What are the four stages of anesthesia in rodents?

Stage one involves an increasing pain threshold with minimal behavioral changes. Stage two is characterized by disorientation and irregular breathing. Stage three, the surgical stage, has four planes where the animal progresses from loss of righting reflex to complete anesthesia suitable for surgery. Stage four represents overdose with complete paralysis, potentially leading to respiratory arrest and death.

How should you prepare equipment before inducing anesthesia with an inhalant anesthetic?

First, fill the precision vaporizer with appropriate liquid anesthetic. Check the waste gas scavenging system canister by weighing it; replace if it has increased fifty grams above starting weight. Assemble the induction chamber ensuring input connects from the vaporizer and output connects to the scavenging system. Verify all connections are secure before placing the animal in the chamber.

What is the preferred method for inducing anesthesia in rodents?

The preferred method is induction in a precision vaporizer-connected chamber at 3-5% isoflurane with 1 liter per minute oxygen flow. After the animal is fully anesthetized, flush the chamber with oxygen by turning off isoflurane before gently removing the animal. This reduces personnel exposure to anesthetic gases compared to using a nose cone or facemask, which animals may resist.

How do you assess anesthetic depth during a surgical procedure?

Assess anesthetic depth every 10-15 minutes using physical methods like toe pinch, tail pinch, or pinna pinch to check for withdrawal reflexes. Also evaluate the palpebral reflex by touching the medial canthus and the corneal reflex by touching the cornea. Monitor physiological indicators including heart rate, respiratory rate, blood pressure, mucous membrane color, and capillary refill time, which should not exceed 1-2 seconds.

What factors determine which anesthetic to use for a rodent procedure?

The choice of anesthetic depends on the extent and duration of the procedure, the species and strain, the animal's age, and its physiological status. Accurate body weight measurement is essential before anesthesia to ensure appropriate dose calculation, minimize overdose risk, and support animal welfare. Injectable anesthetics like ketamine combined with sedatives or muscle relaxers offer alternatives to inhalant compounds like isoflurane.

Why is thermal support necessary during rodent anesthesia?

Rodents are prone to hypothermia during anesthesia lasting longer than five minutes. Controlled thermal support is required to maintain body temperature and prevent overheating. Hypothermia can complicate recovery and compromise animal welfare. Temperature monitoring and appropriate heating devices should be used throughout the anesthetic procedure to maintain normal body temperature.

What should you do after anesthesia to ensure proper animal recovery?

Animals should recover in a controlled environment with thermal support and appropriate analgesia. Monitor animals continuously until they regain sternal recumbency, normal respiratory function, and appropriate responsiveness. Only fully recovered animals should be returned to their housing. Animals showing anesthetic complications like respiratory depression or delayed recovery require immediate humane intervention and veterinary consultation.

Indução e Manutenção da Anestesia

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A escolha adequada dos anestésicos para cirurgia e outros procedimentos potencialmente dolorosos deve ser determinada por um veterinário. Isso se baseia em inúmeros aspectos, incluindo a extensão e duração do procedimento, a espécie e a cepa, a idade e o estado fisiológico do animal.

Anestésicos estão disponíveis como inalantes ou injetáveis. A anestesia cirúrgica pode ser realizada usando uma combinação de anestésicos injetáveis e inaulantes. ²

1. Indução da anestesia ininhada

A anestesia ininhada inclui isoflurano, sevoflurano e desflurano, com isoflurano sendo usado mais comumente. Esses anestésicos são usados com mais frequência porque, com eles, é mais fácil controlar a profundidade da anestesia. A indução da anestesia usando anestésicos de inalação pode ser realizada com um frasco de sino ou uma câmara de indução que é instalada em um vaporizador de precisão.

Jarra de sino
1. Equipamento: Um pote de sino ou frasco de profanação com uma plataforma perfurada de cerâmica ou plástico, uma bola de algodão, um anestésico líquido (isoflurane, sevoflurano ou desflurano), e um capuz de fumaça ventilado ao ar livre.
2. Preparação
  1. Use o frasco de sino sob um capô, e não no banco, para evitar a exposição de pessoal a gases anestésicos.
  2. Monte o pote de sino com a plataforma na parte inferior, criando um espaço entre a parte inferior do frasco e a plataforma. Isso é necessário para evitar que o animal entre em contato com anestésico líquido.
  3. Usando luvas de nitrito ou outras luvas impermeáveis, saturar a bola de algodão com anestésico.
  4. Coloque a bola de algodão sob a plataforma no pote do sino.
  5. Fixar a tampa no pote do sino para evitar a fuga do vapor anestésico.
3. Indução
  1. Coloque o animal no pote do sino deslizando a tampa para um lado.
  2. Uma vez que o animal esteja no frasco, será necessário observar sua atividade e respiração para determinar a profundidade da anestesia.
  3. O animal está exposto ao anestésico, para efeito.
  4. Uma vez que o animal esteja totalmente anestesiado, deslize a tampa para um lado, deixando um espaço suficiente para permitir a introdução de uma mão. Segure a cauda, o escroto ou o corpo do animal anestesiado, e remova-o suavemente do frasco do sino.
Vaporizadores de precisão
Vaporizadores de precisão podem ser usados com uma câmara de indução ou uma máscara facial. A máquina anestésico deve ser inspecionada antes de cada procedimento. O anestésico adequado deve ser adicionado se os níveis estiverem baixos. O sistema de limpeza deve ser verificado para garantir que os gases de resíduo sejam totalmente removidos. Para sistemas passivos de anestesia de gás residuais, o recipiente de limpeza deve ser pesado para determinar se ainda é eficaz. Geralmente, um aumento de peso de 50 gramas acima do peso inicial é o ponto em que o recipiente é gasto.
1. Equipamento
  1. Uma câmara de indução, um vaporizador de precisão, uma unidade de coleta de gás residuais (passiva ou ativa), e um anestésico líquido (isoflurane, sevoflurano ou desflurano, conforme determinado pelo tipo de vaporizador em uso).
2. Preparação
  1. Monte a câmara de indução de tal forma que a entrada seja do vaporizador e a saída seja para o sistema de limpeza de gás residuais.
3. Indução
  1. Coloque o animal na câmara de indução. Algumas câmaras têm uma tampa deslizante, e outras têm uma tampa articulada que trava.
  2. Uma vez que o animal está na câmara, o fluxo de oxigênio é iniciado e o vaporizador de precisão é ligado a um nível de indução de 3-4 para isoflurane. Níveis mais baixos de entrega de anestésicos resultarão em um tempo de indução mais longo.
  3. O animal está exposto ao anestésico, para efeito.
  4. Uma vez que o animal esteja totalmente anestesiado, lave a câmara com oxigênio antes de remover o animal para evitar a exposição do pessoal a gases anestésicos. Se a câmara de indução for colocada em um capô de fumaça, não é necessário lavar com oxigênio para limpar o anestésico da câmara antes da abertura.
  5. Segure a cauda, o escroto ou o corpo do animal anestesiado, e remova-o suavemente da câmara.
Máscara facial
1. O equipamento inclui um cone ou máscara de nariz de roedor, um vaporizador de precisão, uma unidade de limpeza de gás residuais (passiva ou ativa), e um anestésico líquido (isoflurano, sevoflurano ou desflurano, conforme determinado pelo tipo de vaporizador em uso).
2. Preparação
  1. Monte o cone do nariz ou máscara de tal forma que a entrada seja do vaporizador, e a saída é para o sistema de limpeza de gás de resíduo.
  2. As máquinas anestésicos de roedores geralmente têm um alternador para mudar a entrega de vapor anestésico da câmara de indução para o cone ou máscara do nariz do roedor. Certifique-se de que está devidamente configurado para a entrega anestésico do cone do nariz.
3. Indução
  1. Como os gases anestésicos têm um cheiro desagradável, muitos animais se oporão a serem mascarados por indução. O método preferido é usar a caixa de indução seguida de manutenção com o cone do nariz. Uma vez que o nariz ou rosto do animal esteja firmemente na máscara, o fluxo de oxigênio é iniciado e o vaporizador de precisão é ligado a um nível de indução de 5 para isoflurane. Níveis mais baixos de entrega de anestésicos resultarão em um tempo de indução mais longo e um aumento na luta do animal.
  2. É imprescindível que o animal seja monitorado para respiração, pois uma compreensão muito firme durante a indução pode resultar em asfixia.
  3. Assim que o animal começa a relaxar, o nariz ou a face podem ser ajustados no cone ou máscara do nariz, e a entrega anestésico é reduzida a um nível de manutenção de 1,5-0,5 para isoflurano uma vez que o relaxamento completo é alcançado.

2. Indução de anestesia usando anestésicos injetáveis

Anestésicos injetáveis são principalmente uma mistura de cetamina e sedativos ou relaxantes musculares.

As combinações comuns são: 1) Coquetel de roedores, que consiste em cetamina (100 mg/ml), xilazina (20 mg/ml), acepromazina (10 mg/ml) e soro fisiológico estéril (0,9% NaCl); 2) cetamina/xilazina 2:1, que consiste em cetamina (100 mg/ml), xilazina (20 mg/ml) e soro fisiológico estéril (0,9% NaCl); e 3) ketamina/xilazina Mouse Mix, que consiste em cetamina (100 mg/ml), xilazina (20 mg/ml) e soro fisiológico estéril (0,9% NaCl). Ao usar o combo cetamina/xilazina, o reforço só deve ser feito com cetamina, não xilazina, devido à meia-vida dessas drogas.

A combinação de cetamina com sedativos e/ou relaxantes musculares precisa ser preparada como uma solução de estoque a partir da qual doses individuais podem ser extraídas. Os agentes devem ser precisamente medidos e diluídos com soro fisiológico estéril para garantir que as doses adequadas sejam administradas aos animais. Como a cetamina é uma substância controlada, a quantidade usada das garrafas deve ser notada em um "Registro controlado de drogas", e as misturas devem ter "Troncos de Substâncias Controladas" individuais. Ao preparar misturas, adicione a cetamina lentamente à garrafa, pois tende a espumar se injetada com força. Uma garrafa estéril de 20 ml é usada para a mistura. As garrafas devem ser devidamente rotuladas com o nome dos compostos, a data mista, a data de validade, o número do lote de cetamina (por ser uma substância controlada) e a dosagem sugerida. A data de validade pode ser determinada até a data do que o ingrediente expira (depende das regras/diretrizes da instalação/estado). Para um registro preciso de cetamina, tanto a garrafa vazia quanto a garrafa cheia devem ser pesadas. Em seguida, os pesos devem ser registrados no rótulo da mistura e na folha de registro de substâncias controladas individual que é preparada para cada garrafa. Armazene misturas de cetamina em uma área escura e controlada pela temperatura para manter a potência.

Preparação do Coquetel de Roedores
1. O equipamento para preparação da solução anestésico inclui seringas de 3 cc, uma seringa de 12 cc, Agulhas de 22 g x 1", 1,8 cc de cetamina injetável 100 mg/ml, 1,8 cc de xylazina injetável 20 mg/ml, 0,6 cc de acepromazina injetável 10 mg/ml, 15,8 cc de soro fisiológico estéril para injeção e um rótulo anestésico.
2. Elas desenhe 15,8 cc de soro fisiológico e injete na garrafa. Use a seringa de 12 cc e uma seringa de 3 cc e elimine bolhas de ar para medições precisas.
3. Adicione a cetamina, xilazina e acepromazina à garrafa.
Indução do Coquetel de Roedores
1. Em geral, o Coquetel de Roedores é usado para anestesia de rato. Devido à variação em resposta ao Coquetel de Roedores em ratos adultos, é melhor usado em ratos com menos de 5 semanas de idade. O Coquetel de Roedores pode ser usado em conjunto com anestesia de inalação, especialmente em ratos.
2. O Coquetel de Roedores é geralmente dado aos camundongos de acordo com o peso, usando o seguinte cálculo: (BW x 10) - 50 = microliters Rodent Cocktail a ser dado. Isso vai variar de acordo com a tensão, idade e estado de saúde.
3. Esta solução só é dada intraperitonealmente. Se injetado intramuscularmente, pode haver uma reação severa no tecido.
Preparação de cetamina/xilazina 2:1
1. O equipamento para a preparação da solução anestésico inclui seringas de 3 cc, agulhas de 22 g x 1", 10 cc de ketamina injetável 100 mg/ml, 5 cc de xylazina injetável 20 mg/ml, uma garrafa de 20 ml estéril e um rótulo anestésico.
2. Adicione a cetamina e xilazina à garrafa.
Indução
1. A cetamina/xilazina 2:1 é usada para anestesia para ratos, podendo ser usada em conjunto com anestesia por inalação.
2. A cetamina/xilazina 2:1 é geralmente dada a partir de uma dose de 0,3 cc e aumentada em 0,02 cc com eventos anestésicos subsequentes. Isso vai variar de acordo com a tensão, idade e estado de saúde.
3. A cetamina/xilazina 2:1 só é dada intramuscularmente.
Preparação de ketamina/mistura de rato de xilazina
1. O equipamento Ketamine/xilazine Mouse Mix necessário para a preparação da solução anestéstica inclui seringas de 3 cc, Agulhas de 22 g x 1", 3,6 cc de cetamina injetável 100 mg/ml, 0,4 cc de xylazina injetável 20 mg/ml, salina estéril de 16 cc (0,9% NaCl), uma garrafa estéril de 20 ml e um rótulo anestésico.
2. Adicione a cetamina e xilazina à garrafa, fazendo uma solução 9:1 de cetamina à xilazina.
3. Adicione o soro fisiológico à garrafa, resultando em uma mistura de 1:4 de cetamina/xilazina 9:1 à solução salina.
Indução de cetamina/mistura de rato de xilazina
1. O ketamina/xilazina mouse Mix também pode ser usado em conjunto com anestesia de inalação.
2. A mistura de rato de cetamina/xilazina é geralmente dada aos camundongos de acordo com o peso, usando o seguinte cálculo: (BW x 10) - 50 = microliters ketamina/xilazine Mouse Mix a ser dado. Isso vai variar de acordo com a tensão, idade e estado de saúde.
3. A mistura de rato de cetamina/xilazina pode ser dada intraperitoneally.

3. Avaliação da anestesia

A profundidade anestésico pode ser avaliada testando a resposta a vários estímulos. O movimento voluntário resultará de estímulos físicos do corpo. Consulte a Tabela 1 para obter uma lista de métodos físicos utilizados para avaliação de profundidade anestésica.

Método	Procedimento	Resposta
Beliscão do dedo do dedo do	Estenda a perna e isole a teia entre os dedos dos pés. Esta área é firmemente beliscada usando as unhas ou fórceps atraumáticas.	Um reflexo positivo é indicado pela retração da perna ou pela retirada do pé. O animal não está em um plano cirúrgico de anestesia se houver movimento de perna ou corpo, vocalização ou aumento acentuado de respirações.
Pinça de cauda	A ponta da cauda é beliscada usando os dedos ou fórceps atraumáticas.	Uma reação positiva é indicada por contração ou movimento da cauda. O animal não está em um plano cirúrgico de anestesia se houver movimento da cauda, vocalização ou aumento acentuado das respirações.
Beliscão de ouvido	Usando os dedos ou fórceps atrauáticos, aperte a ponta do pinna.	Uma reação positiva é balançar a cabeça ou o movimento dos bigodes para a frente. Se houver movimento da cabeça, bigodes, vocalização ou aumento acentuado das respirações, o animal não está em um plano cirúrgico de anestesia.
Reflexo palpebral	Usando uma ponta de dedo, toque no canthus medial (canto interno) do olho.	Um reflexo positivo é indicado por um piscar de olhos em resposta ao toque nas pálpebras. Se houver movimento das pálpebras, bigodes ou aumento acentuado das respirações, o animal não está em um plano cirúrgico de anestesia.
Reflexo corneal	Usando um aplicador de ponta de algodão, toque suavemente na córnea (globo ocular).	Uma resposta positiva é indicada por um piscar de olhos. Se houver movimento das pálpebras, bigodes ou aumento acentuado das respirações, o animal não está em um plano suficientemente profundo de anestesia cirúrgica.

Mesa 1. Métodos de estímulo físico para avaliar a profundidade anestésico. ²

Também devem ser utilizados indicadores fisiológicos como frequência cardíaca, frequência respiratória, pressão arterial, cor da membrana mucosa e tempo de recarga capilar. Embora observações gerais possam ser úteis para detectar alterações na taxa respiratória dos animais, para utilizar a frequência cardíaca ou pressão arterial para avaliação de profundidade, é necessário equipamento especializado. Se um eletrocardiograma estiver disponível, a taxa e a força dos batimentos cardíacos podem ser medidas. Para medir a pressão arterial, há uma variedade de dispositivos que são instalados sobre a cauda ou mesmo sobre todo o corpo. Os estímulos físicos descritos na Tabela 1 causarão um aumento em todos esses três parâmetros.

A cor das membranas mucosas, olhos, orelhas, boca, nariz, ânus e, em menor grau, as patas e cauda são observadas para mudanças. As áreas devem ser rosadas, indicando respiração adequada e função cardíaca. Quando o animal se move para a anestesia estágio IV, as respirações cessam, resultando em cianose indicada por uma cor azul ou cinza para as membranas mucosas e pele circundante.

O tempo de recarga capilar é definido como a quantidade de tempo necessário para a cor retornar a uma cama capilar externa depois de ter sido branqueada pela aplicação da pressão sobre a área. Um pau aplicador ou um dedo é pressionado sobre as gengivas, pinna ou camas de unha dos animais anestesiados. O número de segundos que leva para a área branca voltar a uma cor rosa não deve ser superior a 1-2 segundos. Um tempo de recarga prolongado sugere uma redução na frequência cardíaca ou força das contrações cardíacas, indicando que o animal pode ser muito profundamente anestesiado e perto da morte.

É importante utilizar vários parâmetros diferentes para avaliar a profundidade anestésica. Usar o mesmo dedo do dedo ou ouvido para pitadas repetidas irá dessensibilizar a área, e a resposta será reprimida e não dará uma avaliação precisa da profundidade anestésico. Use locais alternativos para avaliações de pinça dos dedos e ouvidos. A profundidade anestésico deve ser reavaliada a cada 10-30 minutos durante a cirurgia. ²

Estudos têm demonstrado que há alterações cardiorrespiratórias em um animal anestesiado. Enquanto anestesiados com drogas injetáveis, os animais experimentam uma taxa respiratória estável; no entanto, demonstram variabilidade na produção cardíaca. A resposta aos anestésicos injetáveis tem sido relatada variando muito entre diferentes cepas, portanto é difícil padronizar a dosagem. ⁷ Agentes ininhalantes tendem a diminuir a taxa respiratória, mas têm um impacto menor no sistema cardiovascular. Como a dosagem da anestesia ininhada é facilmente ajustada ao longo da duração do procedimento, muitas vezes é o método preferido.