Name: In vivo Centrifugação de Embriões Drosophila (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-06-23T16:55:00.000+00:00
Duration: 13 min 54 s
Description: Aprenda a separar organelas por densidade em embriões vivos de Drosophila usando centrifugação in vivo. Este método evita artefatos de ruptura celular e facilita experimentos de colocalização e análises bioquímicas.

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Agradecemos a Susan Gerbi, Heidi Smith e David Lambert para o fornecimento de material para teste in vivo de centrifugação em Sciara coprophila e obsoleta Ilyanassa, respectivamente. Agradecemos a membros do laboratório Welte para comentários sobre a técnica e manuscrito. Desenvolvimento e aperfeiçoamento do ensaio de centrifugação in-vivo foi apoiada por NIGMS conceder GM64687 para o PMA. As imagens apresentadas na figura. 1 e fig. 5E, F 2 foram publicados anteriormente, que reproduzimos aqui com permissão.

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</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Etapas críticas Certifique-se que a concentração de agar é alta o suficiente. Se for muito baixo, o agar irá se desintegrar durante a centrifugação, e os embriões vai estourar ou ser orientados aleatoriamente. Se a concentração de agar é apenas um pouco baixo demais ou se o agar estiver molhado (remoção insuficientemente secas ou insuficiente de TSS excesso no passo 4.3), os embriões irá flutuar para fora de seus buracos durante a centrifugação e tornar-se indevidamente orientados. Se o agar é derramado muito finas, que também irá colapso ou crack durante a centrifugação. Certifique-se de que os embriões não tenham avançado além estágios celularização. Caso contrário, a separação de organelas não vai funcionar (Fig. 5C) desde organelas será seqüestrado dentro de milhares de células individuais. Em embriões jovens em fase de uma célula, organelas são livres para migrar grandes distâncias e acumular de acordo com sua densidade característica. Para evitar analisar embriões que são muito antigas, certifique-se de (i) incluem uma coleção pré-para permitir que as fêmeas põem ovos de idade (passo 2.4), (ii) coletar embriões por 3 horas ou menos (passo 2.5), (iii) visualmente selecionar embriões antes de estágios celularização para a incorporação em agar (passo 4.2), (iv) manter a incorporação de pouco tempo para impedir o desenvolvimento até o final de celularização (passo 4.6) e (v) descarte embriões que não camada corretamente (passo 5.6) . Não economize no tempo de centrifugação. Embora alguns dos embriões vai mostrar camadas agradável, mesmo depois de apenas 10 minutos de centrifugação, a separação é inconsistente do embrião ao embrião. 30 giros min dar resultados altamente consistentes. Além disso, quanto maior o tempo de centrifugação, mais as camadas são estáveis ​​após a centrifugação foi encerrada. Isso é importante para as aplicações em que é preciso tempo para processar os embriões ainda antes do uso (por exemplo, se eles precisam ser tratados para experimentos de transplante ou montado para a análise confocal). Possíveis modificações Ovo de coleta e remoção córion Muitos protocolos diferentes existem para as etapas 2 e 3 1, 3, 9, e vai trabalhar, bem como as descritas aqui, desde que os embriões utilizados são jovens, produção de ovos é alta, ea fração de mis- embriões encenado é minimizado. Ântero-posterior alinhamento O protocolo orienta todos os embriões de modo que a extremidade posterior é enterrado no ágar e no final é até anterior (Fig. 3). Esta orientação é bom para a consistência, de modo que é possível usar a micrópila como um marco que apontou acabar durante a centrifugação (Fig. 1, 5). No entanto, com a prática, é fácil escolher a orientação de embriões centrifugado pela aparência distinta da gota lipídica e camadas gema brilhante por microscopia de campo. Então torna-se possível montar embriões com ou acabam; esta flexibilidade acelera o processo de montagem. Centrifugação unoriented O aspecto mais demorado e tecnicamente desafiador do protocolo é a montagem da embriões em agar (passo 4). Ela exige tocar cada embrião duas vezes (uma para inseri-la no furo e uma vez para recuperá-la após a centrifugação). Como alternativa, pode-se transferir embriões no passo 4,1 em tubos de microcentrífuga cheio de TSS. Quando estes tubos são centrifugados em microcentrífuga (13.000 rpm, 10-30 min), embriões também tipicamente camada bem 10-13. Esta variação permite processar centenas de embriões, ao mesmo tempo muito rapidamente. No entanto, em camadas não é tão consistente; uma fração dos embriões não se desenvolve camadas distintas, apesar força centrífuga muito maior (~ 16.000 g) do que aplicado no protocolo acima. Mais desafiador é o fato de que a orientação dos embriões é variável, e pode-se observar a separação em vários ângulos com o eixo do embrião principais. Esta variabilidade exige o pesquisador classificar para fora após a centrifugação como um embrião especial foi organizado no tubo de ensaio. Com o uso da autofluorescência gema como um marcador para a parte mais densa do embrião, este muitas vezes é possível, embora requer muita prática e mais juízo para fazê-lo de forma confiável. Se houver embriões suficientes na amostra, pode-se ser capaz de resolver os casos em que os embriões passou a ser dispostos como na figura. 1. Centrifugação de embriões em sua casca de ovo É possível incorporar embriões em agar para o passo 4 sem remover o córion 2 primeiros. Nesta abordagem, os embriões a coleta do dízimo são cobertos com óleo de halocarbonos em vez de lixívia 50% no passo 3.2 (halocarbono transforma o córion translúcido). Embriões de estágios apropriados são selecionados e transferidos para uma placa de agar nova usando uma pinça, pegando apenas os filamentos de ovo com a pinça, danoso próprio embrião é evitado. Embriões são incorporados como no passo 4,4 por 4,8, com os filamentos de ovo anterior degola para fora do buraco no agar. A casca do ovo é removido por tratamento lixívia 50% após os embriões foram centrifugadas e cavada na agar como no passo 5.4. Centrifugação, na presença da casca do ovo pode melhorar a taxa de devitellinization após a fixação (passo 6.2), mas a seleção das etapas corretas para a centrifugação (passo 4.2) é mais desafiador. Aplicações Centrifugação embrião é particularmente útil para experiências co-localização, ou seja, para testar se uma determinada proteína localiza-se uma organela alguns grandes. Por exemplo, a proteína está presente em Klar início gotículas lipídicas embrionárias, mas a localização desta é um desafio para demonstrar em embriões intactos. Em parte, isso ocorre porque tanto Klar puncta e gotículas lipídicas são abundantes na periferia de embriões 10, fazendo co-localização espúria difícil de descartar. No entanto, concentra-se centrifugação gotículas lipídicas em uma camada distinta e, portanto, co-localização com sinal Klar torna-se evidente 10. Análise similar foi demonstrado de forma inequívoca a localização de outras proteínas de gotículas lipídicas 8, 13-15, incluindo exemplos surpreendentes como histonas determinados 2 e nos casos em que uma proteína está presente onipresente, mas enriquecido em gotículas lipídicas 8. Como os embriões podem ser selecionados visualmente por estágio de desenvolvimento (passo 4.2), é possível até mesmo detectar o aliciamento developmentally regulada de proteínas de gotículas lipídicas 8, 15. Teste para co-localização com gotículas lipídicas é particularmente fácil, já que acumulam gotículas lipídicas em um visualmente distinto &quot;cap&quot;, de modo nenhum marcador mais ou mancha é necessário para identificar essa camada. Na verdade, devido à sua facilidade surpreendente e potencialmente resultados visuais (Fig. 1, Fig. 5. D, E), nosso laboratório emprega esta técnica rotineiramente como um teste primeiro se uma proteína candidato é localizada gotículas lipídicas. Em princípio, os estudos de co-localização semelhante deve trabalhar para as organelas outras mostrado na figura. 1, e provavelmente para outros (incluindo parasitas intracelulares), cuja distribuição em embriões centrifugado ainda tem que ser documentada. Desde centrifugação concentra organelas em faixas apertadas, facilita o isolamento de uma fração enriquecida nessas organelas. Esta abordagem já foi utilizada para recuperar gotículas lipídicas para transplante em embriões de doadores 2. Também pode ser possível bioquimicamente analisar a fração enriquecida (por exemplo, cortando as camadas off embriões após a fixação 15). O método descrito aqui tem aplicações além de embriões Drosophila, como a centrifugação pode ser usado para estratificar os ovos de diferentes espécies (incluindo sapos, nematóides, tunicados, anelídeos, ouriços, moluscos e cnidários) 16. Em nosso próprio laboratório, temos utilizado o protocolo acima de embriões da mosca doméstica Musca domestica 2 e empregaram centrifugação unoriented na análise dos embriões do mosquito fungo Sciara coprophila 17 e do caracol Ilyanassa obsoleta 17. Finalmente, este método não é restrito aos embriões: Centrifugação também pode ser útil para estratificar outras células grandes, como oócitos (por exemplo, em Drosophila 2, 18 e milkweed bug Oncopeltus fasciatus 17). Para amostras diferentes, as condições de centrifugação exata precisa ser otimizada: Por exemplo, 10 minutos a 3000 g é suficiente para estratificar de forma eficiente embriões de Musca domestica 2, e se centrifugada por muito mais tempo, os embriões tendem a quebrar durante a fixação e imunomarcação.

<table><tbody><tr><td>Placas de Petri 60x15 mm</td><td>BD Biosciences</td><td>#35-1007</td><td>Da Falcon</td></tr><tr><td>Malha de arame</td><td>Small Parts, Inc.</td><td>CX-0150</td><td>em aço inoxidável tipo 304; tamanho da malha #150 x150, diâmetro do fio: 0,0026 polegadas</td></tr><tr><td>Agulhas de tungstênio</td><td>Fine Science Tools</td><td>10130-10</td><td>0,25 mm</td></tr><tr><td>Suporte para alfinete/agulha niquelado Moria</td><td>Fine Science Tools</td><td>26016-12</td><td></td></tr><tr><td>Gaiolas para moscas</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-100 ou 59-101</td><td>Para placas de Petri de 65 mm ou 100 mm de diâmetro, respectivamente</td></tr><tr><td>Óleo de halocarbono 27</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H8773</td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo centrifugação de embriões drosophila

In-vivo Centrifugation of Drosophila Embryos

Uma importante estratégia para purificar e isolar diferentes tipos de organelas intracelulares é separá-las umas das outras com base em diferenças na densidade flutuante. No entanto, quando as células são rompidas antes da centrifugação, proteínas e organelas neste ambiente não-nativos, muitas vezes de forma inadequada ficar uns aos outros. Aqui nós descrevemos um método para separar organelas pela densidade no intacta, embriões vivos Drosophila. Embriões antes celularização são colhidos a partir de gaiolas população, e suas cascas de ovos exterior são removidos por tratamento com água sanitária a 50%. Embriões são depois transferidos para uma placa de agar pequenas e inserido final, posterior em primeiro lugar, em pequenos furos verticais no agar. As placas contendo embriões incorporados são centrifugados por 30 min a 3000g. O agar suporta os embriões e os mantém em uma orientação definida. Depois, os embriões são escavadas na agar com uma agulha sem corte. Centrifugação separa principais organelas em camadas distintas, uma estratificação facilmente visíveis por microscopia de campo brilhante. Uma série de marcadores fluorescentes estão disponíveis para confirmar a estratificação de sucesso em embriões vivos. Proteínas associadas com certas organelas será enriquecido em uma camada específica, demonstrando co-localização. Camadas individuais podem ser recuperados para análise bioquímica ou transplante em ovos de doadores. Esta técnica é aplicável para organela separação em outras grandes células, incluindo os ovos e oócitos de diversas espécies.

Nós descrevemos um método para separar organelas pela densidade na vida<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriões. Embriões são incorporados em agar e centrifugado. Esta técnica produz a separação reprodutível de organelas importantes ao longo do eixo ântero-posterior do embrião. Este método facilita experiências co-localização e frações rendimentos organela para análise bioquímica e experimentos de transplante.

In vivo Centrifugação de Embriões Drosophila

Uma estratégia principal para purificar e isolar diferentes tipos de organelas intracelulares consiste em separá-las umas das outras com base em diferenças de...

A separação dos principais organelos no interior de ovos de mosca-das-frutas por densidade começa com a coleta de embriões com menos de três horas de idade. As cascas dos ovos são então removidas mediante incubação em água sanitária a 50% após a desovulação. Embriões com estágios definidos são montados em ágar.Como etapa final, os embriões são centrifugados e recuperados, examinando-se os embriões recuperados usando luz clara e fluorescência. A microscopia mostra a localização de proteínas específicas em certas organelas. Uma estratégia importante para purificar e isolar organelas intracelulares é separá-las de todos os demais componentes celulares por densidade, mas existe um desafio, pois as células são rompidas antes da centrifugação, misturando proteínas e organelas que normalmente estão separadas.Os grãos podem aderir uns aos outros nessas condições não naturais in vitro. Inversamente, algumas proteínas podem se dissociar das estruturas às quais normalmente se ligam. A principal vantagem da técnica que vamos descrever é que ela permite a separação por densidade in vivo.Assim, evita a ruptura das células e os artefatos que a acompanham. Este método pode ajudar a responder perguntas-chave da biologia celular. Ele torna os experimentos de colocalização muito fáceis e permite o isolamento de frações organelares específicas para experimentos de transplante e para análise bioquímica.Neste procedimento, prepara-se um meio de ágar de alta porcentagem contendo suco de maçã, que é então vertido em placas conforme detalhado no protocolo escrito anexo. As placas são utilizadas tanto na etapa de postura de ovos quanto no posterior encapsulamento e centrifugação dos embriões. Este procedimento inicia-se com a coleta de ovos.Primeiro, prepare uma pasta de levedura misturando levedura seca com água até obter uma consistência semelhante à de manteiga de amendoim; em seguida, cubra uma porção de uma placa de ágar suco de maçã fresco com a pasta de levedura. As moscas adultas são mantidas em gaiolas nas quais placas de ágar são fixadas na parte inferior.Para remover a placa atual, inverta a gaiola de moscas e bata-a na superfície da bancada. Algumas vezes, as moscas caem para a parte inferior e ficam momentaneamente desorientadas nesse período muito curto. Substitua rapidamente a placa de ágar usada por uma placa nova recoberta com a pasta de levedura.O fermento fornece nutrição para a produção de ovos e, juntamente com o suco de maçã no ágar, induz a postura de ovos. Descarte a coleta de ovos dos primeiros 30 a 60 minutos. Isso resulta em uma grande fração de embriões com estágios incorretos, já que foram retidos pelas fêmeas após a fertilização.As coletas subsequentes de ovos tendem a ser dominadas por ovos depositados logo após a fertilização. Colete os ovos por até três horas, já que o estratamento mais consistente é obtido em embriões jovens. São preferidos tempos de coleta mais curtos, de uma hora ou menos.Para experimentos de rotina, use pin&ccedil;as para remover as moscas presas ao fermento ou &agrave; superf&iacute;cie da placa de &aacute;gar. Ap&oacute;s coletar os ovos, prossiga removendo a casca, coloque a placa de &aacute;gar sob um microsc&oacute;pio estereosc&oacute;pico e observe os embri&otilde;es por transilumina&ccedil;&atilde;o. Certifique-se de identificar os filamentos do ovo para remover a casca dos embri&otilde;es.Aplicar 50% de água sanitária sob a placa de ágar, cobrindo os embriões, e incubar por vários minutos. Agitar a placa de ágar ocasionalmente para movimentar os embriões na água sanitária. Examinar novamente os ovos ao microscópio.Uma vez que os filamentos do ovo não sejam mais visíveis, o Corian terá sido removido com sucesso. Normalmente, isso exige de três a cinco minutos de incubação com a solução de água sanitária. Em seguida, utilize um cesto de malha metálica como peneira para separar os embriões da água sanitária.O cesto é preparado a partir de um quadrado de dois centímetros por dois centímetros de uma chapa plana de malha metálica recortada no centro. Segure o cesto de arame com pinças e mantenha-o sobre a tampa invertida da placa de ágar. Despeje a mistura de hipoclorito e embriões da placa de ágar através da malha metálica, drenando para a tampa da placa de ágar.Se os embriões permanecerem na placa de ágar, borrife água destilada sobre a placa para desalojá-los e despeje a água destilada com a suspensão de embriões através da malha metálica. Toque a parte inferior da malha metálica em uma toalha de papel para absorver qualquer líquido em excesso. Em seguida, borrife água destilada ao longo da periferia do cesto de arame para enxaguar o resíduo de hipoclorito, minimizando a perda de embriões.Remova com frequência o excesso de líquido. Repita a etapa de lavagem de cinco a dez vezes até que todo o alvejante tenha sido removido. Se a cesta de arame ainda tiver cheiro de alvejante, continue lavando os embriões.Uma vez que os embriões sejam suficientemente lavados, eles podem ser montados em ágar. Lave os embriões para fora do cesto de arame. Com TSS em uma placa de petri vazia, o embrião deve afundar até o fundo.No microscópio estereoscópico, observe os embriões por transiluminação. Estágios específicos podem ser facilmente reconhecidos visualmente. Com uma pipeta P200, selecione embriões dos estágios desejados e transfira-os para uma pequena placa de ágar.Trabalhe rapidamente, pois os embriões estão envelhecendo e a submersão prolongada por mais de 30 minutos em TSS pode afetar o desenvolvimento, utilizando uma pipeta. Sob papel Kim. Remova a maior parte do TSS.A superfície do ágar deve estar ligeiramente úmida, o que facilita mover os embriões. No entanto, não deve haver poças de líquido em qualquer parte da placa, pois o excesso de líquido durante a centrifugação fará com que os embriões saiam dos orifícios. O aspecto mais difícil desse procedimento é montar os embriões e a broca.Isso é particularmente desafiador porque os embriões são delicados e podem ser facilmente destruídos ou manipulados de forma brusca. Para evitar isso, a agulha deve ser movida lentamente, com cuidado e em pequenos incrementos. A prática é a melhor maneira de aprender exatamente quanta pressão e toque o embrião pode suportar. Monte uma alça e a agulha ao contrário em um porta-agulhas, de modo que a extremidade romba fique exposta, enquanto observa.Sob o microscópio, use a agulha para fazer furos verticais no ágar próximo a cada embrião, de modo a poder observar simultaneamente ao perfurar o ágar. A agulha é segurada em um ângulo, tornando difícil fazer furos perfeitamente verticais. No entanto, a leve inclinação da agulha cria uma pequena depressão ou sulco em um dos lados do furo, permitindo que o embrião deslize facilmente ao longo dele e entre no furo.Em seguida, identifique as extremidades anterior e posterior dos embriões alongados, pois o embrião deve ser inserido nos orifícios com uma orientação consistente. Normalmente com a extremidade anterior voltada para cima, a membrana ign na extremidade anterior é caracterizada por uma estrutura especializada. O micro-pilão, utilizando a extremidade romba da agulha, empurre o embrião para movê-lo ao longo do ágar e orientar e manobrar sua extremidade posterior em direção a um orifício perfurado.Em seguida, empurre a extremidade anterior em direção ao orifício. O embrião deve deslizar facilmente para dentro do orifício ao longo da leve depressão formada durante a punção. À medida que o embrião se inclina para cima, empurre-o mais para baixo no orifício.O ágar é macio o suficiente para que, uma vez que um embrião é parcialmente inserido em um orifício perfurado, ele possa ser empurrado mais para dentro sem causar danos. Quando empurrado completamente para dentro, o embrião geralmente já está bastante vertical. Caso contrário, alinhe o embrião inserido de forma mais vertical, empurrando-o lateralmente.Se o orifício não for muito grande, a posição do embrião será mantida de forma estável pelo ágar durante toda a centrifugação. Com prática, é possível incorporar de 100 a 250 embriões por placa. O número de embriões necessário depende da aplicação posterior.Mantenha o tempo de montagem curto. Se um estágio de desenvolvimento estreito for desejado, uma vez que os embriões continuam a se desenvolver durante a montagem, remova os embriões não utilizados com um pincel úmido e para moscas. Em seguida, os embriões montados em ágar são centrifugados.Transfira as placas contendo os embriões de mosca para os baldes oscilantes da centrífuga com o lado do ágar voltado para baixo. Certifique-se de que a centrífuga esteja equilibrada uniformemente e centrifugue as placas a 4.000 rotações por minuto durante 30 minutos entre quatro e 10 graus Celsius. Após a centrifugação, coloque a placa de ágar sob o microscópio estereoscópico e cubra-a com uma camada de TSS utilizando a extremidade romba da agulha.Retire os embriões de seus orifícios. Os embriões flutuam na TSS, mas permanecem submersos. Os embriões apresentam camadas claramente visíveis, com uma região marrom na extremidade anterior, uma região média transparente e uma área cinza-escura na extremidade posterior.Descarte embriões que não apresentem camadas distintas para observação direta por microscopia de campo claro ou microscopia de fluorescência em epifluorescência. Use uma pipeta P200 para transferir embriões bem camadas em TSS para um tubo de microcentrífuga. Em seguida, transfira os embriões em tampão para uma lâmina de vidro, montando-os conforme descrito no protocolo escrito acompanhante.Se os embriões forem fixados, use uma pipeta P200 para transferir embriões bem estratificados em TSS para um frasco de cintilação. Fixe os embriões utilizando técnicas de fixação padrão. Uma vez que, para embriões de centrífuga, a eficiência da etapa de desvitalização é baixa.Inicie com o maior número possível de embriões. Se os embriões forem utilizados em experimentos de transplante, transfira-os para placas de ágar e monte-os em lamínulas. Utilizando procedimentos padrão de manipulação de embriões, referências a esses procedimentos podem ser encontradas no protocolo escrito.A camadação induzida pela centrifugação é estável por dezenas de minutos. Abaixo estão imagens em luz clara de embriões vivos de oph antes da centrifugação, mostradas com a extremidade anterior à esquerda e a extremidade posterior à direita, lado dorsal para cima e lado ventral para baixo. Embriões na fase de clivagem aparecem uniformes.Estádios marrons como este são ideais para centrifugação in vivo. Os embriões Blaster derm possuem uma borda clara que aparece semelhante em todos os lados. Essa periferia clara se expande até próximo ao final da ization.Os embriões ainda podem ser estratificados com sucesso por centrifugação até o final da gastrulação. A disposição do vitelo e dos núcleos não é tão consistente quanto nas fases de clivagem. Após o aparecimento dos embriões celulares, eles se tornam assimétricos, os lados dorsal e ventral tornam-se distintos e várias dobras se desenvolvem.O embrião mostrado encontra-se na fase inicial de alongamento da faixa germinativa. Nessas fases, a centrifugação já não é eficaz para estratificar as principais organelas. A embriogênese é um contínuo.Portanto, essas fases não são entidades discretas, mas transformam-se umas nas outras à medida que o desenvolvimento progride. Este filme com lapso de tempo registra quatro horas de gênese embrionária desde as fases de clivagem. A extensão da faixa germinativa é acelerada em 720 vezes.Aqui estão imagens de embriões centrifugados obtidas usando iluminação transmitida. O embrião à esquerda estratificou bem. As gotículas de lipídio de baixa densidade formam um capuz lipídico na ponta mais anterior.Os veículos de gema de alta densidade se acumulam como uma zona cinza-escura na extremidade posterior. Essas duas camadas são separadas por uma região ampla e clara que representa outras organelas e o citoplasma. O embrião à direita foi centrifugado após a fertilização.A sobreposição é mínima se estiver disponível um microscópio de fluorescência epiluminiscente. Esses embriões vivos centrifugados podem ser examinados sob excitação por luz ultravioleta, na qual a gema exibe intensa fluorescência azul da água. Uma camada compacta de material autofluorescente no polo posterior indica uma centrifugação bem-sucedida e serve como marcador para a extremidade posterior.A aparência das camadas muda drasticamente se os embriões forem fixados. As gotículas lipídicas tornam-se translúcidas e a camada lipídica aparece esbranquiçada e fofa ao microscópio de luz clara, em vez de marrom-escura. A fluorescência amarela é parcial ou completamente destruída pela fixação, tornando-se muito menos intensa ou até indetectável.Nesta imagem, as organelas são marcadas com indicadores fluorescentes e os marcadores acumulam-se em posições características ao longo do eixo anterior-posterior. Certas proteínas de fusão de histona localizam-se em gotículas lipídicas e núcleos, podendo assim ser usadas para marcar esses compartimentos celulares, bem como para monitorar o estágio do embrião pelo número de núcleos marcados. Como você acabou de ver, um dos aspectos mais desafiadores deste procedimento é o encapsulamento dos embriões na broca.Mas com alguma prática, você será capaz de fazer isso rapidamente e com eficiência. Uma vez dominada, esta técnica torna experimentos de colocalização, de outro modo tediosos, muito fáceis.Por exemplo, nosso laboratório utiliza rotineiramente esta técnica para testar por microscopia de fluorescência se uma proteína de interesse se localiza em uma organela maior específica. Além disso, camadas individuais podem ser recuperadas dos embriões centrifugados para análise bioquímica ou experimentos de transplante. Esta técnica não é útil apenas para embriões de mosca-das-frutas.A centrifugação também separa organelas por densidade nos ovos de outras espécies e em outros tipos celulares grandes, como os cítos.

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