Name: Entrega de genes ao cérebro pós-natal do rato por Non-ventricular Injection sHRNA e Eletroporação (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-09-17T17:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 34 s
Description: Aprenda a entrega de genes ao cérebro pós-natal de ratos usando eletroporação in vivo. Este método não viral permite a introdução eficiente de plasmídeos em regiões específicas do tecido cerebral neonatal.

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Agradecemos a Ekaterina Karelina ajuda com gravação de trilha sonora para o vídeo, Ivan Molotkov para animação 3D e Dr. Peter Blaesse para CAG-EGFP preparação plasmídeo. O trabalho foi suportado por concessões do Centro de Mobilidade Internacional da Finlândia, da Fundação Cultural da Finlândia e da Academia da Finlândia.

1. Introdução Criação de animais transgênicos é um poderoso método de investigação das funções dos genes em animais vivos e um mecanismo para desvendar a doença 2,3, bem como para manipular propriedades de células 4. No entanto, o procedimento é bastante trabalhoso, extremamente moroso e caro, portanto, que fundamentam a utilização de métodos alternativos de entrega gene como a injeção viral 5, injeção ventricular neonatal com 6 e eletroporação in utero eletroporação 7,8. O método de injeção ventricular não-pós-natal e eletroporação tem um conjunto exclusivo de vantagens: uso de recursos não-viral construções genéticas; possibilidade de criar um padrão de expressão local na área de interesse, em transfecção in situ de tipos de células não-migratórias, por exemplo, cortical astrócitos. Neste vídeo, demonstramos o procedimento detalhado da entrega do gene pós-natal para o cérebro de rato neonatal através de um plasmídeo para a proteína verde fluorescente sob maior frango promotor de actina beta com CMV enhancer (pCAG-EGFP) 9. Ilustramos a preparação da solução injectável plasmídeo contendo, fabricação de pipetas de vidro fino e montagem do microinjetor em um instrumento estereotáxico. Então falamos de anestesiar filhotes de ratos com isoflurano, sobre a realização da cirurgia, sobre o procedimento de injeção e sobre o eletroporação usando uma pinça e os eletrodos em porator vivo. Finalmente, discutimos brevemente o antecipado resultados, perspectivas e dificuldades que possam surgir durante essas experiências. 2. Preparação para o plasmídeo Eletroporação <ol><li> Costumamos preparar 10 ml da solução injectável plasmídeo em uma parede do tubo de 200 mL fina. Esta solução é suficiente para vários experimentos. </li><li> Nós misturamos 8 mL da solução de plasmídeo (ver Materiais e equipamentos) com 1 ml da PBS 10X (ver Materiais e equipamentos) e 1 ml de solução 0,1% de água Fast Green (ver Materiais e equipamentos). </li><li> A concentração final do plasmídeo na solução injectável deve ser entre 1 e 3 mg / mL. Menores concentrações de DNA plasmídeo irá reduzir a eficiência de transfecção, enquanto a maior concentração de DNA vai ser muito viscoso para injeção através da ponta fina do vidro capilar. </li></ol> 3. Preparação da agulha de vidro <ol><li> Para a preparação pipeta de vidro, usamos vidro de borosilicato capilar com um filamento (ver Materiais e equipamentos) e um puxador de vidro vertical do eletrodo (ver Materiais e equipamentos) no máximo puxando e aquecimento parâmetros. </li><li> Em seguida, quebrar a ponta da pipeta usando um pedaço de papel para conseguir uma ponta de 10-20 m de diâmetro. </li><li> Nós verificamos o diâmetro da ponta ea forma sob a objetiva do microscópio. </li></ol> 4. Microinjetor Montagem <ol><li> Utilização de um polímero finas capilar (ver Materiais e equipamentos) que preencha cerca de 1 / 3 do volume de 10 ml Hamilton seringa (ver Materiais e equipamentos) com óleo mineral (ver Materiais e equipamentos). Evite bolhas de ar! </li><li> Então encher a pipeta de vidro com óleo mineral e inserir a pipeta na seringa Hamilton. Evite bolhas de ar! </li><li> A seringa de vidro com pipeta é então fixada na microinjetor conectado a um controlador (ver Materiais e equipamentos). </li><li> A configuração microinjeção fixo em um instrumento estereotáxico (ver Materiais e equipamentos) nos permite mergulhar de forma segura a ponta da pipeta de vidro dentro do tubo com a solução de injeção do plasmídeo. </li><li> Quando a ponta toca a superfície da solução, mergulhá-lo ainda mais milímetros por 1 ou 2 e encher a pipeta com cerca de 1 ml da mistura de injeção usando o micro controlador de injetor. </li></ol> 5. Anestesiar animais Todos os procedimentos aqui apresentados foram realizados de acordo com a Universidade de Helsinki regulamentação para experimentos com animais. <ol><li> Para cada experimento, encher uma seringa à prova de gás (ver Materiais e equipamentos), com aproximadamente 2 ml de isoflurano (ver Materiais e equipamentos). </li><li> Do que a seringa é fixa na unidade de anestesia (ver Materiais e equipamentos) conectado à fonte de fluxo de ar, a caixa de animais e fixa a máscara sobre a configuração estereotáxica. </li><li> Na unidade de anestesia, que ajustar o fluxo de ar para aproximadamente 250 ml / min eo nível de isoflurano para 4%. </li><li> Nós colocamos o rato filhote na caixa de origem animal por 2-5 minutos. </li><li> Quando o pára filhote em movimento, coloque-a sobre a almofada de aquecimento (ver Materiais e equipamentos) ligados à configuração estereotáxica. </li><li> Coloque uma parte rostral do filhote de cachorro da cabeça para a máscara anestesiar. </li><li> Ele leva de 5 a 10 minutos para ofilhote de cachorro para entrar na anestesia profunda. </li><li> Verifique profundidade da anestesia com uma pitada de cauda e diminuir o fluxo de isoflurano para cerca de 1,5 a 2,0%. </li></ol> 6. Microinjeção cirurgia, e Eletroporação <ol><li> Tratar a pele do filhote de cachorro da cabeça com o etanol 70%. </li><li> Com uma tesoura pequena (ver Materiais e equipamentos) e uma pinça fina (ver Materiais e equipamentos), cortar a pele de um scruff do filhote de cachorro para sua testa. </li><li> Dobrar pedaços de pele para os lados e puxe bares ouvido ligeiramente em orifícios aural do crânio para a cabeça e fixação da pele. </li><li> Usando um microscópio binocular, localizamos o ponto bregma no crânio. </li><li> Identificar a região de interesse usando as coordenadas estereotáxicas. </li><li> Posição da pipeta de injeção acima desta região e marcá-lo, largando 25-50 nl da solução injectável sobre a superfície do crânio. </li><li> Perfurar o crânio delicadamente e com cuidado no ponto marcado com uma broca cirúrgica de alta velocidade (ver Materiais e equipamentos), sob o microscópio até que o líquido aparece na área perfurada. </li><li> Fix forceps uma electropotation eletrodos (ver Materiais e equipamentos) nas laterais do crânio com gel condutor de corrente (ver Materiais e equipamentos) para conseguir uma melhor condutividade. </li><li> Remova a queda líquido do furo usando absorvente interno pequeno (ver Materiais e equipamentos) e mergulho da agulha de vidro para o buraco de acordo com as coordenadas do local da injeção. </li><li> Infundir 25-100 nl da solução injectável, à taxa de 5 a 20 nl / sec. </li><li> Remover rapidamente a pipeta e electroporate imediatamente. Eletroporação é feito através da aplicação de cinco pulsos retângulo com a duração de 50 ms e amplitude de 99 V na freqüência de 1 Hz. </li><li> Retire os eléctrodos e bares orelha. </li><li> Costurar a pele cortada com uma combinação de um fórceps mudos (ver Materiais e equipamentos) e afiados e fios cirúrgicos (ver Materiais e equipamentos). </li><li> Coloque o filhote na câmara quente por 15-30 minutos para ajudar sua recuperação após a anestesia. </li><li> Em seguida, coloque as costas filhote gaiola de sua mãe. </li></ol> 7. Resultados representante A expressão do transgene em células transfectadas com sucesso irá aparecer aproximadamente 10 horas após a eletroporação, e vai permanecer estável por várias semanas. Nós microinjeção o plasmídeo ou em camadas corticais profundas ou região do striatum dia pós-natal 2 (P2) filhotes de ratos Wistar e realizado em eletroporação in vivo como descrito acima. Fatias de cérebro (400 m de espessura) foram cortados após 2 a 6 dias (P4-P8), utilizando um vibrotome em meio corte a frio (Hepes buffered Earle Solução salina balanceada) 10. Aquisição de imagens foi realizada utilizando Zeiss Axioplan 2 LSM5 Pascal microscópio confocal (Zeiss, Alemanha) no meio de corte em temperatura ambiente. Os locais de injecção em profundidade as camadas cortical e striatum continha muitas células transfectadas expressando EGFP que foram localizados em uma região compacta de cerca de 200-300 m de diâmetro (Figura 1A, B). Dentro das células transfectadas, o nível de expressão EGFP é suficientemente alta para permitir imagem de thin processos celulares (Figura 1C), incluindo dendrites com espinhos de diferentes formas (Figura 1D) e feixes de axônios (Figura 1E). A estabilidade robusta de EGFP, bem como a viabilidade das células após a eletroporação permitido rastreamento partes distais dos axônios (até 1,5-2 mm de corpos celulares), tais como terminais cortical (Figura 1F). <img src="/files/ftp_upload/2244/2244fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. (A) com sucesso células transfectadas na região striatum de P4 cérebro de rato delinear o local da injeção do plasmídeo. (B) células Transfectados em profundas camadas cortical (aproximadamente 1000 M abaixo da superfície cortical) de P5 cérebro de rato. (C) A célula transfectadas na região do striatum P8 cérebro de rato. (D) os processos de uma célula dendríticas transfectadas na região do estriado cerebral de ratos P8; setas indicam diferentes tipos de espinhas dendríticas e filopodia. (E) Os axônios das células transfectadas dentro via colateral. (F) Os axônios que terminam no superfície pial de P8 rato córtex (cabeça de seta). Barras de escala são 100 mm em A, B, E e F, 10 M em C e D.

<ol><li>Gerlai, R., Clayton, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analyzing+hippocampal+function+in+transgenic+mice%3A+an+ethological+perspective.+Trends+Neurosci%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Analyzing hippocampal function in transgenic mice: an ethological perspective. Trends Neurosci.</a> 22, 47-51 (1999).</li>
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<li>Walantus, W., Elias, L., Kriegstein, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+utero+intraventricular+injection+and+electroporation+of+E16+rat+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">In utero intraventricular injection and electroporation of E16 rat embryos.</a> J. Vis. Exp. , (2007).</li>
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<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , 6th edition, Academic Press. (2007).</li>
</ol>

Métodos de entrega de gene no cérebro de roedores vivos estão bem estabelecidos no utero eletroporação 7,8,11,12 e, mais recentemente, por eletroporação pós-natal 6. No entanto, esses métodos são baseados em injeção intraventricular do DNA plasmídeo, que pode ser limitante para diversas aplicações. Por exemplo, estes métodos não permitem a segmentação células em certas áreas do cérebro, como hipocampo, nem a transfecção de tais tipos de células não-migratórias como astrócitos corticais. Ve...

<table><tbody><tr><td>Pinça 2A-sa, 115 mm</td><td>equipamento</td><td>XYtronic</td><td>XY-2A-SA</td><td>Trate com etanol 70% para desinfecção antes do uso em manipulações cirúrgicas</td></tr><tr><td>Controlador de Temperatura Biológico com almofada de aquecimento de aço inoxidável</td><td>equipamento</td><td>Supertech</td><td>TMP-5b</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de borossilicato com filamento</td><td>material</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>BF120-69-10</td><td>Agulha de vidro</td></tr><tr><td>Brocas descartáveis</td><td>material</td><td>Meisinger</td><td>HP 310 104 001 001 008</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&amp;rsquo;s PBS 10X</td><td>reagente</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D1408</td><td></td></tr><tr><td>Pinça Dumont #5, 110 mm</td><td>equipamento</td><td>Fine Science Tools</td><td>91150-20</td><td>Tratar com etanol 70% para desinfecção antes do uso em manipulações cirúrgicas</td></tr><tr><td>Ealing micr&amp;#8211;puxador de eletrodos</td><td>equipamento</td><td>Ealing</td><td>50-2013</td><td>Puxador de vidro para eletrodos verticais</td></tr><tr><td>Ethilon poliamida monofilamento 6-0 FS-3 16 mm 3/8c</td><td>material</td><td>Johnson &amp;& Johnson</td><td>EH7177H</td><td>Fios cirúrgicos</td></tr><tr><td>Seringa micro Exmire 10,0 ml</td><td>equipamento</td><td>Exmire</td><td>MS*GLLX00</td><td>Seringa hermética a gás</td></tr><tr><td>Verde Rápido</td><td>reagente</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F7252</td><td></td></tr><tr><td>Eletrodos de pinça</td><td>equipamento</td><td>BEX</td><td>LF650P3</td><td>Trate com etanol 70% para desinfecção antes do uso</td></tr><tr><td>Controle de broca Foredom</td><td>equipamento</td><td>Foredom</td><td>FM3545</td><td>Fonte de alimentação e controle do torno cirúrgico. O equipamento análogo atualmente disponível é o kit de micromotor K.1070 (Foredom) </td></tr><tr><td>Peça de mão com motor micro Foredom</td><td>equipamento</td><td>Foredom</td><td>MH-145</td><td>O kit de micromotor analógico atualmente disponível é o K.1070 (Foredom)</td></tr><tr><td>Plataforma de anestesia gasosa para camundongos</td><td>equipamento</td><td>Stoelting Co.</td><td>50264</td><td>Montado no aparelho estereotáxico</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>reagente</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>FDG9623</td><td></td></tr><tr><td>Pinça microcirúrgica, 105 mm</td><td>equipamento</td><td>Aesculap</td><td>BD302R</td><td>Trate com etanol 70% para desinfecção antes do uso em manipulações cirúrgicas</td></tr><tr><td>Microfil</td><td>material</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>MF34G-5</td><td>Capilares para preenchimento de seringas micro</td></tr><tr><td>Óleo mineral</td><td>reagente</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M8410</td><td></td></tr><tr><td>NanoFil Seringa 10 microlitros</td><td>equipamento</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>NANOFIL</td><td>seringa de Hamilton</td></tr><tr><td>plasmídeo CAG-EGFP</td><td>reagente</td><td></td><td></td><td>Extraído e purificado com o EndoFree Plasmid Maxi Kit (Qiagen) e dissolvido em água livre de nucleases até a concentração de 1,5 mg/ml</td></tr><tr><td>Gerador de pulsos CUY21Vivo-SQ</td><td>equipamento</td><td>BEX</td><td>CUY21Vivo-SQ</td><td></td></tr><tr><td>gel para eletrodo Schiller</td><td>reagente</td><td>Schiller AG</td><td>2.158000</td><td>Gel condutor</td></tr><tr><td>Instrumento estereotáxico para pequenos animais</td><td>equipamento</td><td>David Kopf Instruments</td><td>900</td><td></td></tr><tr><td>St&amp;#8211;Adaptador para camundongo e rato neonatal</td><td>equipamento</td><td>Stoelting Co.</td><td>51625</td><td>Montado no aparelho estereotáxico. Tratar os pinos auriculares com etanol 70% para desinfecção antes do uso em manipulações cirúrgicas</td></tr><tr><td>Tesoura de íris para estudante, reta 11,5 cm</td><td>equipamento</td><td>Fine Science Tools</td><td>91460-11</td><td>Trate com etanol 70% para desinfecção antes do uso em manipulações cirúrgicas</td></tr><tr><td>Sugi swabs absorventes 17 x 8 mm</td><td>material</td><td>Kettenbach</td><td>31602</td><td>Tampões cirúrgicos</td></tr><tr><td>Bomba de microseringa UMP3 e controlador de bomba de microseringa Micro 4</td><td>equipamento</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>UMP3-1</td><td>Microinjetor e controlador</td></tr><tr><td>Univentor 400 Unidade de Anestesia</td><td>equipamento</td><td>Univentor</td><td>8323001</td><td></td></tr></tbody></table>

entrega de genes ao cérebro pós-natal do rato por non-ventricular injection shrna e eletroporação

Gene Delivery to Postnatal Rat Brain by Non-ventricular Plasmid Injection and Electroporation

Criação de animais transgênicos é uma abordagem padrão no estudo de funções de um gene de interesse in vivo. No entanto, muitos knockout ou animais transgênicos não são viáveis ​​nos casos em que o gene modificado ou excluído é expressa em todo o organismo. Além disso, uma variedade de mecanismos compensatórios, muitas vezes dificultam a interpretação dos resultados. Os efeitos compensatórios podem ser atenuadas por qualquer tempo a expressão de genes ou limitar a quantidade de células transfectadas. O método de microinjeção ventricular não-pós-natal e no eletroporação in vivo permite entrega prevista para genes, moléculas de corante siRNA ou diretamente a uma pequena região de interesse no cérebro de roedores recém-nascidos. Em contraste com a técnica convencional de injeção ventricular, este método permite a transfecção de tipos de células não-migratórias. Transfectadas animais por meio do método descrito aqui pode ser usado, por exemplo, por dois fótons de imagem in vivo ou em experimentos eletrofisiológicos em fatias cerebral aguda.

Este protocolo descreve um método não-viral de entrega de construções genéticas para uma determinada área do cérebro de roedores vivos. O método consiste na preparação de plasmídios, fabricação micropipeta, a cirurgia de rato neonatal filhote, microinjeção da construção, e<em&gt; In vivo</em&gt; Eletroporação.

Entrega de genes ao cérebro pós-natal do rato por Non-ventricular Injection sHRNA e Eletroporação

A criação de animais transgênicos é uma abordagem padrão no estudo das funções de um gene de interesse in vivo. No entanto, muitos animais knockout ou transgênicos...

Olá, sou RI Ov. E eu sou Alexia Ying. Somos estudantes de pós-graduação da Cent University. Neste vídeo, apresentaremos um método de eletroporação in vivo para entrega de um gene alvo a uma área específica de um tecido cerebral em desenvolvimento.Então vamos ver. Vamos ver. O método de eletroporação in vivo oferece uma maneira rápida e eficiente de entregar genes de interesse ou RNA de interferência pequeno a tecido cerebral vivo.Oferece uma alternativa de baixo custo à criação de animais transgênicos e ao método de entrega viral de genes. Neste vídeo, demonstraremos um procedimento detalhado de entrega gênica pós-natal ao córtex rad neonatal. Utilizaremos o plasmídeo que codifica a proteína verde fluorescente melhorada e o promotor da beta actina de frango com um potenciador CMV.Realizamos todas as manipulações cirúrgicas dentro de uma cabine de fluxo laminar para manter a esterilidade e minimizar o risco de contaminação bacteriana ou fúngica do animal. Para a entrega de plasmídeo à córtex, utilizamos um microinjetor WPI com controlador eletrônico e uma seringa Hamilton de 10 microlitros acoplada a um manipulador estereotáxico. O filhote vermelho é anestesiado utilizando uma unidade de anestesia composta por uma caixa e uma máscara.O filhote é então fixado utilizando barras auriculares na mesa aquecida acoplada ao manipulador estereotáxico. Para a manipulação cirúrgica e monitoramento da microinjeção, utilizamos um microscópio binocular. Para a eletroporação, utilizamos o eletrooperador CYV 21 in vivo com eletrodos em formato de pinça.Para a recuperação dos filhotes. Após a anestesia, utiliza-se uma câmara aquecida. Geralmente, preparamos 10 microlitros da solução de injeção do plasmídeo em um tubo de parede fina de 200 microlitros. Esta solução é suficiente para vários experimentos.Misturamos oito microlitros da solução de plasmídeo com um microlitro do 10 XPBS e um microlitro da solução aquosa a 0,1% de verde rápido. A concentração final do plasmídeo na solução de injeção deve estar entre um e três microgramas por microlitro. O uso de concentrações mais baixas do DNA plasmidial reduzirá a eficiência de transfeção, enquanto concentrações mais altas de DNA serão muito viscosas para injeção através da ponta fina da capilar de vidro.Para a preparação da pipeta de vidro, utilizamos capilares de vidro de borossilicato com filamento e o puxador vertical de eletrodos de vidro nos parâmetros máximos de puxamento e aquecimento. Em seguida, quebramos a ponta da pipeta usando um pedaço de papel para obter uma ponta com diâmetro entre 10 e 20 micrômetros. Verificamos a ponta, o diâmetro e a forma sob o objetivo do microscópio.Usando um capilar fino de polímero, preenchemos aproximadamente um terço do volume de uma seringa Hamilton de 10 microlitros. Com óleo mineral, certificamo-nos de evitar bolhas de ar. Em seguida, preenchemos a pipeta de vidro com óleo mineral e inserimos a pipeta na seringa Hamilton.Novamente, evitando bolhas de ar. A seringa com pipeta de vidro é então fixada em um microinjetor conectado a um controlador. O conjunto de microinjeção fixado em um instrumento estereotáxico permite imergir com segurança a ponta da pipeta de vidro no tubo contendo uma solução de injeção de plasmídeo.Quando a ponta toca a superfície da solução, mergulhamos mais um a dois milímetros. Em seguida, utilizamos o controlador do microinjetor para encher a pipeta com aproximadamente um microlitro da mistura de injeção. Todos os experimentos apresentados aqui são realizados de acordo com as regulamentações da Universidade de Helsinque para experimentos com animais.Para cada experimento, preenchemos uma seringa estéril com isoflurano. Fixamos a seringa na unidade de anestesia conectada à fonte de fluxo de ar, ao animal em movimento e à máscara fixada no conjunto estereotáxico. Na unidade de anestesia, ajustamos o fluxo de ar para aproximadamente 250 mililitros por minuto e o nível de isoflurano para 4%. Colocamos o animal na caixa com fluxo vermelho por dois a cinco minutos.Quando o P para de se mover, colocamo-lo sobre a placa aquecida acoplada ao conjunto estereotáxico. Posicionamos a parte rostral da cabeça do P na máscara. Normalmente, leva de cinco a dez minutos para que a cria entre em anestesia profunda.Quando isso for alcançado, reduzimos o isoflurano no fluxo para aproximadamente 1,5 a 2%. Tratamos a pele na cabeça da cria com etanol 70% utilizando pequenos bisturis e pinças finas. Cortamos a pele da nuca da cria até a testa, dobramos as laterais das bordas da pele e puxamos levemente as hastes auriculares para dentro das aberturas orais do crânio para fixação da cabeça e da pele. Utilizando um microscópio binocular, localizamos o ponto bregmático no crânio para identificar a região de interesse com base nas coordenadas estereotáxicas, posicionamos a pipeta de injeção acima dessa região e a marcamos ao depositar de 25 a 50 nanolitros da solução injetável sobre a superfície do crânio.Fazemos uma perfuração suave e cuidadosa no crânio no ponto marcado, utilizando uma broca cirúrgica de alta velocidade sob o microscópio, até que um líquido apareça na área perfurada. Fixamos as pinças de eletroporação, com eletrodos nos lados do crânio. Aplicamos um gel condutor para obter melhor condutividade.Removemos a gota de líquido da área perfurada usando um pequeno tampão e mergulhamos a agulha de vidro no orifício. De acordo com as coordenadas do local de injeção, infundimos de 25 a cem nanolitros da solução injetável à taxa de cinco a 20 nanolitros por segundo. Em seguida, removemos rapidamente a pipeta e prosseguimos imediatamente com a eletroporação.A eletroporação é realizada aplicando cinco pulsos com duração de 50 milissegundos, amplitude de pulso de 99 volts e frequência de um hertz. Removemos os eletrodos e as barras auriculares. Suturamos a pele cortada utilizando uma combinação de pinças rombas e pontiagudas e os fios cirúrgicos.Colocamos a ninhada em uma câmara aquecida por 15 a 30 minutos para auxiliar sua recuperação após a anestesia. Em seguida, devolvemos a ninhada à gaiola da mãe. A expressão do transgene nas células transfectadas com sucesso aparecerá cerca de 10 horas após a eletroporação e permanecerá estável por várias semanas.Então é isso. Obrigado por assistir e boa sorte com seus experimentos. Tchau.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

In Utero injeção intraventricular e eletroporação de embriões de ratos E16

Na eletroporação utero é um método valioso para transfecting células progenitoras neuronal in vivo. Dependendo da colocação dos eletrodos e do ponto no tempo de desenvolvimento de eletroporação, certos subgrupos de células corticais podem ser alvo. Células-alvo podem então ser analisados ​​in vivo ou in vitro para efeitos da alteração genética.

No útero Eletroporação seguido por Cultura Neuronal primário para estudar a função do gene no subconjunto dos neurônios corticais

Na eletroporação útero permite a entrega rápida em um gene espacialmente e temporalmente maneira controlada no desenvolvimento do sistema nervoso central (SNC). Aqui nós descrevemos um adaptável altamente in utero protocolo de eletroporação que pode ser usado para entregar constrói expressão em vários domínios embrionário do SNC, incluindo o telencéfalo diencéfalo e retina.

Entrega Gene eficiente em múltiplos territórios CNS Usando In Utero Eletroporação

Fonte: Denaxa, M., el al., Transplante de progenitores de interneurônios corticais quimiogeneticamente modificados em cérebros de camundongos pós-natais precoces. J. Vis. Exp. (2019)Este vídeo demonstra o procedimento para injetar um vetor de plasmídeo carregando o gene de interesse em progenitores interneurônios em uma fatia de cérebro embrionário, seguido de eletroporação para entrada de plasmídeo e expressão gênica. Esses progenitores modificados podem ser usados posteriormente para o...

Transferência de genes assistida por eletroporação incorporada em agarose em progenitores de interneurônios corticais de camundongos

Genes podem ser manipulados durante o desenvolvimento do córtex ou do hipocampo do rato via in utero eletroporação (IUE) em E16, para permitir modificações rápidas e direcionadas na conectividade neuronal para estudos posteriores do comportamento ou neuropatologia em animais adultos. Pós-natal em imagem in vivo para o controle do sucesso IUE é realizada por bioluminescência de ativar luciferase cotransfectados.

Geração de topicamente transgênicas Rats por<em&gt; In utero</em&gt; Eletroporação e<em&gt; In vivo</em&gt; Triagem Bioluminescência

Nós demonstramos uma técnica minimamente invasiva referido como eletroporação zona neonatal subventricular. A técnica consiste em injectar o DNA de plasmídeo nos ventrículos laterais de bebés recém-nascidos e na aplicação de corrente eléctrica para fornecer e manipular geneticamente as células estaminais...

Eletroporação Zona Neonatal subventricular

A superfície pial é uma zona de progenitor original no SNC, que está a receber cada vez mais atenção. Aqui, detalhamos um método para manipulação genética rápida desta zona progenitor usando um método de eletroporação modificado. Este procedimento pode ser usado para investigações celulares e moleculares de linhagens celulares e vias de sinalização envolvidas na diferenciação celular e para esclarecer o destino e as propriedades das células-filhas.

Neonatal Pial Superfície Eletroporação

Aqui demonstramos uma técnica para transdução neuronal generalizada por injeção intraventricular de vírus adeno-associado no cérebro de camundongo neonatal.  Este método fornece uma maneira rápida e fácil de obter a expressão vitalícia de transgenes entregues por vírus.

Injection Viral intracerebroventricular do Neonatal do rato do cérebro para a transdução neuronal persistente e generalizada

Nós descrevemos um método novo para a entrega do plasmídeo de DNA em células uroteliais do rato bexiga na vivo através de cateterismo de uretra e eletroporação. Oferece uma maneira rápida e conveniente para gerar modelos de rato autóctone de doenças da bexiga.

Novo método de entrega de DNA do plasmídeo para Mouse bexiga Urotélio por eletroporação

É apresentado aqui um método do Electroporation para a entrega do ADN do plasmídeo e a rotulagem da pilha ependymoglial no telencephalon adulto do zebrafish. Este protocolo é um método rápido e eficiente para visualizar e traçar células ependymogliais individuais e abre novas possibilidades para aplicar a eletroporação a uma ampla gama de manipulações genéticas.

Método de Electroporation para in vivo entrega de DNA plasmídeo no adulto zebrafish Telencephalon

O presente protocolo descreve instruções passo a passo para a realização de injeções intratecais em camundongos neonatais para edição gênica e liberação de drogas.

Injeção Intratecal de Camundongos Recém-Nascidos para Edição do Genoma e Liberação de Fármacos

Aprenda a entrega de genes ao cérebro pós-natal de ratos usando eletroporação in vivo. Este método não viral permite a introdução eficiente de plasmídeos em regiões específicas do tecido cerebral neonatal.

Entrega de genes ao cérebro pós-natal do rato por Non-ventricular Injection sHRNA e Eletroporação

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