente incorporada para avaliar a robustez do procedimento de limpeza proposto em diferentes matrizes de solo, já que propriedades do solo como pH, teor de matéria orgânica e textura são conhecidas por influenciar a coextração, os efeitos de matriz (MEs) e a recuperação do analito durante a análise de resíduos de pesticidas.
Sete combinações de sorventes dSPE foram avaliadas utilizando a determinação gravimétrica da remoção de coextrativos (veja Figura 2). Entre os sorventes individuais, a Florisil alcançou a maior remoção média de coextrativos (71%), seguida pela PSA (58%) e pela C18 (41%). O adsorvente de silicato de magnésio atingiu remoção completa de coextrativos em S2 (100%) e apresentou valores acima de 90% em S3 (91%) e S4 (91%). Em contraste, a PSA exibiu maior variabilidade entre os solos, com eficiências de remoção variando de 21% em S4 até remoção completa em S6. A C18 apresentou o desempenho mais baixo e mais variável, variando de 0% em S1 e S2 até 93% em S4. Entre as combinações de sorventes mistos, PSA+Adsorvente alcançou uma remoção média de coextrativos de 80%. As combinações PSA+Adsorvente e C18+Adsorvente resultaram em remoções médias menores, de 73% e 74%, respectivamente. A incorporação do adsorvente de silicato de magnésio à mistura PSA+C18 aumentou ainda mais a remoção média para 88%, representando o valor mais alto obtido entre todas as configurações de limpeza avaliadas. A combinação PSA+C18+Adsorvente alcançou valores de remoção acima de 80% em cinco dos seis solos e atingiu remoção completa de coextrativos em S2 e S6. A análise estatística utilizando ANOVA em delineamento em blocos casualizados (DBC) revelou um efeito significativo da combinação de sorventes sobre a remoção de coextrativos (p = 0,0432). Os agrupamentos estatísticos obtidos pelo teste de Tukey´s HSD são apresentados na Figura 2.
A seletividade do método foi demonstrada pela ausência de picos cromatográficos interferentes nos tempos de retenção esperados dos analitos-alvo. Foram construídas curvas de calibração com matriz correspondente para cada analito e matriz de solo ao longo da faixa de concentração de 5–600 µg/kg, com um limite de detecção (LOD) de 5 µg/kg (ver Tabela 3). Nenhum pico interferente foi observado nos tempos de retenção correspondentes aos analitos-alvo. Obteve-se excelente linearidade para a grande maioria das combinações analito-solo. Apenas três curvas de calibração apresentaram coeficientes de determinação (R2) abaixo de 0,9933, todos correspondentes ao fenamiphos, em S1 (R2 = 0,9888), S3 (R2 = 0,9606) e na calibração baseada em solvente (R2 = 0,9871). Em relação aos efeitos de matriz (ME), com base nos valores médios ao longo dos seis solos (ver Figura 3), observou-se supressão de sinal (ME < 0) para 10 dos 12 OPPs-alvo, enquanto aumento de sinal (ME > 0) foi observado apenas para malation (+3%) e fenamiphos (+25%). A maioria dos analitos apresentou efeitos de matriz suaves, com valores médios de ME variando de −25% para methidathion e −23% para parathion-methyl até −5% para ethion. Fenamiphos apresentou o maior aumento médio (+25%), enquanto malation exibiu apenas leve aumento (+3%). No nível individual de solo, a supressão mais acentuada do sinal foi observada para pirimiphos-ethyl no solo S5 (−60%) e para parathion-methyl no solo S1 (−44%). Em contraste, fenamiphos exibiu aumento de sinal em cinco dos seis solos, atingindo um valor máximo de ME de +58% em S2, enquanto malation mostrou aumento em quatro solos, com um valor máximo de +16% em S4.
Os resultados de recuperação e precisão obtidos nos três níveis de fortificação são resumidos na Tabela 4. O nível mais baixo de fortificação correspondeu ao LOQ alvo do método de 50 µg/kg. A maioria das combinações analito-solo atendeu aos critérios de desempenho da SANTE/2020/12830 (Rev.2)11, com recuperações médias entre 70% e 120% e desvios-padrão relativos (RSDs) ≤ 20%. O fenamifós apresentou recuperações abaixo de 70% em S1, S2 e S4. O pirimifós-etil apresentou recuperações abaixo de 70% em S1 e S6, enquanto o etion apresentou recuperações abaixo de 70% em S1. Para os demais analitos, as recuperações geralmente estiveram dentro da faixa aceitável em todos os solos e níveis de fortificação. Os valores de RSD permaneceram abaixo do critério de aceitação de 20% na maioria dos casos, demonstrando precisão satisfatória do método ao longo da faixa de concentração avaliada.
Figura 1: Fluxograma esquemático para a determinação de OPPs em solos agrícolas utilizando extração QuEChERS, purificação otimizada por dSPE e análise por GC-MS/MS. Amostras compostas de solo foram processadas (homogeneizadas, secas ao ar e peneiradas) antes da extração QuEChERS, utilizando ACN acidificado e particionamento com salting-out. Sete combinações de sorventes para dSPE foram avaliadas gravimetricamente para otimizar a etapa de purificação, sendo a mistura selecionada (150 mg MgSO4 + 50 mg PSA + 50 mg C18 + 50 mg adsorvente de silicato de magnésio) utilizada na validação do método. Os extratos finais foram analisados por GC-MS/MS utilizando protetores de analitos e I-IS. O desempenho do método para 12 OPPs foi avaliado em termos de curva de calibração com matriz correspondente, efeitos de matriz (MEs), recuperações e precisão, utilizando P-IS. Abreviaturas: QuEChERS = Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe; ACN = acetonitrila; PSA = amina primária-secundária; C18 = octadecilsilano; dSPE = extração em fase sólida dispersiva; I-IS = padrão interno de injeção; GC-MS/MS = cromatografia gasosa com espectrometria de massas em tandem; MRM = monitoramento de reações múltiplas; OPPs = pesticidas organofosforados; P-IS = padrão interno do procedimento. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.
Figura 2: Remoção de coextrativos obtida por sete combinações de sorventes dSPE em seis solos agrícolas (S1–S6). A remoção de coextrativos foi determinada gravimetricamente após extração QuEChERS e limpeza por dSPE. Sete combinações de sorventes foram avaliadas: PSA, C18, adsorvente de silicato de magnésio, PSA+C18, PSA+Adsorvente, C18+Adsorvente e PSA+C18+Adsorvente (50 mg cada, com 150 mg de MgSO4 anidro). As porcentagens de remoção foram calculadas em relação aos extratos não tratados, conforme a Equação 1. Os valores representam a média de três determinações para cada matriz de solo, e as barras de erro indicam o desvio padrão. S1: Villavicencio (Meta, Colômbia); S2: Sabana Bogotá (Cundinamarca, Colômbia); S3: Floresta (Boyacá, Colômbia); S4: Guasca (Cundinamarca, Colômbia); S5: Santa Rosa de Viterbo (Boyacá, Colômbia); S6: La Laguna (Canárias, Espanha). Letras minúsculas diferentes acima de cada combinação de sorvente indicam diferenças estatisticamente significativas entre as médias dos tratamentos segundo ANOVA em delineamento em blocos casualizados (DBC), seguido pelo teste de Tukey (HSD) (p < 0,05). As comparações estatísticas foram realizadas utilizando as médias dos tratamentos nas seis matrizes de solo. Abreviações: PSA = amina primária-secundária; C18 = octadecilsilano. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.
Figura 3: Mapa de calor dos efeitos de matriz (ME%) para 12 OPPs em seis matrizes de solo (S1–S6). O efeito de matriz (ME) foi calculado como a diferença relativa entre as inclinações de calibração em matriz e em solvente, conforme a Equação 2. Valores positivos indicam realce de sinal (vermelho), enquanto valores negativos indicam supressão de sinal (azul). Abreviaturas: OPPs = pesticidas organofosforados; IS = padrão interno; OM = matéria orgânica. Clique aqui para visualizar uma versão maior desta figura.
| Analito | tR (min) | Quantificador (m/z) | CE (V) | Qualificador 1 (m/z) | CE (V) | Qualificador 2 (m/z) | CE (V) | ||
| Clorpirifós-metila | 11.720 | 288 286 | 5 | 28693 | 25 | 286125 | 25 | ||
| Paratião-metila | 11.868 | 263109 | 15 | 10979 | 10 | 263125 | 10 | ||
| Tolclofos-metila | 11.915 | 265250 | 15 | 267265 | 5 | 265125 | 5 | ||
| Pirimifós-metila | 12.431 | 290233 | 10 | 305290 | 10 | 290276 | 10 | ||
| Fenitrotion | 12.526 | 277260 | 5 | 277109 | 20 | 125109 | 15 | ||
| Malatião | 12.727 | 12799 | 5 | 173127 | 5 | 12593 | 5 | ||
| Clorpirifós | 12.976 | 314258 | 15 | 199171 | 15 | 19797 | 15 | ||
| Fentión | 13.083 | 278109 | 20 | 278169 | 20 | 278245 | 10 | ||
| Pirimifós-etila | 13.571 | 333168 | 25 | 333318 | 10 | 318180 | 10 | ||
| Metidatião | 14.856 | 14585 | 10 | 14558 | 15 | 14593 | 10 | ||
| Fenamifós | 15.519 | 303288 | 10 | 303154 | 20 | 303217 | 10 | ||
| Etión | 16.148 | 153125 | 10 | 153125 | 5 | 231153 | 5 | ||
| Clorpirifós-metila-d10 (P-IS) | 12.862 | 324260 | 25 | 324195 | 25 | 324292 | 10 | ||
| Fosfato de trifenila (I-IS) | 18.187 | 326325 | 5 | 326169 | 25 | 326215 | 25 | ||
Tabela 1: Tempos de retenção, transições quantificadoras, transições qualificadoras e energias de colisão nas análises por GC-MS/MS para os 12 pesticidas organofosforados-alvo, clorpirifós-metil-d10 (P-IS) e fosfato de trifenila (I-IS). Abreviações: GC-MS/MS = cromatografia gasosa com espectrometria de massas em tandem; OPPs = pesticidas organofosforados; P-IS = padrão interno do procedimento; I-IS = padrão interno de injeção; tR = tempo de retenção; CE (V) = energia de colisão (volts); m/z = razão massa/carga. Clique aqui para baixar esta tabela.
| Solo | Origem | pH solo:H2O (1:2) | Matéria orgânica (%) | Argila (%) | Classe textural |
| S1 | Villavicencio (Meta, Colômbia) | 5,51 | 0,18 | 48,5 | Argiloso |
| S2 | Sabana de Bogotá (Cundinamarca, Colômbia) | 4,67 | 1,04 | 37,4 | Franco-argiloso |
| S3 | Floresta (Boyacá, Colômbia) | 5,53 | 1,71 | 28,2 | Franco-argiloso |
| S4 | Guasca (Cundinamarca, Colômbia) | 4,89 | 6,46 | 22,9 | Areia franca argilosa |
| S5 | Santa Rosa de Viterbo (Boyacá, Colômbia) | 4,76 | 2,74 | 27,5 | Areia franca argilosa |
| S6 | La Laguna (Canárias, Espanha) | 7,31 | 1,27 | 39,6 | Franco-argiloso |
Tabela 2: Origem e propriedades físico-químicas dos seis solos agrícolas (S1–S6) utilizados para avaliação do método. Os dados incluem pH (solo:H2O, 1:2), teor de matéria orgânica (método Walkley–Black), fração argilosa (método Bouyoucos) e classe textural. Os solos diversos foram selecionados para garantir uma ampla variedade de condições físico-químicas para a avaliação do método. Clique aqui para baixar esta tabela.
| Analito | Amostra | Alcance (µg/kg) | b ± sb·t(0,05;7) | a ± sa·t(0,05;7) | sy/x | R² | ME (%) | ||
| Clorpirifós-metilo | Solo 1 | 5–600 | 1,50·10⁻² ± 1,75·10⁻⁴ | 2,39·10⁻² ± 5,02·10⁻² | 3,61·10⁻² | 0.9999 | -22 | ||
| Solo 2 | 5–600 | 1,68·10⁻² ± 3,21·10⁻⁴ | 8,31·10⁻³ ± 9,20·10⁻² | 6,62·10⁻² | 0.9997 | -13 | |||
| Solo 3 | 5–600 | 1,83·10⁻² ± 5,62·10⁻⁴ | −6,60·10⁻² ± 1,61·10⁻¹ | 1,26·10⁻¹ | 0.9991 | -5 | |||
| Solo 4 | 5–600 | 1,72·10⁻² ± 1,59·10⁻⁴ | −2,40·10⁻² ± 4,56·10⁻² | 3,54·10⁻² | 0.9999 | -11 | |||
| Solo 5 | 5–600 | 1,66·10⁻² ± 9,51·10⁻⁴ | −6,65·10⁻² ± 2,71·10⁻¹ | 2,09·10⁻¹ | 0.9975 | -14 | |||
| Solo 6 | 5–600 | 1,62·10⁻² ± 2,28·10⁻⁴ | 1,15·10⁻² ± 6,52·10⁻² | 4,99·10⁻² | 0.9998 | -16 | |||
| Solvente | 5–600 | 1,93·10⁻² ± 1,19·10⁻³ | −1,23·10⁻¹ ± 3,41·10⁻¹ | 2,46·10⁻¹ | 0.9971 | — | |||
| Paration-metílico | Solo 1 | 5–600 | 3,80·10⁻³ ± 1,42·10⁻⁴ | −3,10·10⁻² ± 4,05·10⁻² | 2,92·10⁻² | 0.9989 | -44 | ||
| Solo 2 | 5–600 | 5,16·10⁻³ ± 1,70·10⁻⁴ | −3,24·10⁻² ± 4,86·10⁻² | 3,50·10⁻² | 0.9992 | -24 | |||
| Solo 3 | 5–600 | 5,27·10⁻³ ± 1,76·10⁻⁴ | −1,93·10⁻² ± 5,02·10⁻² | 3,93·10⁻² | 0.9990 | -22 | |||
| Solo 4 | 5–600 | 5,77·10⁻³ ± 1,00·10⁻⁴ | −3,06·10⁻² ± 2,87·10⁻² | 2,23·10⁻² | 0.9997 | -15 | |||
| Solo 5 | 5–600 | 5,80·10⁻³ ± 3,16·10⁻⁴ | −5,68·10⁻² ± 9,00·10⁻² | 6,96·10⁻² | 0.9978 | -15 | |||
| Solo 6 | 5–600 | 5,45·10⁻³ ± 1,46·10⁻⁴ | −2,40·10⁻² ± 4,18·10⁻² | 3,20·10⁻² | 0.9994 | -20 | |||
| Solvente | 5–600 | 6,80·10⁻³ ± 4,74·10⁻⁴ | −7,73·10⁻² ± 1,36·10⁻¹ | 9,76·10⁻² | 0.9963 | — | |||
| Tolclofos-metila | Solo 1 | 5–600 | 1,78·10⁻² ± 2,78·10⁻⁴ | −4,35·10⁻⁴ ± 7,94·10⁻² | 5,72·10⁻² | 0.9998 | -17 | ||
| Solo 2 | 5–600 | 1,90·10⁻² ± 2,25·10⁻⁴ | 1,40·10⁻² ± 6,44·10⁻² | 4,64·10⁻² | 0.9999 | -12 | |||
| Solo 3 | 5–600 | 2,10·10⁻² ± 2,15·10⁻⁴ | −4,10·10⁻³ ± 6,15·10⁻² | 4,81·10⁻² | 0.9999 | -3 | |||
| Solo 4 | 5–600 | 1,97·10⁻² ± 3,08·10⁻⁴ | 3,68·10⁻² ± 8,82·10⁻² | 6,85·10⁻² | 0.9998 | -9 | |||
| Solo 5 | 5–600 | 1,97·10⁻² ± 1,01·10⁻³ | −1,08·10⁻¹ ± 2,88·10⁻¹ | 2,23·10⁻¹ | 0.9980 | -9 | |||
| Solo 6 | 5–600 | 1,95·10⁻² ± 1,68·10⁻⁴ | 7,35·10⁻³ ± 4,80·10⁻² | 3,67·10⁻² | 0.9999 | -10 | |||
| Solvente | 5–600 | 2,16·10⁻² ± 9,90·10⁻⁴ | −9,16·10⁻² ± 2,83·10⁻¹ | 2,04·10⁻¹ | 0.9984 | — | |||
| Pirimifós-metil | Solo 1 | 5–600 | 6,48·10⁻³ ± 1,09·10⁻⁴ | −3,28·10⁻² ± 3,11·10⁻² | 2,24·10⁻² | 0.9998 | -19 | ||
| Solo 2 | 5–600 | 7,41·10⁻³ ± 6,28·10⁻⁵ | −2,13·10⁻² ± 1,80·10⁻² | 1,30·10⁻² | 0.9999 | -7 | |||
| Solo 3 | 5–600 | 8,00·10⁻³ ± 1,29·10⁻⁴ | −1,76·10⁻² ± 3,68·10⁻² | 2,88·10⁻² | 0.9998 | 1 | |||
| Solo 4 | 5–600 | 7,80·10⁻³ ± 1,52·10⁻⁴ | −5,27·10⁻³ ± 4,36·10⁻² | 3,38·10⁻² | 0.9997 | -2 | |||
| Solo 5 | 5–600 | 7,33·10⁻³ ± 3,71·10⁻⁴ | −6,17·10⁻² ± 1,06·10⁻¹ | 8,16·10⁻² | 0.9981 | -8 | |||
| Solo 6 | 5–600 | 7,42·10⁻³ ± 8,58·10⁻⁵ | −2,18·10⁻² ± 2,46·10⁻² | 1,88·10⁻² | 0.9999 | -7 | |||
| Solvente | 5–600 | 7,96·10⁻³ ± 4,79·10⁻⁴ | −6,77·10⁻² ± 1,37·10⁻¹ | 9,88·10⁻² | 0.9972 | — | |||
| Fenitrotion | Solo 1 | 5–600 | 4,65·10⁻³ ± 2,84·10⁻⁴ | −4,91·10⁻² ± 8,12·10⁻² | 5,85·10⁻² | 0.9971 | -40 | ||
| Solo 2 | 5–600 | 6,34·10⁻³ ± 2,12·10⁻⁴ | −5,64·10⁻² ± 6,06·10⁻² | 4,36·10⁻² | 0.9991 | -18 | |||
| Solo 3 | 5–600 | 6,43·10⁻³ ± 2,20·10⁻⁴ | −2,81·10⁻² ± 6,31·10⁻² | 4,94·10⁻² | 0.9989 | -17 | |||
| Solo 4 | 5–600 | 7,41·10⁻³ ± 1,83·10⁻⁴ | −5,38·10⁻² ± 5,23·10⁻² | 4,07·10⁻² | 0.9995 | -4 | |||
| Solo 5 | 5–600 | 6,84·10⁻³ ± 4,22·10⁻⁴ | −8,07·10⁻² ± 1,20·10⁻¹ | 9,28·10⁻² | 0.9971 | -11 | |||
| Solo 6 | 5–600 | 6,50·10⁻³ ± 1,48·10⁻⁴ | −5,02·10⁻² ± 4,24·10⁻² | 3,25·10⁻² | 0.9995 | -16 | |||
| Solvente | 5–600 | 7,71·10⁻³ ± 7,02·10⁻⁴ | −1,06·10⁻¹ ± 2,01·10⁻¹ | 1,45·10⁻¹ | 0.9937 | — | |||
| Malathion | Solo 1 | 5–600 | 1,20·10⁻² ± 4,06·10⁻⁴ | −4,45·10⁻² ± 1,16·10⁻¹ | 8,37·10⁻² | 0.9991 | -24 | ||
| Solo 2 | 5–600 | 1,78·10⁻² ± 2,03·10⁻⁴ | −4,55·10⁻² ± 5,81·10⁻² | 4,19·10⁻² | 0.9999 | 12 | |||
| Solo 3 | 5–600 | 1,67·10⁻² ± 1,44·10⁻³ | 1,00·10⁻¹ ± 4,11·10⁻¹ | 3,21·10⁻¹ | 0.9933 | 5 | |||
| Solo 4 | 5–600 | 1,83·10⁻² ± 1,44·10⁻⁴ | −2,48·10⁻² ± 4,12·10⁻² | 3,20·10⁻² | 0.9999 | 16 | |||
| Solo 5 | 5–600 | 1,58·10⁻² ± 8,21·10⁻⁴ | −9,07·10⁻² ± 2,33·10⁻¹ | 1,81·10⁻¹ | 0.9980 | 0 | |||
| Solo 6 | 5–600 | 1,69·10⁻² ± 2,54·10⁻⁴ | −2,97·10⁻² ± 7,28·10⁻² | 5,57·10⁻² | 0.9998 | 7 | |||
| Solvente | 5–600 | 1,58·10⁻² ± 7,45·10⁻⁴ | −8,76·10⁻² ± 2,13·10⁻¹ | 1,53·10⁻¹ | 0.9983 | — | |||
| Clorpirifós | Solo 1 | 5–600 | 1,03·10⁻² ± 1,59·10⁻⁴ | −1,62·10⁻² ± 4,54·10⁻² | 3,27·10⁻² | 0.9998 | -21 | ||
| Solo 2 | 5–600 | 1,15·10⁻² ± 1,96·10⁻⁴ | 4,71·10⁻¹ ± 5,62·10⁻² | 4,04·10⁻² | 0.9998 | -12 | |||
| Solo 3 | 5–600 | 1,26·10⁻² ± 9,94·10⁻⁵ | −1,12·10⁻² ± 2,84·10⁻² | 2,23·10⁻² | 0.9999 | -3 | |||
| Solo 4 | 5–600 | 1,24·10⁻² ± 1,76·10⁻⁴ | −1,44·10⁻⁴ ± 5,04·10⁻² | 3,92·10⁻² | 0.9998 | -5 | |||
| Solo 5 | 5–600 | 1,16·10⁻² ± 6,33·10⁻⁴ | −8,42·10⁻² ± 1,80·10⁻¹ | 1,39·10⁻¹ | 0.9977 | -11 | |||
| Solo 6 | 5–600 | 1,14·10⁻² ± 2,29·10⁻⁴ | 7,10·10⁻⁴ ± 6,57·10⁻² | 5,02·10⁻² | 0.9996 | -12 | |||
| Solvente | 5–600 | 1,30·10⁻² ± 5,48·10⁻⁴ | −7,41·10⁻² ± 1,57·10⁻¹ | 1,13·10⁻¹ | 0.9986 | — | |||
| Fenthion | Solo 1 | 5–600 | 1,71·10⁻² ± 3,38·10⁻⁴ | −3,26·10⁻² ± 9,68·10⁻² | 6,97·10⁻² | 0.9997 | -16 | ||
| Solo 2 | 5–600 | 1,88·10⁻² ± 1,89·10⁻⁴ | −2,84·10⁻² ± 5,40·10⁻² | 3,89·10⁻² | 0.9999 | -8 | |||
| Solo 3 | 5–600 | 2,01·10⁻² ± 4,45·10⁻⁴ | −1,38·10⁻² ± 1,27·10⁻¹ | 9,95·10⁻² | 0.9996 | -2 | |||
| Solo 4 | 5–600 | 1,96·10⁻² ± 2,89·10⁻⁴ | −8,63·10⁻⁴ ± 8,27·10⁻² | 6,42·10⁻² | 0.9998 | -4 | |||
| Solo 5 | 5–600 | 1,89·10⁻² ± 9,10·10⁻⁴ | −1,33·10⁻¹ ± 2,59·10⁻¹ | 2,00·10⁻¹ | 0.9983 | -7 | |||
| Solo 6 | 5–600 | 1,84·10⁻² ± 1,16·10⁻⁴ | −4,97·10⁻² ± 3,31·10⁻² | 2,54·10⁻² | 0.9999 | -10 | |||
| Solvente | 5–600 | 2,05·10⁻² ± 9,70·10⁻⁴ | −1,27·10⁻¹ ± 2,78·10⁻¹ | 2,00·10⁻¹ | 0.9983 | — | |||
| Pirimifós-etilo | Solo 1 | 5–600 | 3,30·10⁻³ ± 6,51·10⁻⁵ | −2,54·10⁻² ± 1,86·10⁻² | 1,34·10⁻² | 0.9997 | -3 | ||
| Solo 2 | 5–600 | 3,30·10⁻³ ± 3,66·10⁻⁵ | −5,05·10⁻³ ± 1,05·10⁻² | 7,55·10⁻³ | 0.9999 | -3 | |||
| Solo 3 | 5–600 | 2,80·10⁻³ ± 1,78·10⁻⁴ | 1,98·10⁻³ ± 5,10·10⁻² | 3,99·10⁻² | 0.9963 | -17 | |||
| Solo 4 | 5–600 | 2,64·10⁻³ ± 5,18·10⁻⁵ | 2,01·10⁻³ ± 1,48·10⁻² | 1,15·10⁻² | 0.9997 | -22 | |||
| Solo 5 | 5–600 | 1,36·10⁻³ ± 6,77·10⁻⁵ | 4,60·10⁻⁴ ± 1,93·10⁻² | 1,49·10⁻² | 0.9981 | -60 | |||
| Solo 6 | 5–600 | 2,92·10⁻³ ± 1,23·10⁻⁴ | −9,09·10⁻³ ± 3,51·10⁻² | 2,69·10⁻² | 0.9985 | -14 | |||
| Solvente | 5–600 | 3,39·10⁻³ ± 1,46·10⁻⁴ | −2,62·10⁻² ± 4,18·10⁻² | 3,01·10⁻² | 0.9986 | — | |||
| Methidation | Solo 1 | 5–600 | 2,12·10⁻² ± 7,46·10⁻⁴ | −9,50·10⁻² ± 2,13·10⁻¹ | 1,54·10⁻¹ | 0.9990 | -34 | ||
| Solo 2 | 5–600 | 2,59·10⁻² ± 5,46·10⁻⁴ | −1,20·10⁻¹ ± 1,56·10⁻¹ | 1,12·10⁻¹ | 0.9997 | -19 | |||
| Solo 3 | 5–600 | 2,33·10⁻² ± 1,54·10⁻³ | 6,34·10⁻² ± 4,41·10⁻¹ | 3,45·10⁻¹ | 0.9961 | -27 | |||
| Solo 4 | 5–600 | 2,51·10⁻² ± 3,38·10⁻⁴ | −5,47·10⁻² ± 9,66·10⁻² | 7,51·10⁻² | 0.9998 | -22 | |||
| Solo 5 | 5–600 | 2,59·10⁻² ± 1,32·10⁻³ | −2,06·10⁻¹ ± 3,75·10⁻¹ | 2,90·10⁻¹ | 0.9980 | -19 | |||
| Solo 6 | 5–600 | 2,27·10⁻² ± 3,71·10⁻⁴ | −6,62·10⁻² ± 1,06·10⁻¹ | 8,13·10⁻² | 0.9998 | -29 | |||
| Solvente | 5–600 | 3,21·10⁻² ± 1,75·10⁻³ | −2,83·10⁻¹ ± 5,00·10⁻¹ | 3,60·10⁻¹ | 0.9977 | — | |||
| Fenamifós | Solo 1 | 5–600 | 2,36·10⁻³ ± 2,87·10⁻⁴ | −4,42·10⁻² ± 8,20·10⁻² | 5,91·10⁻² | 0.9888 | 8 | ||
| Solo 2 | 5–600 | 3,47·10⁻³ ± 1,21·10⁻⁴ | −2,82·10⁻² ± 3,46·10⁻² | 2,49·10⁻² | 0.9991 | 58 | |||
| Solo 3 | 5–600 | 1,89·10⁻³ ± 4,02·10⁻⁴ | 9,58·10⁻³ ± 1,15·10⁻¹ | 8,99·10⁻² | 0.9606 | -14 | |||
| Solo 4 | 5–600 | 2,63·10⁻³ ± 7,66·10⁻⁵ | −2,51·10⁻² ± 2,19·10⁻² | 1,70·10⁻² | 0.9992 | 20 | |||
| Solo 5 | 5–600 | 2,95·10⁻³ ± 1,91·10⁻⁴ | −3,58·10⁻² ± 5,43·10⁻² | 4,20·10⁻² | 0.9969 | 35 | |||
| Solo 6 | 5–600 | 3,09·10⁻³ ± 5,98·10⁻⁵ | −2,12·10⁻² ± 1,71·10⁻² | 1,31·10⁻² | 0.9997 | 41 | |||
| Solvente | 5–600 | 2,19·10⁻³ ± 2,87·10⁻⁴ | −4,33·10⁻² ± 8,20·10⁻² | 5,91·10⁻² | 0.9871 | — | |||
| Etion | Solo 1 | 5–600 | 5,02·10⁻³ ± 1,00·10⁻⁴ | −1,16·10⁻² ± 2,87·10⁻² | 2,07·10⁻² | 0.9997 | -3 | ||
| Solo 2 | 5–600 | 5,07·10⁻³ ± 2,15·10⁻⁴ | −1,06·10⁻² ± 6,16·10⁻² | 4,43·10⁻² | 0.9986 | -2 | |||
| Solo 3 | 5–600 | 4,58·10⁻³ ± 2,21·10⁻⁴ | 9,11·10⁻⁴ ± 6,32·10⁻² | 4,95·10⁻² | 0.9979 | -12 | |||
| Solo 4 | 5–600 | 5,07·10⁻³ ± 7,18·10⁻⁵ | −1,21·10⁻² ± 2,05·10⁻² | 1,60·10⁻² | 0.9998 | -2 | |||
| Solo 5 | 5–600 | 5,00·10⁻³ ± 2,32·10⁻⁴ | −2,72·10⁻² ± 6,61·10⁻² | 5,11·10⁻² | 0.9984 | -3 | |||
| Solo 6 | 5–600 | 4,73·10⁻³ ± 8,29·10⁻⁵ | −6,89·10⁻³ ± 2,37·10⁻² | 1,81·10⁻² | 0.9997 | -9 | |||
| Solvente | 5–600 | 5,18·10⁻³ ± 2,24·10⁻⁴ | −2,80·10⁻² ± 6,40·10⁻² | 4,61·10⁻² | 0.9986 | — | |||
Tabela 3: Parâmetros de calibração com matriz correspondente e efeitos de matriz para os 12 OPPs-alvo em seis solos agrícolas. Abreviações: OPPs = pesticidas organofosforados; b = inclinação; sb = desvio padrão da inclinação; a = intercepto; sa = desvio padrão do intercepto; R2 = coeficiente de determinação; sy/x = desvio padrão da estimativa; ME = efeito de matriz. Clique aqui para baixar esta tabela.
| Analito | S1 | S2 | S3 | S4 | S5 | S6 | |||||||||||||
| 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | ||
| Clorpirifós-metila | 106 (4) | 102 (2) | 103 (1) | 110 (17) | 99 (2) | 101 (2) | 105 (5) | 104 (2) | 110 (10) | 105 (4) | 98 (3) | 100 (4) | 107 (4) | 107 (3) | 100 (4) | 114 (4) | 102 (3) | 114 (4) | |
| Paratião-metila | 96 (3) | 96 (0) | 99 (1) | 97 (17) | 92 (3) | 97 (2) | 116 (4) | 104 (6) | 121 (5) | 103 (6) | 87 (4) | 95 (6) | 117 (6) | 110 (4) | 107 (6) | 107 (6) | 100 (4) | 108 (6) | |
| Tolclófos-metila | 113 (3) | 107 (2) | 104 (1) | 110 (15) | 100 (2) | 105 (3) | 101 (6) | 97 (2) | 104 (10) | 100 (7) | 98 (3) | 102 (2) | 106 (7) | 104 (3) | 101 (2) | 110 (7) | 103 (3) | 108 (2) | |
| Pirimifós-metila | 78 (12) | 79 (3) | 89 (2) | 106 (22) | 95 (1) | 99 (3) | 102 (7) | 97 (3) | 104 (9) | 101 (5) | 97 (2) | 100 (3) | 104 (5) | 101 (2) | 98 (3) | 113 (5) | 102 (2) | 104 (3) | |
| Fenitrotion | 91 (4) | 90 (2) | 98 (2) | 104 (25) | 90 (3) | 95 (2) | 116 (5) | 105 (4) | 118 (5) | 101 (6) | 90 (3) | 96 (7) | 111 (6) | 107 (3) | 103 (7) | 118 (6) | 101 (3) | 103 (7) | |
| Malatião | 89 (3) | 81 (1) | 87 (4) | 108 (18) | 90 (2) | 92 (2) | 118 (7) | 110 (4) | 119 (5) | 106 (5) | 96 (4) | 97 (5) | 122 (5) | 110 (4) | 102 (5) | 122 (5) | 102 (4) | 103 (5) | |
| Clorpirifós | 97 (4) | 96 (2) | 97 (1) | 160 (13) | 117 (5) | 112 (4) | 97 (6) | 95 (3) | 103 (10) | 102 (6) | 95 (2) | 98 (4) | 105 (6) | 98 (2) | 96 (4) | 108 (6) | 97 (2) | 103 (4) | |
| Fentíon | 101 (2) | 99 (1) | 98 (2) | 99 (3) | 98 (2) | 103 (2) | 100 (7) | 101 (3) | 106 (8) | 102 (6) | 94 (2) | 97 (4) | 104 (6) | 100 (2) | 100 (4) | 110 (6) | 100 (2) | 104 (4) | |
| Pirimifós-etila | 63 (14) | 66 (5) | 85 (2) | 100 (21) | 93 (3) | 101 (3) | 70 (12) | 78 (3) | 93 (8) | 105 (9) | 104 (8) | 108 (7) | 113 (9) | 103 (8) | 103 (7) | 55 (9) | 33 (8) | 34 (7) | |
| Metidatião | 92 (3) | 80 (16) | 91 (3) | 103 (16) | 87 (2) | 90 (2) | 125 (8) | 113 (5) | 125 (5) | 90 (12) | 85 (5) | 92 (8) | 97 (12) | 97 (5) | 97 (8) | 113 (12) | 100 (5) | 104 (8) | |
| Fenamifós | 5 (38) | 1 (38) | 3 (52) | 58 (18) | 58 (8) | 56 (6) | 140 (16) | 117 (3) | 126 (2) | 65 (15) | 50 (19) | 40 (20) | 82 (15) | 62 (19) | 69 (20) | 88 (15) | 70 (19) | 70 (20) | |
| Etíon | 59 (15) | 42 (11) | 59 (15) | 83 (12) | 82 (3) | 87 (3) | 93 (11) | 97 (4) | 103 (7) | 80 (10) | 78 (6) | 81 (4) | 83 (10) | 77 (6) | 87 (4) | 96 (10) | 87 (6) | 89 (4) | |
Tabela 4: Recuperações médias (%) e RSDs (%, entre parênteses) para os 12 OPPs-alvo em seis solos agrícolas (S1–S6) em três níveis de fortificação. Os experimentos de recuperação foram realizados em 50, 200 e 400 µg/kg (n = 5 por nível), utilizando clorpirifós-metil-d10 como P-IS. As soluções de fortificação dos pesticidas e do P-IS foram adicionadas antes da extração. De acordo com os critérios de desempenho estabelecidos pela SANTE/2020/12830 (Rev.2), recuperações aceitáveis variaram de 70 a 120%, com RSDs ≤20%. S1: Villavicencio (Meta, Colômbia); S2: Sabana Bogotá (Cundinamarca, Colômbia); S3: Floresta (Boyacá, Colômbia); S4: Guasca (Cundinamarca, Colômbia); S5: Santa Rosa de Viterbo (Boyacá, Colômbia); S6: La Laguna (Canárias, Espanha). Abreviações: RSD = desvio padrão relativo; OPPs = pesticidas organofosforados; P-IS = padrão interno do procedimento. Clique aqui para baixar esta Tabela.
Discussão
A determinação de resíduos de pesticidas em solos continua sendo analiticamente desafiadora devido à alta variabilidade nas propriedades físico-químicas do solo e às diferenças resultantes na composição dos coextratos4,5,6,14,17,18,19,20,21. Embora os métodos baseados em QuEChERS tenham sido amplamente aplicados a matrizes alimentares e vegetais, há menos estudos que tenham otimizado sistematicamente a etapa de limpeza por dSPE para solos agrícolas com propriedades diversas4. No presente estudo, sete combinações de sorventes para dSPE foram avaliadas utilizando seis solos agrícolas selecionados para representar uma faixa distinta de condições edáficas. Os resultados demonstraram que a composição da etapa de limpeza influenciou substancialmente a remoção de componentes da matriz coextraídos. Embora a remoção de coextratos tenha sido utilizada como critério independente de analito para selecionar a configuração de dSPE mais eficiente, o desempenho analítico do procedimento de limpeza otimizado foi posteriormente avaliado por meio da avaliação do efeito da matriz (ME) e da validação do método. Ao identificar uma configuração otimizada de dSPE e integrá-la a protetores de analitos, um padrão interno isotopicamente marcado com deutério (P-IS), curva de calibração com matriz correspondente e validação de acordo com as orientações da SANTE/2020/12830 (Rev.2), este protocolo fornece um fluxo analítico completo, prático e simultâneo para a determinação de OPPs em solos agrícolas com propriedades contrastantes. Em vez de representar uma otimização para uma única matriz de solo, o protocolo foi projetado para fornecer uma metodologia robusta e facilmente transferível, adequada para laboratórios ambientais de rotina.
O desempenho superior da combinação PSA+C18+Adsorbente pode ser atribuído aos mecanismos complementares de retenção fornecidos pelos três sorventes. O PSA contribui principalmente para a remoção de coextrativos polares ácidos por meio de interações de troca aniônica fraca, enquanto o C18 retém compostos não polares por meio de particionamento hidrofóbico12,13. A Florisil, um sorvente de silicato de magnésio, proporciona retenção adicional de constituintes da matriz polares e moderadamente polares por meio de interações de ligação de hidrogênio, dipolo-dipolo e ácido-base de Lewis15,16. Os resultados apoiam esse comportamento complementar. O adsorbente isolado produziu uma remoção média de coextrativos mais alta do que a do PSA ou do C18 individualmente. Além disso, a adição do adsorbente ao PSA ou ao C18 isoladamente resultou em mudanças marginais na eficiência média de limpeza, enquanto sua incorporação à combinação PSA+C18 resultou na maior remoção geral de coextrativos entre todas as sete configurações de dSPE avaliadas. Esse padrão é mais consistente com o adsorbente contribuindo com uma retenção complementar de constituintes da matriz que não são removidos eficientemente pelo PSA ou pelo C18, em vez de atuar simplesmente como uma massa adicional de sorvente. Essa complementaridade é particularmente relevante para solos agrícolas, onde variações no teor de matéria orgânica, composição mineral e textura resultam em perfis altamente heterogêneos de coextrativos.
Como o objetivo deste estudo foi estabelecer um único protocolo de limpeza aplicável a solos agrícolas com diferentes características físico-químicas, a seleção final do sorvente considerou tanto a comparação estatística entre as configurações de limpeza avaliadas quanto a justificativa analítica fornecida pelos mecanismos complementares de retenção dos três sorventes. A combinação MgSO4+PSA+C18+Adsorbent alcançou a maior média geral de remoção de co-extraíveis, ao mesmo tempo que proporcionou a cobertura físico-química mais ampla dos co-extraíveis da matriz entre as configurações de dSPE avaliadas. Assim, essa combinação foi selecionada para a validação subsequente do método.
Os efeitos de matriz (MEs) permanecem como uma das principais fontes de incerteza na determinação por GC-MS/MS de resíduos de pesticidas, particularmente em matrizes heterogêneas como os solos4,5. Embora a supressão de sinal tenha sido o fenômeno predominante observado neste estudo, a maioria dos analitos exibiu valores médios de efeitos de matriz dentro da faixa geralmente considerada de fraca a moderada (−20% a +20% e −20% a −50%, respectivamente)14,28. Esse resultado é compatível com uma redução efetiva da carga de coextrativos que atinge o sistema cromatográfico. No entanto, ainda foi observada variabilidade dependente do analito. Por exemplo, o methidathion, parathion-methyl e pirimiphos-ethyl apresentaram a maior supressão média de sinal, enquanto o fenamiphos exibiu aumento de sinal. Os efeitos de matriz em GC-MS/MS são inerentemente dependentes do composto e decorrem de interações entre analitos, constituintes residuais da matriz e sítios ativos no sistema de injeção e no trajeto cromatográfico. Consequentemente, componentes residuais da matriz podem diminuir ou aumentar a resposta do detector, dependendo das propriedades físico-químicas de cada analito e de sua suscetibilidade a interações com superfícies. As respostas contrastantes observadas entre os OPPs avaliados refletem, portanto, predominantemente um comportamento dependente do analito, superposto às diferenças na composição da matriz do solo. Além da limpeza por dSPE, o fluxo analítico incorporou uma mistura de protetores de analito previamente relatada para reduzir as interações dos analitos com sítios ativos em sistemas de GC e melhorar o desempenho cromatográfico na análise de resíduos de pesticidas28,29. A persistência de efeitos de matriz específicos para cada analito, apesar dessas medidas, destaca a complexidade das matrizes de solo e reforça o uso de curva de calibração com matriz correspondente (matrix-matched) para quantificação confiável de OPPs em solos com composições matriciais distintas.
Experimentos de recuperação demonstraram que o método otimizado fornece quantificação precisa e exata para a maioria dos OPPs-alvo em uma ampla variedade de condições de solo agrícola. A maioria das combinações analito-solo atendeu aos critérios de aceitação do SANTE/2020/12830 (Rev.2)11, com recuperações entre 70% e 120% e RSDs abaixo de 20%. No entanto, algumas discrepâncias em relação ao intervalo recomendado de recuperação foram observadas para um número limitado de combinações analito-solo. As discrepâncias mais relevantes estiveram associadas ao fenamifós, pirimifós-etil e etion, que apresentaram baixas recuperações em matrizes de solo específicas. Discrepâncias isoladas adicionais, envolvendo principalmente recuperações ligeiramente acima do limite superior de aceitação em níveis individuais de fortificação, foram observadas para clorpirifós, parationa-metila, malationa e metidationa. Como essas discrepâncias não foram observadas de forma consistente em todas as matrizes de solo, o comportamento observado provavelmente está relacionado a características dependentes do composto combinadas com efeitos de matriz (MEs). Um maior número de discrepâncias foi observado em S1, que continha o maior teor de argila (48,5%) entre as matrizes avaliadas, sugerindo que as características físico-químicas do solo podem ter contribuído para a redução da eficiência de extração para certos analitos. Os minerais argilosos fornecem inúmeros sítios de adsorção que podem reter moléculas de pesticidas por meio de interações superficiais, diminuindo assim sua dessorção durante a extração. A extensão dessas interações também é esperada depender das propriedades físico-químicas do analito, incluindo sua afinidade por superfícies minerais. No entanto, a ausência de um padrão semelhante em todos os solos ricos em argila indica que nenhum único parâmetro do solo explica completamente as discrepâncias observadas. Além disso, como o mesmo procedimento de purificação baseado em adsorvente apresentou desempenho satisfatório para a maioria das combinações analito-solo, não foram observadas evidências de perdas sistemáticas associadas à etapa de purificação. Embora a contribuição individual do adsorvente para a retenção do analito não tenha sido avaliada independentemente durante a otimização do adsorvente, o desempenho satisfatório de recuperação obtido com o procedimento otimizado sugere que a inclusão desse adsorvente não comprometeu a determinação do analito. No geral, esses resultados demonstram a adequação do método proposto, destacando a influência das interações analito-matriz no desempenho de compostos específicos.
Embora o método tenha demonstrado desempenho satisfatório nos seis solos agrícolas avaliados, sua aplicabilidade a solos com propriedades extremas, como solos salinos, solos orgânicos, solos com teores muito elevados de matéria orgânica, solos altamente alcalinos ou matrizes enriquecidas com materiais carbonosos, ainda precisa ser estabelecida. Além disso, a presente validação foi realizada utilizando solos agrícolas fortificados, e, portanto, a aplicabilidade do método a amostras de campo naturalmente contaminadas ainda precisa ser confirmada. Ademais, como o método foi desenvolvido e validado exclusivamente para OPPs, não se pode presumir sua adequação para outras classes de pesticidas. Apesar dessas limitações, o protocolo fornece uma abordagem padronizada para a determinação de resíduos de OPPs em solos agrícolas e pode ser aplicado em programas de monitoramento ambiental, estudos sobre o destino e o transporte de pesticidas, investigações de avaliação de risco e atividades de vigilância regulatória. Pesquisas futuras devem avaliar a transferibilidade da estratégia de purificação otimizada para tipos adicionais de solos e classes de pesticidas, bem como explorar aprimoramentos voltados à melhoria dos rendimentos para compostos que apresentem eficiência reduzida de extração em matrizes ricas em argila.
No geral, o fluxo de trabalho proposto combina a purificação por dSPE otimizada, calibração com matriz correspondente, padronização interna e protetores de analitos em um único protocolo validado para a determinação simultânea de OPPs em solos agrícolas. A avaliação sistemática de combinações de sorventes em solos com propriedades físico-químicas contrastantes fornece orientações práticas para a seleção de condições de purificação capazes de minimizar os efeitos da matriz (MEs), mantendo um desempenho analítico satisfatório. O protocolo oferece, portanto, uma abordagem reprodutível que pode apoiar o monitoramento ambiental, estudos sobre o destino de pesticidas e a determinação rotineira de resíduos em solos agrícolas com características diversas.
Divulgações
Durante a preparação deste trabalho, os autores utilizaram a versão gratuita do Claude (Anthropic) para auxiliar no design do layout gráfico do Figura 3 e a versão gratuita do ChatGPT (GPT-5.5, OpenAI) para auxiliar na gramática e ortografia. Após utilizar essas ferramentas, os autores revisaram e editaram cuidadosamente todo o conteúdo conforme necessário. Todo o conteúdo científico, dados, análises e conclusões foram gerados, verificados e aprovados pelos autores, que assumem total responsabilidade pela precisão e integridade do artigo publicado.
Agradecimentos
Os autores agradecem com gratidão à Universidade EAN e à sua Gerência de Pesquisa e Transferência pelo apoio a esta pesquisa. Os autores também agradecem aos Laboratórios da Universidade EAN por fornecerem as instalações analíticas e os recursos técnicos necessários para realizar este trabalho, incluindo o acesso ao instrumento GC-MS/MS utilizado ao longo do estudo. Este trabalho foi apoiado pela Gerência de Pesquisa e Transferência, Universidad EAN, Bogotá D.C., Colômbia.
Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| 3-Etoxi-1,2-propanodiol (etilglicerol) | Sigma Aldrich | 260428-1G | |
| Ácido acético | Sigma Aldrich | 695092 | |
| Aetonitrila | Merck | 1006652500 | |
| Autosampler AOAC 20i/s | Shimadzu | 221-723115-58 | |
| Balança | OHAUS | PA224 | |
| C18 | Sigma Aldrich | 52600-U | |
| Tubos de centrífuga, 2 mL | Eppendorf | 4610-1815 | |
| Tubos de centrífuga, 50 mL | Nest | 602002 | |
| Centrífuga Z206A | MERMLE | 6019500118 | |
| Coluna SH-Rxi-5sil MS, 30 m x 0,25 mm, 0,25 µm | Shimadzu | 221-75954-30 | |
| Recipiente, com tampa, vidro âmbar, 1000 mL | Sigma Aldrich | Z674176 | |
| Dessecador | Simax | 415262302 | |
| Dispensette 5-50 mL | BRAND | 4600361 | |
| D-Sorbitol | Sigma Aldrich | 240850-5G | |
| Acetato de etila | Merk | 1313181212 | |
| Florisil <200 mesh, pó fino | Sigma Aldrich | 288705-50G | |
| Ácido fórmico | Merck | 1002641000 | |
| GCMS-TQ8040 | Shimadzu | 211552 | |
| Seringa de injeção | Shimadzu | LC2213461800 | |
| Ácido L-gulônico γ-lactona | Sigma Aldrich | 310301-5G | |
| Linner sem divisão | Shimadzu | 221-4887-02 | |
| Sulfato de magnésio (anidro) | Sigma Aldrich | M7506-2KG | |
| Metanol | Panreac | 131091.12.12 | |
| Água ultrapura Milli-Q (tipo 1) | Millipore | F4H4783518 | |
| Pontas de pipeta 10 - 100 µL | Biologix | 200010 | |
| Pontas de pipeta 100 - 1000 µL | Brand | 541287 | |
| Pontas de pipeta 20 - 200 µL | Brand | 732028 | |
| Pipetas de Pasteur | NORMAX | 5426023 | |
| Pipeta Transferpette S variável 10 - 100 µL | BRAND | 704774 | |
| Pipeta Transferpette S variável 100 - 1000 µL | BRAND | 704780 | |
| Pipeta Transferpette S variável 20 - 200 µL | SCILOGEX | 712111099999 | |
| Amina primária-secundária (PSA) | Sigma Aldrich | 52738-U | |
| Geladeira/congelador | Haceb | NEV ALC 404 | |
| Ácido shikímico | Sigma Aldrich | S5375-1G | |
| Acetato de sódio | Sigma Aldrich | 241245-1KG | |
| Software GCMSsolution | Shimadzu | 223-18472-92 | |
| Malha de aço inoxidável, 2 mm | Pinzuar | PS33N10 | |
| Tubo de ensaio, vidro, 10 mL | Sigma Aldrich | BR114508 | |
| Tolueno | Merck | 1083252500 | |
| Fosfato de trifenila (I-IS) | Sigma Aldrich | 241288-50G | |
| Frascos com inserção fundida, 0,3 mL | Sigma Aldrich | 29398-U | |
| Frascos, tampa rosqueável, vidro âmbar, 15 mL | Sigma Aldrich | 27088-U | |
| Frasco volumétrico, 10 mL | Sigma Aldrich | DKW28017-10 | |
| Vórtex | Scilogex | 82120004 | |
| Praguicidas | |||
| Clorpirifós | Sigma Aldrich | 45395-100MG | 2921-88-2 |
| Clorpirifós-metila | Sigma Aldrich | 45396-250MG | 5598-13-0 |
| Clorpirifós-metila-d10 (P-IS) | Sigma Aldrich | 90047-5MG | 285138-81-0 |
| Etion | Sigma Aldrich | 45477-250MG | 563-12-2 |
| Fenamifós | Sigma Aldrich | 45483-250MG | 22224-92-6 |
| Fenitrotion | Sigma Aldrich | 45487-250MG | 122-14-5 |
| Fention | Sigma Aldrich | 36552-250MG | 55-38-9 |
| Malation | Sigma Aldrich | 36143-100MG | 121-75-5 |
| Metidation | Sigma Aldrich | 36158-100MG | 950-37-8 |
| Paration-metila | Sigma Aldrich | 36187-100MG | 298-00-0 |
| Pirimifós-etila | Sigma Aldrich | 45628-250MG | 23505-41-1 |
| Pirimifós-metila | Sigma Aldrich | 32058-250MG | 29232-93-7 |
| Tolclofos-metila | Sigma Aldrich | 31209-250MG | 5701804-9 |
Referências
- Saad H, Elfeky SA, El-Gamel NE, Dena ASA. Organophosphate pesticides: a review on classification, synthesis, toxicity, remediation and analysis. RSC Adv. 2025;15(48):40802-40822.
- Mali H, et al. Organophosphate pesticides an emerging environmental contaminant: Pollution, toxicity, bioremediation progress, and remaining challenges. J Environ Sci. 2023;127:234-250.
- Dhuldhaj UP, Singh R, Singh VK. Pesticide contamination in agro-ecosystems: toxicity, impacts, and bio-based management strategies. Environ Sci Pollut Res. 2023;30:9243-9270.
- González-Curbelo MÁ, Varela-Martínez DA, Riaño-Herrera DA. Pesticide-residue analysis in soils by the QuEChERS method: A review. Molecules. 2022;27(13):4323.
- Wang J, et al. Multiresidue analysis method for the determination of 477 pesticides in soil based on thorough method validation. J Agric Food Chem. 2025;73(27):17269-17286.
- Mohamed AH, et al. Sampling and sample preparation techniques for the analysis of organophosphorus pesticides in soil matrices. Crit Rev Anal Chem. 2023;53(4):906-927.
- Bhattu M, Kathuria D, Billing BK, Verma M. Chromatographic techniques for the analysis of organophosphate pesticides with their extraction approach: a review (2015–2020). Anal Methods. 2022;14(4):322-358.
- Wondimu KT, Geletu AK, Kedir WM. Recent developments in monitoring of organophosphorus pesticides in food samples. J Agric Food Res. 2025;19:101709.
- Bulaić Nevistić M, Kovač Tomas M. Matrix effect evaluation in GC/MS-MS analysis of multiple pesticide residues in selected food matrices. Foods. 2023;12(21):3991.
- Damale RD, et al. Multiresidue analysis of pesticides in four different pomegranate cultivars: Investigating matrix effect variability by GC-MS/MS and LC-MS/MS. Food Chem. 2023;407:135179.
- European Commission. Guidance document on pesticide analytical methods for risk assessment and post-approval control and monitoring purposes (SANTE/2020/12830, Rev. 2). 2023. Available from: https://food.ec.europa.eu/system/files/2021-03/pesticides_ppp_app-proc_guide_res_mrl-guidelines-2020-12830.pdf
- González-Curbelo MÁ, et al. Evolution and applications of the QuEChERS method. Trends Anal Chem. 2015;71:169-185.
- Varela-Martinez DA, Gonzalez-Salamo J, Gonzalez-Curbelo MÁ, Hernandez-Borges J. Quick, easy, cheap, effective, rugged, and safe (QuEChERS) extraction. In: Liquid-phase Extraction. Elsevier; 2020. p. 399-437.
- González-Curbelo MÁ. Analysis of organochlorine pesticides in a soil sample by a modified QuEChERS approach using ammonium formate. J Vis Exp. 2023;191:e64901.
- Jin Q, et al. Simultaneous determination of six acidic herbicides and metabolites in plant origin matrices by QuEChERS-UPLC-MS/MS. Molecules. 2025;30(4):852.
- Zhu L, et al. Establishment and validation of anticoagulant rodenticides in animal samples by HPLC-MS/MS, focusing on evaluating the effect of modified QuEChERS protocol on matrix effect reduction. ACS Omega. 2022;7(21):18146-18158.
- do Amaral B, Peralta-Zamora P, Nagata N. Simultaneous multi-residue pesticide analysis in southern Brazilian soil based on chemometric tools and QuEChERS-LC-DAD/FLD method. Environ Sci Pollut Res. 2022;29:39102-39115.
- Łozowicka B, et al. The fate of spirotetramat and dissipation metabolites in Apiaceae and Brassicaceae leaf-root and soil system under greenhouse conditions estimated by modified QuEChERS/LC-MS/MS. Sci Total Environ. 2017;603:178-184.
- Dong B, Shao X, Lin H, Hu J. Dissipation, residues and risk assessment of metaldehyde and niclosamide ethanolamine in pakchoi after field application. Food Chem. 2017;229:604-609.
- Guan J, Li D, Guo Y, Shi S, Yan F. Simultaneous determination of seven pesticide residues in soil samples using ultrasound-assisted dispersive solid-phase extraction combined with UHPLC-MS/MS. Sep Sci Plus. 2018;1(4):296-305.
- Kaczyński P, Łozowicka B, Jankowska M, Hrynko I. Rapid determination of acid herbicides in soil by liquid chromatography with tandem mass spectrometric detection based on dispersive solid phase extraction. Talanta. 2016;152:127-136.
- NSW Environment Protection Authority. Sampling design part 1 - application: Contaminated land guidelines (EPA 2022P3915). 2022. Available from: https://hdp-au-prod-app-nswepa-yoursay-files.s3.ap-southeast-2.amazonaws.com/9116/6027/3560/22p3915-sampling-design-guidelines-part1.pdf
- Eckert D, Sims JT. Recommended soil pH and lime requirement tests. In: Recommended Soil Test Procedures for the Northeastern United States. Cooperative Bulletin No. 493; 2009. p. 19-26.
- Schulte EE, Hoskins B. Recommended soil organic matter tests. In: Recommended Soil Test Procedures for the Northeastern United States. 2011. p. 52-60.
- Ashworth J, Keyes D, Kirk R, Lessard R. Standard procedure in the hydrometer method for particle size analysis. Commun Soil Sci Plant Anal. 2001;32(5-6):633-642.
- González-Curbelo MÁ, Hernández-Borges J, Borges-Miquel TM, Rodríguez-Delgado MÁ. Determination of pesticides and their metabolites in processed cereal samples. Food Addit Contam A. 2012;29(1):104-116.
- Varela-Martínez DA, González-Curbelo MÁ, González-Sálamo J, Hernández-Borges J. Determination of 45 pesticides in avocado varieties by the QuEChERS method and gas chromatography-tandem mass spectrometry. J Vis Exp. 2023;202:e66082.
- Varela-Martínez DA, González-Curbelo MÁ, González-Sálamo J, Hernández-Borges J. High-throughput analysis of pesticides in minor tropical fruits from Colombia. Food Chem. 2019;280:221-230.
- Varela-Martínez DA, González-Curbelo MÁ, González-Sálamo J, Hernández-Borges J. Analysis of pesticides in cherimoya and gulupa minor tropical fruits using AOAC 2007.1 and ammonium formate QuEChERS versions: A comparative study. Microchem J. 2020;157:104950.