Name: Determinação tecido Usando o Transplante Cap Animal (ACT) em Ensaio Xenopus laevis /em (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-05-16T17:00:00.000+00:00
Duration: 11 min
Description: Aprenda a usar o ensaio de transplante de capa animal em Xenopus laevis para estudar determinação tecidual. Este método permite analisar como produtos gênicos especificam o destino celular na derme primitiva.

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Este trabalho foi financiado por doações da Pesquisa para prevenir a cegueira (prémios de carreira para o Desenvolvimento MEZ e ASV e uma subvenção de irrestrito ao Departamento de Oftalmologia), o E. Matilda Zeigler Foundation (MEZ e ASV) e do National Eye Institute / NIH (MEZ , subvenções e R01EY015748 R01EY017964).

Parte I. Set-up para o ensaio ACT <ol><li> Gerar RNA tampado para injeção, como sugerido pelo fabricante, usando seus fenol: clorofórmio método de purificação (por exemplo, mMessage mMachine Kit; Applied Biosystems / Ambion, Austin, TX). RNA que codifica uma proteína fluorescente é utilizado como marcador. Transcrevemos ou proteína fluorescente amarela (YFP) ou mCherry 5 cDNA, que está em um vetor de expressão pCS2 +. </li><li> Puxe tubos de vidro de borosilicato capilar para formar dicas de vidro cônico utilizando um extrator micropipeta. Usamos Sutter Micropipeta Puller, P-97 (Sutter Instruments, Inc., Novato, CA), como descrito anteriormente 6. </li><li> Faça soluções estéreis na Tabela 1 a partir de um 10 X Marc Modificado Ringer (MMR) solução estoque (10 mM MgCl 2, 20 mM KCl, 20 mM CaCl 2, 50 HEPES mM; 1 M NaCl; ajustado para pH 7,5, autoclavado e armazenado a RT). </li><li> Isolar os testículos de um sapo macho e armazenar o tecido a 4 ° C em uma solução estéril de 1X MMR / gentamicina (50 mcg / ml de sulfato de gentamicina; BioWhittaker, Cat # 17-518Z). Isto pode ser feito até uma semana antes do início do experimento, mas é perde a sua eficácia ao longo do tempo. </li><li> Solução de postura (1X: 150 mM NaCl, 2,62 mM KCl, 0,8 mM Na 2 HPO 4, 20 mM Trizma base, 2,62 mM NaHCO 3 e 2,75 mM MgSO 4, ajustada para pH 7,6) pode ser feita como um estoque de 8X, o que pode ser armazenado a 4 ° C por até duas semanas. Nota: cuidado com a contaminação nesta solução, pois isso afetará a qualidade de seus ovos. </li><li> Gerar placas de injeção. Para fazer isso, derreta agarose 1% em 0.4X MMR no microondas, adicione ~ 6 mL de solução de agarose derretida em 60 placas mm, gentilmente unroll um molde de elastômero (Figura 1) no topo da solução para evitar bolhas e deixe esfriar por cerca de 20 minutos em temperatura ambiente. Para determinar o número necessário, considerar o número de condições experimentais (por exemplo, 1, YFP, 2, YFP Noggin +) eo número de embriões transplantados anfitrião necessário. Para nossos experimentos, nós geramos pelo menos 20 embriões anfitrião transplantadas para cada condição experimental. Em 18-19 ° C, os embriões serão no estádio de 15 para cerca de uma hora. Se demorar uma hora para realizar 20 transplantes, em seguida, dois momentos de fertilização são necessários, assumindo os embriões anfitrião aceitar todos os transplantes. Portanto, quatro pratos de injeção serão necessários (2 x 2 condições exp momentos de fertilização = 4). Armazenar as placas a 4 ° C por até uma semana. </li><li> Gerar placas de isolamento usando boné de agarose 1% + 0.7X MMR com moldes como para a placa de injeção. Faça o mesmo número de isolamento cap como placas de injeção de mais um ponto extra por tempo de fertilização (4 + 2 pontos de tempo de fertilização = 6). </li><li> Injetar fêmeas com 500 unidades gonadotrofina coriônica humana no final do dia, no dia anterior microinjeção. Fêmeas loja em 16-18 ° C durante a noite. </li></ol> Parte II. RNA microinjeção de embriões Xenopus laevis A. Preparação para a microinjeção <ol><li> Retire do sexo feminino hormonalmente induzido e colocá-los em tanques individuais contendo solução de 1X postura (ELS). Nota: nós não usamos ovos que foram na ELS mais de duas horas como a qualidade dos ovos é reduzida. Portanto, cerca de uma hora antes da fertilização in vitro, descartamos todos os ovos do tanque de modo que apenas ovos recém estabelecidos são coletados. </li><li> Prepare a agulha para a microinjeção cortando fora a ponta para obter um diâmetro de 25-35 mM. Coloque a agulha na picoinjector e calibrá-lo para que ele dispensa 10 nL por injeção. </li><li> Definir uma incubadora a 14 ° C. </li><li> Uma vez que as fêmeas colocaram ovos por cerca de uma hora, retire os ovos do tanque usando uma pipeta e colocá-los em 60 milímetros pratos de Petri. Remover o ELS muito com os ovos quanto possível e substituí-1X MMR. Os ovos podem ser fertilizados imediatamente ou permanecer no MMR 1X por até uma hora. Para o ensaio de transplante, é melhor para fertilizar dois pratos, 80% de sua capacidade de uma única camada de ovos em até três lotes separados em cerca de 11 horas da manhã, meio-dia e 01:00. Após a injeção, eles serão colocados a 14 ° C para que possam crescer para os estágios desejado para o isolamento da tampa (estágio 8,5-9) e transplante (estágio 15; consulte a Parte I, n º 6 acima). </li><li> Para verificar a qualidade dos testículos, realizamos uma fertilização da manhã (~ 08:00), o que nos permite extrair os testículos de outro macho, se o esperma do primeiro não é viável. Nota: nós homogeneizar ~ 0,25 testículos em 1 mL 1X MMR e adicionar cerca de 5 a 7 gotas por placa de oócitos. </li><li> In vitro fertilizar os ovos com testículos homogeneizado e, uma hora depois, remova a camada de geléia sobre os ovos com geléia de-solução (164μl 1M TDT + 10 ml 1M Tris, pH 8,8 até 50 mL de água NanoPure autoclavado). Espere até que eles atinjam duas células estágio para começar a classificação, que leva cerca de 2 horas a 18 horas ou 1,5 ° C em temperatura ambiente (22 ° C). </li><li> Usando uma transfer pipeta, os embriões tipo uniformemente pigmentada e uniformemente dividindo, como mostrado no cap animais deixados na Figura 3, no poço de um prato cheio de injeção 0.4X MMR Ficoll + 6%. </li></ol> Microinjeção B. <ol><li> Estiramento Parafilm por cima de uma tampa 60 milímetros placa de Petri. Pipetar 2 mL da sua amostra de RNA primeiro para o Parafilm e aspirado usando o PLI-100 para preencher sua agulha de injeção. Certifique-se de verificar se a agulha é ainda dispensar 10 nL de amostra antes de iniciar a injeção. </li><li> Injetar 20-30 embriões duas células-stage (ambos blastômeros) com 500 pg YFP RNA em um prato e seu gene de interesse (por exemplo, 20 pg Noggin RNA), mais RNA YFP no outro prato 7. </li><li> Coloque 100-200 não injetados embriões por ponto de tempo em um outro prato de injeção com a solução de Ficoll. Movê-los dentro e fora da incubadora, ao mesmo tempo como os embriões injetados. Estes são os hosts para ser usado na Parte IV. </li><li> Após a injeção, incubar todos os embriões de 14 ° C durante a noite. Repita o procedimento para todos os momentos. </li></ol> Parte III. Isolar as tampas de animais a partir de embriões injetados <ol><li> Chegar no início da manhã para a fase de embriões. O ponto mais tempo deve ser a etapa 9. Remover aqueles que não sobreviveram. Prosseguir com os passos seguintes a trabalhar com cada momento em lotes. </li><li> Decantar a solução de Ficoll de cada prato e adicione MMR volta 0.7X / solução gentamicina. A um prato de isolamento da tampa, adicione uma generosa quantidade de 0.7X solução MMR / gentamicina. Desalojar embriões de seus poços de injeção prato utilizando uma pipeta e coloque no prato recém-preparados tampa de isolamento. </li><li> Isolar tampas animal em 0.7X MMR solução de gentamicina +, mantendo-se 2 ou 3 embriões intactos para o estadiamento. Ou o Gastromaster, equipado com uma ponta amarela dobrado para 400 m, ou um par de pinças afiadas número 5 pode ser usado. </li><li> Coloque as tampas de volta em 14 ° C incubadora até o dia seguinte. Os embriões host devem ser retirados da incubadora, ao mesmo tempo como as tampas para mantê-los no mesmo estágio de desenvolvimento como o tecido do doador. </li></ol> Parte IV. Transplante de tampas em flanco <ol><li> Retire as tampas e os embriões do primeiro ponto temporal a partir do 14 ° C incubadora e estágio dos embriões. De classificação para uniforme amarelo ou vermelho fluorescente-positivos bonés, dependendo da injetado marcador (Figura 2). </li><li> Contar o número de tampas e remover o dobro do número de estágio 13/12 embriões para um prato de injeção preparados na hora com 0.7X MMR / solução gentamicina. Com uma pinça afiada # 5, remover a membrana vitelina de cada um. Transferi-los para o prato com as tampas, mas tenha cuidado. Sem suas membranas vitelínico, os embriões podem rapidamente se dissociam na superfície da água. </li><li> Usando o gastromaster (ponta amarela, fio 200-250μm dobrado, configuração mais alta) ou # 5 fórceps, remover um 200 mM quadrado do lado do embrião em estágio 14-15 (Figura 3). Em seguida, corte uma tampa no meio (com o gastromaster ou o # 5 fórceps) e colocar o tecido no buraco feito no embrião hospedeiro. Gire o embrião contra o bem para permitir a cicatrização. Faça isso para embriões como muitos como você pode, enquanto eles estão na fase 15. Repita o procedimento para todos os momentos. </li><li> O embrião heal geralmente dentro de 30 minutos. Remove as células mortas (branco) com um movimento suave escovação com uma pinça # 5. Cultivá-las a 18 ° C durante a noite. </li><li> Sob o microscópio de fluorescência de dissecação, os embriões tipo fluorescente com marcado com tecido, transplantado. Colocá-los de volta a 18 ° C a crescer até o estágio 42-43. </li><li> Anestesiar os animais em tricaina. Neste ponto, você pode tirar fotos sob um microscópio de fluorescência de dissecação. Depois de terminar, reparo, seção e immunostain ou executar hibridização in situ utilizando marcadores para o seu tecido de interesse. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1932/1932fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Projeto de Plexiglass para a fundição do molde de elastômero usado para fazer pratos segurando embrião. A 38 x 38 mm quadrado redondo pontas (~ 5 mm de profundidade) foi derrotado fora de um pedaço de Plexiglass que é quadrado 50 x 50 mm e 25 mm de espessura. Circular, poços espaçados (1,5 mm de diâmetro) foram perfurados 1 mm de espessura no plástico. Para fazer o molde de elastômero para os pratos microinjeção, nós derramou elastômero Sylgard no Plexiglass e permitiu que a solidificar, conforme instruções do fabricante. Este molde de elastômero é utilizado para fazer a injeção e as placas de isolamento cap. <img src="/files/ftp_upload/1932/1932fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Cap animais triagem antes do transplante é importante, como expressão pode variar. Cap animais à esquerda expressa mCherry uniformemente em todo o tecido enquanto o explante na direita tem expressão irregular e serão descartados. <img src="/files/ftp_upload/1932/1932fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. A tadp anfitriãoole desenvolveu uma estrutura de olhos, como no seu flanco a partir de células transplantadas cap animal. fluorescentes Uma imagem foi sobreposta na imagem de campo claro.

<ol><li>Smith, W. C., Harland, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+cloning+of+noggin%2C+a+new+dorsalizing+factor+localized+to+the+Spemann+organizer+in+Xenopus+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Expression cloning of noggin, a new dorsalizing factor localized to the Spemann organizer in Xenopus embryos.</a> Cell. 70, 829-840 (1992).</li>
<li>Lamb, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+induction+by+the+secreted+polypeptide+noggin%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Neural induction by the secreted polypeptide noggin.</a> Science. 262, 713-718 (1993).</li>
<li>Green, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+Methods+in+Developmental+Biology%3A+Xenopus+%26+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Molecular Methods in Developmental Biology: Xenopus & Zebrafish.</a> Methods in Developmental Biology. , Humana Press. Towata, N.J. (1999).</li>
<li>Viczian, A. S., Solessio, E. C., Lyou, Y., Zuber, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+functional+eyes+from+pluripotent+cells%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Generation of functional eyes from pluripotent cells.</a> PLoS Biol. 7, e1000174-e1000174 (2009).</li>
<li>Shaner, N. C., Steinbach, P. A., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+guide+to+choosing+fluorescent+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">A guide to choosing fluorescent proteins.</a> Nat Methods. 2, 905-909 (2005).</li>
<li>Brown, A. L., Johnson, B. E., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Making+patch-pipettes+and+sharp+electrodes+with+a+programmable+puller%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Making patch-pipettes and sharp electrodes with a programmable puller.</a> J Vis Exp. , (2008).</li>
<li>Lan, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noggin+Elicits+Retinal+Fate+in+Xenopus+Animal+Cap+Embryonic+Stem+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Noggin Elicits Retinal Fate in Xenopus Animal Cap Embryonic Stem Cells.</a> Stem Cells. , (2009).</li>
</ol>

Neste vídeo, demonstramos a nossa versão de técnicas clássicas utilizadas por biólogos Xenopus, que reorganizados para criar o animal ensaio transplante cap. À temperatura ambiente, os embriões Xenopus desenvolver muito rapidamente através de estágios 9 e 15. Colocando-os a 14 ° C, o desenvolvimento do embrião é lento e transplantes muito mais pode ser realizado em um experimento. Se for necessário para crescer os embriões para estágios mais velhos (&gt; 42/43), então recomendamos o uso de animais tran...

<table><tbody><tr><td>Kit mMessage mMachine SP6</td><td>Applied Biosystems</td><td>AM1340</td><td></td></tr><tr><td>Tubos capilares de borossilicato (1,0 mm de diâmetro externo x 0,5 mm de diâmetro interno)</td><td>FHC, Inc.</td><td>27-30-1</td><td></td></tr><tr><td>Puxador de micropipetas Sutter</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de gentamicina [50 mg/ml]</td><td>Fisher Scientific</td><td>BW17-528Z</td><td></td></tr><tr><td>Kit Sylgard/elastômero 1,1 lb</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9644388</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri de poliestireno 60 x 15 mm</td><td>USA Scientific, Inc.</td><td>8609-0160</td><td></td></tr><tr><td>gonadotrofina coriônica humana</td><td>Intervet Inc.</td><td>22219</td><td></td></tr><tr><td>Sistemas de microinjeção Pico-Injector</td><td>Harvard Apparatus</td><td>650003</td><td></td></tr><tr><td>Incubadora Torrey Pines Scientific ECHOtherm</td><td>Fisher Scientific</td><td>11-680-21</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta de transferência</td><td>Krackeler Scientific, Inc.</td><td>6290-20635A</td><td></td></tr><tr><td>Pinça Dumostar nº 5</td><td>Fisher Scientific</td><td>11295-10</td><td></td></tr></tbody></table>

determinação tecido usando o transplante cap animal (act) em ensaio xenopus laevis</em

Tissue Determination Using the Animal Cap Transplant (ACT) Assay in Xenopus laevis

Muitas proteínas desempenham um duplo papel no desenvolvimento embrionário. Aqueles que regulam a determinação destino celular em um determinado tecido também pode afetar o desenvolvimento de uma região maior do embrião. Isso faz com que definir seu papel em um tecido especial difíceis de analisar. Por exemplo,<em&gt; Noggin</em&gt; Superexpressão em<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Embriões provoca a expansão de toda a região anterior, incluindo o olho<sup&gt; 1,2</sup&gt;. A partir deste resultado, não se sabe se Noggin desempenha um papel direto na determinação olho ou que, causando uma expansão do tecido neural, Noggin indiretamente afeta a formação do olho. Tendo este fenótipo complexo faz estudar o seu papel específico olho na determinação destino celular difícil de analisar. Temos desenvolvido um ensaio que supera este problema. Aproveitando-se da natureza pluripotentes da<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Animal cap<sup&gt; 3</sup&gt;, Temos desenvolvido um ensaio para testar a capacidade do produto gene (s), como<em&gt; Noggin</em&gt; Ou o olho fatores de transcrição de campo (EFTFs), para transformar as tampas em tecido especial ou tipos de células através do transplante desse tecido para o lado do embrião<sup&gt; 4</sup&gt;. Embora tenhamos encontrado um ou outro tratamento de proteína Noggin ou um conjunto de fatores de transcrição pode determinar o destino de células da retina em tampas de animal, este procedimento poderia ser usado para identificar produto do gene (s) envolvidos na especificação outros tecidos também.

Superexpressão de genes animais tampas de produto (s) são transplantadas para o flanco de desenvolver<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Embriões, a fim de estabelecer se o tecido é determinada.

Determinação tecido Usando o Transplante Cap Animal (ACT) em Ensaio Xenopus laevis</em

Muitas proteínas desempenham um papel duplo no desenvolvimento embrionário. Aquelas que regulam a determinação do destino celular em um tecido específico também podem afetar o desenvolvimento...

O objetivo geral do ensaio de CT é testar se um gene ou genes de interesse podem especificar a derme primitiva para um destino celular particular. O procedimento começa com a superexpressão inicial dos RNAs codificadores de um gene repórter fluorescente e do gene ou genes de interesse em embriões em desenvolvimento de XUS lavis. A próxima etapa é dissecar o capuz animal ou o odum primitivo que expressa os RNAs superexpressos e cultivá-los até a fase 15.O terceiro passo do procedimento é remover o tecido no flanco de um embrião hospedeiro na fase 15. O passo final é transplantar metade do tecido do capuz animal do doador para o flanco do embrião hospedeiro e cultivar o hospedeiro até a fase 42 a 43. Os resultados mostram a formação de tecidos ectópicos, como estruturas semelhantes a olhos, por meio de seccionamento e imunomarcação para marcadores específicos de tecido.Olá, sou e sine do Departamento de Oftalmologia da Upstate Medical University. Hoje vou mostrar a vocês um procedimento que chamamos de ensaio de transplante de calota embrionária, que desenvolvi em colaboração com Mike Suber. Utilizamos este ensaio em ambos os nossos laboratórios para estudar os genes que são suficientes para a formação do olho.Então vamos começar. Para iniciar este procedimento, prepare os RNAs de cap para injeção, transcrevendo noggin ou outro gene de interesse e YFP para ser usado como marcador. Também prepare as soluções baseadas em MMR, um estoque de solução oito x para postura de ovos e as agulhas para injetar os embriões.Uma forma de elastômero feita sob encomenda é usada para produzir placas de retenção de embriões. Gere uma placa de injeção para cada condição experimental derretendo 1%AROS em 0,4 XMMR em um forno de micro-ondas. Transfira cerca de seis mililitros da solução para uma placa de 60 milímetros.Coloque suavemente um molde de elastômero sobre a solução para evitar bolhas e deixe esfriar por cerca de 20 minutos. À temperatura ambiente, prepare uma placa de isolamento de tampas por condição experimental, utilizando AGROS 1% mais XMMR 0,7 com moldes, conforme mostrado anteriormente para as placas de injeção. Prepare placas extras para cada ponto temporal.Consulte o protocolo escrito acompanhante para obter detalhes sobre o cálculo dos pontos de tempo. Em seguida, isole. Teste estes a partir de um sapo macho e armazene o tecido a quatro graus Celsius em uma solução estéril de 1 XMMR suplementada com 50 microgramas por mililitro de Gentamicina.Isso pode ser feito até uma semana antes do início do experimento, mas observe que o esperma perde eficácia com o tempo; no final do dia anterior à microinjeção. Injete as fêmeas com 500 unidades de gonadotrofina coriônica humana. Mantenha as fêmeas a 16 a 18 graus Celsius durante a noite.Agora, está tudo pronto para a microinjeção no dia seguinte. Comece removendo as fêmeas induzidas hormonalmente e coloque-as em tanques individuais contendo um XELS. Prepare a agulha para microinjeção cortando a ponta.Para obter um diâmetro entre 25 e 35 micrômetros, coloque a agulha no injetor pico PLI 100 e calibre-a para dispensar 10 nanolitros por injeção. Ajuste uma incubadora a 14 graus Celsius, colocando a saída nessa temperatura mais baixa após injetar os embriões com RNA; assim, o desenvolvimento embrionário é desacelerado e é possível realizar muito mais transplantes em um único experimento. Cerca de uma hora antes da fertilização, remova os ovos do tanque. Após as fêmeas terem posto ovos por mais uma hora, utilize uma pipeta de transferência para remover os ovos recém-postos do tanque.Observe para não usar ovos que tenham permanecido na solução ELS por mais de duas horas. À medida que a qualidade dos ovos diminui, coloque-os em placas de Petri de 60 milímetros. O recipiente deve conter uma camada simples de ovos, preenchendo cerca de 80% da sua capacidade.Remova o máximo possível de ELS dos ovos e substitua por um XMMR. Os ovos podem permanecer em um XMMR por até uma hora. Em seguida, fecunde os ovos in vitro com testículos homogeneizados.É preferível fertilizar os embriões em três lotes separados por volta das 11h e 13h, para que possam desenvolver-se até o estágio desejado: estágio 8,5 a 9 para o isolamento do capuz acicular e estágio 15 para o transplante. Uma hora após a fertilização dos ovos, remova a camada de gelatina dos ovos utilizando a Solução D de Jelly. Lave com grandes quantidades de MMR 0,1 X e, em seguida, aguarde até que os ovos fertilizados atinjam o estágio de duas células.Para iniciar a separação, prepare um recipiente de injeção contendo 0,4 XMMR mais 6% F ccal. Assim que os embriões atingirem o estágio de duas células, utilize uma pipeta de transferência para separar embriões com pigmentação uniforme e divisão celular equilibrada para dentro do poço do recipiente de injeção.Prossiga para a microinjeção esticando primeiro o perfil sobre a parte superior da tampa de uma placa de Petri de 60 milímetros. Pipete dois microlitros da amostra de RNA sobre o biofilme e aspire. Utilize o pico-injetor para encher a agulha de injeção.Certifique-se de verificar se a agulha ainda está dispensando 10 litros de amostra antes de iniciar a injeção. O RNA é injetado em ambos os blastômeros de embriões em estágio de duas células. Injete de 20 a 30 embriões, cada um com 500 picogramas de Y-F-P-R-N-A, e coloque-os em um único recipiente.Injete outros 20 a 30 embriões, cada um com 20 picogramas de RNA do Nain pré-misturado com Y-F-P-R-N-A, e coloque-os em uma placa. Além disso, coloque 100 a 200 embriões não injetados por ponto temporal em outra placa de injeção contendo a solução FICO. Transfira esses embriões para dentro e para fora do incubador no mesmo horário dos embriões injetados.Estes são os hospedeiros a serem utilizados para o transplante das tampas após a injeção. Incube todos os embriões a 14 graus Celsius durante a noite. Repita para todos os pontos de tempo planejados.Após a incubação durante a noite, o capuz animal pode ser isolado. Chegue cedo pela manhã para estagiar os embriões. Lembre-se de remover os embriões hospedeiros não injetados do incubador também.O ponto temporal mais inicial deve ser no estágio nove. Primeiro, remova os embriões que não sobreviveram. Em seguida, proceda ao isolamento dos caps animais dos embriões viáveis, trabalhando com cada ponto temporal em lotes para um recipiente de isolamento de caps.Adicione uma quantidade generosa de solução 0.7 XMMR mais gentamicina. Em seguida, despeje a solução fol de cada placa contendo os embriões injetados e recoloque a solução 0.7 XMMR mais gentamicina. Solte os embriões dos poços da placa de injeção utilizando uma pipeta de transferência e coloque-os na placa de isolamento recém-preparada.Utilize o gastro master equipado com ponteira amarela curvada para 400 micrômetros ou um par de pin&ccedil;as n&uacute;mero cinco afiadas para isolar os capuzes animais em solu&ccedil;&atilde;o de 0,7 XMMR mais solu&ccedil;&atilde;o de gentamicina. Mantenha dois ou tr&ecirc;s embri&otilde;es intactos para estadiamento. Ap&oacute;s isolar os capuzes animais, devolva-os ao incubador a 14 &deg;C juntamente com os embri&otilde;es hospedeiros at&eacute; o dia seguinte, quando os capuzes ser&atilde;o transplantados para o flanco dos embri&otilde;es hospedeiros.Remova as cápsulas e os embriões hospedeiros do primeiro ponto temporal do incubador a 14 graus Celsius e estagie os embriões, separando as cápsulas fluorescentes positivas uniformes. Conte o número de cápsulas e remova-as. Dobre o número de embriões hospedeiros em uma placa de injeção recém-preparada com solução de 0,7 XMMR mais Gentamicina, utilizando pinças nº 5 finas.Remova a membrana Lene de cada embrião hospedeiro. Transfira-os para a placa com as tampas, mas tenha cuidado sem suas membranas Lene. Os embriões podem se dissociar rapidamente na superfície da água usando o gastro master equipado com ponteira amarela e fio metálico curvado de 200 a 250 micrômetros na configuração mais alta ou usando pinças número cinco.Remova um quadrado de 200 micrômetros no lado do embrião no estágio 14 a 15. Em seguida, usando novamente o gastro master ou a pinça número cinco, corte uma tampa ao meio e coloque o tecido no orifício feito no embrião hospedeiro.Gire o embrião contra o poço para permitir a cicatrização. Faça isso com o maior número possível de embriões enquanto estiverem no estágio 15. Repita para todos os pontos temporais.O embrião geralmente cicatriza dentro de 30 minutos. E com a pinça número cinco, remova as células mortas, que aparecem brancas, com um movimento suave de escovação. Incube os embriões transplantados a 18 graus Celsius durante a noite.Após a incubação durante a noite, trabalhe sob o microscópio estereoscópico de fluorescência para separar embriões com tecido transplantado marcado fluorescentemente. Devolva os embriões selecionados a 18 graus Celsius para crescerem até o estágio 42 a 43. Quando os animais atingirem o estágio desejado, anestesie-os em trica e examine-os sob um microscópio estereoscópico de fluorescência, tirando fotos.Os embriões transplantados podem então ser fixados, seccionados e imunomarcados, ou pode-se realizar hibridização in situ utilizando marcadores para um tecido de interesse. Abaixo estão resultados representativos de uma girina hospedeira com tecido doador expressando um marcador fluorescente e noggin um dia após o transplante. Observe como o tecido se aglomera na lateral da girina.Os embriões receptores que recebem o tecido doador controlado expressando apenas o marcador fluorescente já começam a incorporar as células do chapéu animal ao seu flanco. Alguns dias depois, as girinos que receberam células doadoras expressando nain formam estruturas semelhantes a olhos em seu lado, enquanto os girinos que receberam o tecido doador controle apresentam células fluorescentes na superfície de sua pele. Acabamos de mostrar como realizar o ensaio de transplante do chapéu animal em Zaps Lavis.Ao realizar este ensaio, é importante lembrar-se de ter tudo preparado previamente ao procedimento do dia, para que os embriões não desenvolvam mais rápido do que você consegue analisá-los. É isso aí.Obrigado por assistir e boa sorte com seus experimentos.

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Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Xenopus embrionárias epitélios são um sistema modelo ideal para estudar os comportamentos das células, como o desenvolvimento de polaridade e mudar de forma durante a morfogênese epitelial. Histologia tradicional de amostras fixa é cada vez mais sendo complementado por live-célula de imagem confocal. Aqui nós demonstrar os métodos para isolar os tecidos de rã e visualizar ao vivo as células epiteliais e seus citoesqueleto usando live-célula microscopia confocal.

Em células vivas, Imagem e Análise Quantitativa de células embrionárias epiteliais em Xenopus laevis</em

Xenopus laevis proporciona um sistema de modelo ideal para o estudo da especificação célula destino e função fisiológica de células individuais da retina em cultura celular primária. Aqui apresenta-se uma técnica para dissecar os tecidos da retina e geração de culturas de células primárias que têm imagem para a actividade de cálcio e analisados ​​por hibridação in situ.

Dissecção, Cultura, Análise e de<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Tecido embrionário da retina

Uma técnica para o transplante "Extreme Anterior Domain" tecido facial entre embriões de Xenopus laevis foi desenvolvido. Tecidos podem ser movidos de um gene de expressão fundo em outra, permitindo o estudo das necessidades locais para o desenvolvimento craniofacial e sinalização para as interações entre as regiões faciais.

Transplantes faciais em<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Os embriões

O manuscrito aqui fornece um simples conjunto de métodos que permitam analisar a secreção e difusão de ligantes marcados fluorescentes em Xenopus. Isto proporciona um contexto para testar a capacidade de outras proteínas para modificar a distribuição de ligando e permitindo experiências que podem dar uma visão sobre os mecanismos que regulam a gradientes de morfogénio.

Utilizando Análise de confocal<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Para Investigar moduladores de Wnt e Shh morfogénio gradientes

Nos embriões de Xenopus, as células do teto do blastocele são pluripotentes e podem ser programadas para gerar vários tecidos. Aqui, descrevemos protocolos para usar explantes de telhado de blastocele de anfíbios como um sistema de ensaio para investigar as principais características in vivo e in vitro do desenvolvimento neural inicial.

Stem Cell-like<em&gt; Xenopus</em&gt; Embrionárias explantes Estudar características Neural desenvolvimento precoce<em&gt; In Vitro</em&gt; E<em&gt; In Vivo</em

Descrevemos um sistema de capas de oócitos e animais de Xenopus para a clonagem de expressão de genes capazes de induzir uma resposta em ectoderma competente, e discutimos técnicas para a análise subsequente de tais genes. Este sistema é útil na identificação funcional de uma ampla gama de produtos gênicos.

Clonagem Funcional Utilizando um<em&gt; Xenopus</em&gt; Oocyte Sistema de Expressão

Este artigo apresenta um método conveniente e rápido para a visualização de diferentes populações de células neuronais no sistema nervoso central de embriões de Xenopus, utilizando coloração de imunofluorescência em secções.

Avaliando Neurogênese Primária em<em&gt; Xenopus</em&gt; Os embriões Usando Imunomarcação

Este protocolo demonstra um método baseado em fluorescência para visualizar a vasculatura e quantificar sua complexidade em Xenopus tropicalis . Os vasos sanguíneos podem ser visualizados minutos após a injecção de um corante fluorescente no coração batendo de um embrião após manipulações genéticas e / ou farmacológicas para estudar o desenvolvimento cardiovascular in vivo .

Visualização e Análise Quantitativa da Angiogênese Embrionária<em&gt; Xenopus tropicalis</em

Descrevemos um protocolo de xenotransplante na gema de embriões transparentes de peixe-zebra que é otimizado por um método de estadiamento simples e rápido. As análises pós-injeção incluem sobrevida e avaliação da carga da doença de células xenotransplantadas por citometria de fluxo.

Um método simples, rápido e eficaz para análise de xenotransplante tumoral em embriões transparentes de peixe-zebra

Esta é a primeira parte de um protocolo abrangente de amostragem de Xenopus . Os tecidos amostrados são o ventrículo cardíaco, tronco arterial, lobo esquerdo do fígado, vesícula biliar, pulmão, pâncreas, baço, laringe, esôfago, estômago, intestinos, testículos, corpos adiposos, oviduto, rins pareados, plexo ciático, pele, timo e olho inteiro.

Técnicas eficientes para amostragem abrangente de tecidos acessíveis em Xenopus adultos

Aprenda a usar o ensaio de transplante de capa animal em Xenopus laevis para estudar determinação tecidual. Este método permite analisar como produtos gênicos especificam o destino celular na derme primitiva.

Determinação tecido Usando o Transplante Cap Animal (ACT) em Ensaio Xenopus laevis

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