Name: Channelrhodopsin2 Estimulação Mediated de Potenciais Synaptic em Drosophila Junções Neuromusculares (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-03-16T00:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 12 s
Description: Aprenda a evocar potenciais sinápticos em junções neuromusculares de Drosophila usando estimulação por luz azul com Channelrhodopsin2. Este método oferece uma alternativa acessível e não invasiva para estudos de fisiologia sináptica em laboratórios de pesquisa e ensino.

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Este trabalho foi financiado pelo National Institutes of Health concede RO1GM-33205 e MH-067284 a LC Griffith e por uma bolsa de estudos da Universidade de Verão de pesquisa Brandeis graduação para NJ Hornstein. Experimentos preliminares para esta técnica foram realizados no Laboratório de Biologia Marinha, como parte do 2008 Sistemas Neurais e Comportamento curso de verão (NIMH subvenção: R25 MH059472) de Woods Hole, MA.

Parte 1: o cuidado de animais e cruzes genética <ol><li> Manter-UAS ChR2 e linhas OK371-GAL4 voar em frascos separados contendo media voar padrão 8. </li><li> Coletar virgens de linhas OK371-GAL4 e machos de mosca-UAS ChR2 linhas. </li><li> Coloque os machos e as fêmeas em um frasco contendo media voar padrão misturado com 1 mM all-trans retinal (ATR). ATR alimentos deve ser feita pelo primeiro derretimento media voar regularmente no microondas por 1 minuto ~. Uma vez derretido, deixe esfriar por cerca de 30 segundos a um minuto e depois adicionar 100 l de 100 mM ATR em 100 ETOH% para cada 10 ml de mídia voar. Frascos colocar no gelo e guarde em uma área escura a 4 ° C. </li><li> Deixe-companheiro de moscas e depositam os ovos em uma área escura em 22-25 ° C. </li><li> Aguarde 3-4 dias até 3 larvas são visíveis; nesse ponto, dispor de moscas adultas. </li></ol> Parte 2: setup Rig <ol><li> Anexar qualquer parte do olho 10x dissecar escopo (no nosso caso, da Carl Zeiss Inc., www.zeiss.com, Thornwood, NY), a fonte de luz LED azul com dissipador de calor (Thor laboratórios, www.thorlabs.com, Newton, NJ ). Anexar a base magnética com pós e grampo. Cobrir dissipador de calor com uma blindagem eletricamente aterrado para reduzir o ruído elétrico gerado pela fonte de luz. </li><li> De base local com campo magnético com fonte de luz no ar tabela de eletrofisiologia rig. </li><li> Conectar fonte de luz para o controle de circuito e circuito de controle para conectar fonte de tensão externa (Powerlab 30/04, ADInstruments, www.adinstruments.com, Colorado Springs, CO). </li><li> Dê 1-5 pulsos V para circuito de controle para ativar a luz azul. </li><li> Ajuste base magnética e fonte luz até feixe de luz azul é focada em área a ser ocupada por dissecção larval. </li></ol> Parte 3: Dissection <ol><li> Coloque seis pinos 0,1 milímetros de insetos no chão de um prato Sylgard-alinhado. </li><li> Remover um 3 º larvas a partir da mídia de alimentos e coloque em qualquer plástico Placa de Petri. </li><li> Enxaguar com soro fisiológico larvas para remover alimentos. </li><li> Larvas lugar em dissecar prato perto os pinos puxado e adicionar soro fisiológico para o nível ½. </li><li> Orientar as larvas de modo que você pode ver dois tubos prateados (traquéia) correndo ao longo da superfície dorsal do animal. </li><li> Insira um alfinete grande diretamente na cauda entre os tubos traqueais. Segure as larvas para baixo e colocar um segundo pino grande em sua cabeça, certificando-se de esticar o corpo no sentido longitudinal. </li><li> Fazer uma pequena incisão perto da cauda, ​​e continuá-la até o comprimento do corpo. Certifique-se que a ponta da tesoura são criados de modo a não cortar acidentalmente nervos ventral e / ou músculos da parede do corpo. </li><li> Coloque quatro pinos nos quatro cantos do animal agora midsection aberto. Colocá-las no prato de dissecação, de modo a fillet do animal. Preparação de pinos para fora ensinado. </li><li> Utilizando uma pinça e tesouras, remover vísceras do animal, traquéia e dos órgãos de gordura. </li><li> Lavar a preparação com solução salina. </li><li> Localize os lobos frontais (como visto na Fig. A) e gânglio ventral da prep. </li><li> Usando micro-tesoura, corte cuidadosamente através do gânglio ventral logo atrás dos lobos frontais. </li></ol> Parte 4: gravação muscular e estimulação luz azul <ol><li> Puxar um eletrodo 20/10 μω usando um extrator de eletrodo eletrônico (Sutter Instruments). </li><li> Preencha o eletrodo puxado com 3 M KCl. </li><li> Lugar cheio de eletrodos no suporte do eletrodo e eletrodo manobra com um micromanipulador perto prep larval sob microscópio de dissecação em eletrofisiologia rig. </li><li> Identificar Muscle 6 (M6) em qualquer segmento da parede do corpo (Fig. A). </li><li> Insira cuidadosamente eletrodo em M6 e assistir a hiperpolarização rápida. Potenciais musculares em repouso da membrana deve ser em qualquer lugar de -30 mV a -70 mV. </li><li> Ajuste a luz azul, para que prep dissecados está centrado em feixe de luz. </li><li> Dê 2-10 pulsos de voltagem ms para controlar circuito. Gradativamente aumentar a tensão fornecida ao circuito de controle. Preste atenção para potenciais de junção excitatórios em células musculares (Figura 1B). </li></ol> Resultados representativos: Figura 1A mostra um esquema da configuração de gravação e preparação em filetes. A Figura 1B mostra EJP típico evocado por pulsos curtos de luz. EJP amplitude mostrado é resumida amplitude de dois neurônios motores inervam conhecida por ambos M6. Intensidades mais baixas de luz ativado somente uma unidade de motor (dados não mostrados). <img src="/files/ftp_upload/1133/figure1.png" alt="Figura 1" width="600" height="373" /> Figura 1: Um esquema) General de uma plataforma de gravação intracelular e com LED azul. Cérebro (Br) é removido para inibir a atividade rítmica no gânglio ventral (VG). ChR2 é expressa em neurônios motores usando o sistema GAL4-UAS. B) a gravação de um músculo Intracelular M6. 40 ms pulsos de luz azul (em 127 μW / mm 2) de forma confiável evocam grandes potenciais sinápticos (asteriscos) no M6.

<ol><li>Keshishian, H., Broadie, K., Chiba, A., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+neuromuscular+junction%3A+a+model+system+for+studying+synaptic+development+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The Drosophila neuromuscular junction: a model system for studying synaptic development and function.</a> Annu Rev Neurosci. 19, 545(1996).</li>
<li>Collins, C. A., DiAntonio, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+development%3A+insights+from+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Synaptic development: insights from Drosophila.</a> Curr Opin Neurobiol. 17 (1), 35(2007).</li>
<li>Lagow, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modification+of+a+hydrophobic+layer+by+a+point+mutation+in+syntaxin+1A+regulates+the+rate+of+synaptic+vesicle+fusion%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Modification of a hydrophobic layer by a point mutation in syntaxin 1A regulates the rate of synaptic vesicle fusion.</a> PLoS Biol. 5 (4), e72(2007).</li>
<li>Nagel, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+activation+of+channelrhodopsin-2+in+excitable+cells+of+Caenorhabditis+elegans+triggers+rapid+behavioral+responses%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses.</a> Curr Biol. 15 (24), 2279(2005).</li>
<li>Nagel, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Channelrhodopsin-2%2C+a+directly+light-gated+cation-selective+membrane+channel%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 100 (24), 13940(2003).</li>
<li>Schroll, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-induced+activation+of+distinct+modulatory+neurons+triggers+appetitive+or+aversive+learning+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Light-induced activation of distinct modulatory neurons triggers appetitive or aversive learning in Drosophila larvae.</a> Curr Biol. 16 (17), 1741(2006).</li>
<li>Lin, D. M., Auld, V. J., Goodman, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+neuronal+cell+ablation+in+the+Drosophila+embryo%3A+pathfinding+by+follower+growth+cones+in+the+absence+of+pioneers%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Targeted neuronal cell ablation in the Drosophila embryo: pathfinding by follower growth cones in the absence of pioneers.</a> Neuron. 14 (4), 707(1995).</li>
<li>Ralph Greenspan, <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRalph+Greenspan%2C++%22Fly+Pushing%3A+The+Theory+and+Practice+of+Drosophila+Genetics%2C+2nd+ed%22">Fly Pushing: The Theory and Practice of Drosophila Genetics, 2nd ed</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. (2004).</li>
</ol>

Nós não temos conflitos de interesse de divulgar.

Passos críticos envolvem tanto a dissecção inicial e à entrada das células musculares. Se os nervos são cortados ou músculo está danificado durante a dissecção inicial é difícil continuar o resto do experimento. Durante a dissecção, deve-se ter muito cuidado para dissecar ângulo tesoura para cima, tanto quanto possível durante a incisão dorsal. Durante a segunda etapa crucial, entrando em uma célula muscular, deve-se prestar atenção para uma hiperpolarização passado ~ 30 mV. Valores acima de -30 mV indicam que o eletrod...

<table><tbody><tr><td>Sylgard</td><td>Ellsworth Adhesives</td><td>4019862</td><td>&lt;a href="http://www.ellsworth.com" target="_blank"&gt;www.ellsworth.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Pinos Minutens</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10</td><td>&lt;a href="http://www.finescience.com" target="_blank"&gt;www.finescience.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Bandeja para Dissecação</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.fishersci.com" target="_blank"&gt;www.fishersci.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Amplificador Intracelular Neuroprobe e Estágio de Cabeça</td><td>A-M Systems</td><td>680100</td><td>&lt;a href="http://www.a-msystems.com" target="_blank"&gt;www.a-msystems.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/corporate/product/ML866/" target="_blank"&gt;Sistema de Aquisição de Dados Powerlab 4/30&lt;/a&gt;</td><td><a href="http://www.adinstruments.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td></td><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com" target="_blank"&gt;www.adinstruments.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Estimulador Grass</td><td>Grass Technologies</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.grasstechnologies.com" target="_blank"&gt;www.grasstechnologies.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Computador de Mesa</td><td>Dell</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.dell.com" target="_blank"&gt;www.dell.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Lupa Estereoscópica</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.leica-microsystems.com" target="_blank"&gt;www.leica-microsystems.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Fonte de Luz</td><td>Dolan-Jenner Industries</td><td>41446-062</td><td>&lt;a href="http://www.dolan-jenner.com" target="_blank"&gt;www.dolan-jenner.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Meio para Moscas</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Retinal All-Trans</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>116-31-4</td><td>&lt;a href="http://www.sigmaaldrich.com" target="_blank"&gt;www.sigmaaldrich.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;OK-371 Gal4&lt;/em&gt; Moscas</td><td>Centro de Estoque Bloomington</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;UAS-ChR2&lt;/em&gt; Moscas</td><td>Laboratório Fiala, Laboratório Griffith</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Circuito do Controlador de LED</td><td>Construído no laboratório Griffith</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.ledsupply.com" target="_blank"&gt;http://www.ledsupply.com&lt;/a&gt;&lt;br/&gt;&lt;a href="http://www.futureelectronics.com" target="_blank"&gt;http://www.futureelectronics.com&lt;/a&gt;&lt;br/&gt;Composto por: &lt;br/&gt;1. Buck Puck de 200 mA&lt;br/&gt;2. LED Azul&lt;br/&gt;3. Fio isolado&lt;br/&gt;4. Placa de prototipagem de circuitos&lt;br/&gt;</td></tr><tr><td>Dissipador de Calor para LED</td><td>Thorlabs Inc.</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.thorlabs.com/" target="_blank"&gt;http://www.thorlabs.com/&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Mesa Antivibratória</td><td>TMC</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.techmfg.com/products/accessories/intro3.html" target="_blank"&gt;http://www.techmfg.com/products/accessories/intro3.html&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Gaiola de Faraday</td><td>Construída no laboratório Griffith</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro-Manipulador Leica Leitz M</td><td>Leica Microsystems</td><td>ACS01</td><td>&lt;a href="http://www.leica-microsystems.com" target="_blank"&gt;www.leica-microsystems.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Suporte para Eletrodo</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.axon.com" target="_blank"&gt;www.axon.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Vidro Borossilicato</td><td>FHC, Inc.</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.fh-co.com/p14-15.pdf" target="_blank"&gt;www.fh-co.com/p14-15.pdf&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Puxador de Eletrodos</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.sutter.com" target="_blank"&gt;www.sutter.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Solução Salina HL 3,1 com 0,8 mM Ca2+</td><td></td><td></td><td>Composição (mM):&lt;br/&gt; NaCl:70 KCl:5 CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;: 0,8&lt;br/&gt; MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;:4 Sacarose:115&lt;br/&gt;NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;: 10 Trehalose: 5 HEPES</td></tr><tr><td>Ferramentas de Microdissecação</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.finescience.com" target="_blank"&gt;www.finescience.com&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

channelrhodopsin2 estimulação mediated de potenciais synaptic em drosophila junções neuromusculares

Channelrhodopsin2 Mediated Stimulation of Synaptic Potentials at Drosophila Neuromuscular Junctions

O<em&gt; Drosophila</em&gt; Larval preparação neuromuscular tem provado ser uma ferramenta útil para estudar a fisiologia sináptica<sup&gt; 1,2,3</sup&gt;. Atualmente, o único meio disponível para evocar potenciais excitatórios juncional (EJPs) nesta preparação envolve o uso de eletrodos de sucção. Em ambas as pesquisas e laboratórios de ensino, os alunos muitas vezes têm dificuldade em manobrar e manipular este tipo de eletrodo estimulante. No presente trabalho, mostramos como remotamente estimular potenciais sinápticos no MNJ larval sem o uso de eletrodos de sucção. Expressando channelrhodopsin2 (ChR2)<sup&gt; 4,5,6</sup&gt; Em<em&gt; Drosophila</em&gt; Neurônios motores usando o<em&gt; GAL4-UAS</emSistema&gt;<sup&gt; 7</sup&gt;, E fazendo pequenas alterações a uma plataforma de eletrofisiologia básica, fomos capazes de evocar de forma confiável EJPs com pulsos de luz azul. Esta técnica pode ser de uso particular em laboratórios de ensino onde alunos neurofisiologia tempo de prática equipamento e os recursos são limitados.

Este procedimento utiliza um canal activado pela luz azul de algas e células específicas de ferramentas de expressão genética para evocar potenciais sinápticos com pulsos de luz na junção neuromuscular (MNJ), em<em&gt; Drosophila</emLarvas&gt;. Esta técnica é um barato e fácil de usar alternativas ao estímulo de sucção do eletrodo para estudos de fisiologia sináptica em pesquisa e laboratórios de ensino.

Channelrhodopsin2 Estimulação Mediated de Potenciais Synaptic em Drosophila Junções Neuromusculares

A preparação neuromuscular larval de Drosophila provou ser uma ferramenta útil para o estudo da fisiologia sináptica1,2,3. Atualmente, o único meio disponível...

Este procedimento começa com o cultivo de drosófila. Terceiras larvas de instar com o genótipo apropriado são criadas em meio contendo todo o trans-retinol. Cada larva é fixada pela cabeça e pela cauda.Em seguida, aplanar a FLA. O cérebro e os nervos posteriores são então cortados para interromper a atividade motora rítmica. A seguir, a fonte de luz LED azul com caixa de controle é ajustada e focalizada na preparação.Por fim, utilize um eletrodo afiado para penetrar o músculo seis. Em seguida, aplique pulsos de luz com uma fonte de voltagem. Olá, sou Nicholas Marstein do laboratório da Dra. Leslie Griffith, do Departamento de Biologia da Universidade Brandeis.Olá, sou Stefan Pulver, também do Laboratório Griffith. Hoje vamos mostrar a vocês o procedimento para evocar potenciais sinápticos com canal ausente do tipo dois na junção neuromuscular da larva de drosófila. Utilizamos este procedimento em nosso laboratório para estudar a fisiologia sináptica e a drosófila.Também utilizamos isso para ensinar fisiologia sináptica e laboratórios didáticos. Então, vamos começar. Para iniciar este protocolo, mantenha as linhagens de moscas UAS channel redsin dois e OK, 3 7, 1 gal quatro em frasc

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Biologia

Aqui nós descrevemos métodos eletrofisiológicos para medir a transmissão sináptica na junção neuromuscular de larva Drosophila. Liberação evocada é iniciado artificialmente estimulando os axônios do neurônio motor ea transmissão através do MNJ pode ser medida pela resposta pós-sináptica evocado no músculo.

Métodos eletrofisiológicos de gravação Potenciais Synaptic do MNJ de larvas de Drosophila

Este vídeo demonstra a técnica para registrar correntes sinápticas de um botão sináptico na junção neuromuscular da larva de Drosophila. Esta técnica permite monitorar a atividade de um único botão sináptico, o que é importante para o estudo de linhas de mosca mutantes com atividade sináptica espontânea ou assíncrona aumentada.

Registrando correntes sinápticas na junção neuromuscular larval de Drosophila

Aqui nós descrevemos um protocolo para manipulação optogenetic de atividade motoneurônio enquanto monitora mudanças na saída do motor (contração muscular) em...

Optogenetic Perturbação da atividade neural com Iluminação Laser no Semi-intacta<em&gt; Drosophila</em&gt; As larvas in Motion

Os microeletrodos afiados permitem a caracterização eletrofisiológica precisa da saída de fotorreceptores e interneurônios visuais em Drosophila viva. Aqui, mostramos como usar esse método para registrar respostas de voltagem de alta qualidade de células individuais à estimulação de luz controlada. Este método é ideal para estudar o processamento de informações neurais em olhos compostos de insetos.

Método eletrofisiológico para respostas gravação intracelular de tensão<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorreceptores e Interneurônios à luz Estímulos<em&gt; In Vivo</em

As gravações de células inteiras dos fotorreceptores Drosophila melanogaster permitem a medição de solavancos escuros espontâneos, colisões quânticas, respostas macroscópicas à luz e relações tensão-tensão em várias condições. Em combinação com as ferramentas de manipulação genética de D. melanogaster , este método permite o estudo da via de sinalização inositol-lipídico ubíqua e seu alvo, o canal TRP.

Método eletrofisiológico para gravações de tensão de célula inteira de<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorreceptores

Correntes sinápticas podem ser gravadas focally de boutons sinápticas visualizados na drosófila terceiro ínstar larvas junção neuromuscular. Esta técnica permite monitorar a atividade de um único bouton sináptica.

Macropatch focal gravações das correntes sinápticas da junção Neuromuscular Larval da drosófila

Este artigo apresenta um método para testar as monosynaptic conexões entre neurônios empregando tetrodotoxina e o canal de sódio tetrodotoxina-resistente, NaChBac.

Examinando Monosynaptic conexões em drosófila usando os canais de sódio tetrodotoxina resistente

Vesícula sináptica (SV) ciclismo é o mecanismo de núcleo de comunicação intercelular em sinapses neuronais. Liberação e absorção de corante de FM são o principal meio de análise quantitativa do SV endo e exocitose. Aqui, nós comparamos todos os métodos de estimulação para conduzir FM1-43 ciclismo da sinapse de modelo de junção neuromuscular (JNM) de Drosophila .

Tintura de FM ciclismo a sinapse: comparando a despolarização de potássio alto, elétrica e Channelrhodopsin estimulação

O mapeamento de circuitoassistido pela canaldopsina (CRACM) é uma técnica de precisão para o mapeamento funcional de projeções neuronais de longo alcance entre grupos anatomicamente e/ou geneticamente identificados de neurônios. Aqui, descrevemos como utilizar o CRACM para mapear conexões cérebros auditivas, incluindo o uso de uma opsina de mudança vermelha, ChrimsonR.

Mapeamento de circuito assistido pela canaldopsina de longo alcance de neurônios de coláculo inferior com canaldopsinas de mudança azul e vermelha

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Métodos Eletrofisiológicos para Medir Níveis de Fotopigment em Fotorreceptores de Drosophila

Este protocolo avalia a atividade sináptica funcional entre parceiros neuronais definidos in vivo no sistema nervoso central das larvas de Drosophila melanogaster , utilizando ferramentas geneticamente codificadas. Estimulação optogenética mediada por CsChrimson de neurônios sensoriais cIVda pré-sinápticos induz fotoconversão dependente de cálcio do CaMPARI em interneurônios pós-sinápticos da Bacia-4.

Caracterização funcional de parceiros pré e pós-sinápticos individuais no sistema nervoso central larvar de Drosophila usando CaMPARI

Aprenda a evocar potenciais sinápticos em junções neuromusculares de Drosophila usando estimulação por luz azul com Channelrhodopsin2. Este método oferece uma alternativa acessível e não invasiva para estudos de fisiologia sináptica em laboratórios de pesquisa e ensino.

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