Name: Desenho de sangue de ratos através da veia safena e por punção cardíaca (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-08-23T00:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 27 s
Description: Aprenda duas técnicas de coleta sanguínea em ratos: punção da veia safena e punção cardíaca. Esses métodos são essenciais para estudos farmacocinéticos com mínimo estresse animal.

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Desenho de sangue de ratos através da veia safena e por punção cardíaca Nota: Todos os procedimentos devem ser aprovados pelo seu cuidado instituto animal e comissão de uso. 1. Tirar sangue da veia safena <ol><li> Este procedimento é realizado sem anestesia e requer duas pessoas, uma que lida com o rato, e aquele que realiza o sorteio. </li><li> Faça um cone de uma toalha ou mantenha o rato com luvas de manipulação de roedores, deixando um membro posterior exposta. </li><li> Raspar a parte de trás da perna com um aparador elétrico até a veia safena é visível. Raspar uma área grande o suficiente, de modo que nenhum cabelo vai entrar em contato com o local da punção. Use uma pequena quantidade de não-perfumada loção de mão para manter o cabelo não-raspado de distância do local da punção. </li><li> Faça um ponto de compressão na base da perna para fazer o bojo para fora da veia safena (semelhante ao uso de um torniquete, quando a retirada de sangue de um humano ou um animal de grande porte). Puncionar a veia com uma agulha de 20G e colher o sangue que ela sai com um microvette. Bombeamento com a perna vai ajudar a tirar mais sangue. Quando você tiver coletado sangue suficiente, mantenha uma compressa limpa no local da punção para parar o sangramento. </li></ol> 2. Coleta de sangue por punção cardíaca <ol><li> Este procedimento requer anestesia e é terminal. Animais devem ser imediatamente sacrificados no final de uma punção cardíaca. </li><li> Prepare uma seringa de 5 ml com uma agulha 23G1. </li><li> Profundamente anesthesize o rato e verificar para anestesia por falta de movimento espontâneo, a taxa de respiração lenta e falta de resposta a estímulos (como beliscar um dedo do pé). Para garantir a anestesia prolongada, coloque uma seringa contendo uma toalha de papel embebido em anestésico volátil no nariz do rato durante o procedimento. </li><li> Coloque o rato sobre as suas costas, de frente para longe de você. </li><li> Se você é destro, coloque o dedo indicador esquerdo ao nível das costelas inferiores, sem aplicar qualquer pressão. O coração estará localizado ~ 1 cm acima desse ponto, um pouco à direita. </li><li> Segurando a seringa em um ângulo de 45 graus, insira a agulha entre duas costelas e assistir a uma gota de sangue para entrar na agulha. Esta é uma indicação que você está no coração. Sem mover a sua seringa, puxar o êmbolo para encher a seringa. Uma vez que a seringa está cheia, cuidadosamente desconecte-o da agulha e esvaziá-lo em um tubo. A seringa pode ser re-inscritos para a agulha para o desenho mais sangue. Deve ser possível tirar 5-10 ml de sangue de um rato g 120-180. </li><li> Imediatamente euthanize o rato. </li></ol>

<ol><li>Van Herck, H., Baumans, V., Brandt, C. J. W. M., Boere, H. A. G., Hesp, A. P. M., Van Lith, H. A., Schurink, M., Beynen, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sampling+from+the+retro-orbital+plexus%2C+the+saphenous+vein+and+the+tail+vein+in+rats%3A+comparative+effects+on+selected+behavioural+and+blood+variables%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: comparative effects on selected behavioural and blood variables.</a> Laboratory Animals. 35, 131-139 (2001).</li>
<li>Luzzi, M., Skoumbourdis, E., Baumans, V., Conte, A., Sherwin, C., Kerwin, A., Lang, T., Morton, D., Barley, J., Moreau, E., Weilenmann, R. F., Reinhardt, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collecting+blood+from+rodents%3A+a+discussion+by+the+laboratory+animal+refinement+and+enrichment+forum%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Technology+and+Welfare%22%5BJournal%5D)">Collecting blood from rodents: a discussion by the laboratory animal refinement and enrichment forum.</a> Animal Technology and Welfare. 4, 99-102 (2005).</li>
<li>Angelow, O., Schroer, R. A., Heft, S., James, V. C., Noble, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+two+methods+of+bleeding+rats%3A+the+venous+plexus+of+the+eye+versus+the+vena+sublingualis%5BTitle%5D)+AND+%22Jounal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A comparison of two methods of bleeding rats: the venous plexus of the eye versus the vena sublingualis.</a> Jounal of Applied Toxicology. 4, 258-260 (2006).</li>
<li>Beeton, C., Wulff, H., Barbaria, J., Clot-Faybesse, O., Pennington, M., Bernard, D., Cahalan, M. D., Chandy, K. G., Beraud, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+blockade+of+T+lymphocyte+K%2B+channels+ameliorates+experimental+autoimmune+encephalomyelitis%2C+a+model+for+multiple+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad%22%5BJournal%5D)">Selective blockade of T lymphocyte K+ channels ameliorates experimental autoimmune encephalomyelitis, a model for multiple sclerosis.</a> Proc. Natl. Acad. , 13942-13947 (2001).</li>
<li>Beeton, C., Pennington, M. W., Wulff, H., Singh, S., Nugent, D., Crossley, G., Khaytin, I., Chen, C. Y., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+effector+memory+T+cells+with+a+selective+peptide+inhibitor+of+Kv1.3+channels+for+therapy+of+autoimmune+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Targeting effector memory T cells with a selective peptide inhibitor of Kv1.3 channels for therapy of autoimmune diseases.</a> Mol. Pharmacol. , 1369-1381 (2005).</li>
<li>Beeton, C., Wulff, H., Standifer, N. E., Azam, P., Mullen, K. M., Pennington, M. W., Kolski-Andreaco, A., Wei, E., Grino, A., Counts, D. R., Wang, P. H., LeeHealey, C. J., Andrews, B. S., Sankaranarayanan, A., Homerick, D., Roeck, W. W., Tehranzadeh, J., Stanhope, K. L., Zimin, P., Havel, P. J., Griffey, S., Knaus, H. G., Nepom, G. T., Gutman, G. A., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kv1.3+channels+are+a+therapeutic+target+for+T+cell+mediated+autoimmune+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Kv1.3 channels are a therapeutic target for T cell mediated autoimmune diseases.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. , 17414-17419 (2006).</li>
<li>Beeton, C., Barbaria, J., Devaux, J., Benoliel, A. -M., Gola, M., Sabatier, J. -M., Bernard, D., Crest, M., Beraud, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+blocking+of+voltage-gated+K%2B+channels+treats+experimental+autoimmune+encephalomyelitis+and+inhibits+T-cell+activation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Selective blocking of voltage-gated K+ channels treats experimental autoimmune encephalomyelitis and inhibits T-cell activation.</a> J. Immunol. , 936-944 (2001).</li>
<li>Devaux, J., Forni, C., Beeton, C., Barbaria, J., Beraud, E., Gola, M., Crest, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myelin+basic+protein-reactive+T+cells+induce+conduction+failure+in+vivo+but+not+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Myelin basic protein-reactive T cells induce conduction failure in vivo but not in vitro.</a> Neuroreport. , 317-320 (2003).</li>
<li>Beeton, C., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+and+monitoring+of+adoptive+delayed+type+hypersensitivity+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Induction and monitoring of adoptive delayed type hypersensitivity in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. 8, (2007).</li>
</ol>

Tirar sangue da veia safena é uma maneira conveniente de obter pequenas quantidades de sangue sem anestesia. Se a amostragem repetida é necessária, as regulamentações para garantir que você não tirar muito sangue de um rato. A retirada de sangue por punção cardíaca é uma maneira conveniente de obter grandes quantidades de sangue, mas este é um procedimento terminal. O animal deve ser sacrificado no final da coleta de sangue. Estas técnicas (como todas as técnicas em animais vivos) deve ser o primeiro feito na presença de um ...

<table><tbody><tr><td>Agulha 20G 1/2</td><td>Ferramenta</td><td>BD Biosciences</td><td>305176</td><td>Para punção da veia safena</td></tr><tr><td>Microvette 300</td><td>Ferramenta</td><td>Sarstedt Ltd</td><td>20.1308.100</td><td>Para coletar sangue da veia safena</td></tr><tr><td>Aparador elétrico</td><td>Ferramenta</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>CLP-32130</td><td></td></tr><tr><td>Agulha 23 G 1</td><td>Ferramenta</td><td>BD Biosciences</td><td>305145</td><td>Para punção cardíaca</td></tr><tr><td>Seringa plástica de 5 ml, ponta lisa</td><td>Ferramenta</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-12</td><td>Para punção cardíaca</td></tr></tbody></table>

desenho de sangue de ratos através da veia safena e por punção cardíaca

Drawing Blood from Rats through the Saphenous Vein and by Cardiac Puncture

A retirada de sangue de roedores é necessário para um grande número de ambos in vitro e in vivo. Sites de sangue desenha são numerosos em roedores: coração retro-orbital do seio, veia jugular, veia maxilar, veia safena,. Cada técnica tem suas vantagens e desvantagens, e alguns não estão aprovados mais em alguns países (por exemplo, retro-orbital desenha na Holanda). Uma discussão sobre diferentes técnicas de desenho são de sangue 03/01 disponível. Aqui, apresentamos duas técnicas para a retirada de sangue de ratos, cada um com suas aplicações específicas. Tirar sangue da veia safena, desde que seja feito corretamente, induz sofrimento mínima em animais e não requer anestesia. Esta técnica permite que chama repetidas de pequenas quantidades de sangue, tais como necessários para estudos farmacocinéticos 4,5, determinando plasma química, ou contagem de sangue 6. Punção cardíaca permite a coleta de grandes quantidades de sangue de um único animal (até 10 ml de sangue pode ser extraída de um rato g 150). Esta técnica é, portanto, muito útil como um procedimento terminal, quando a retirada de sangue da safena não iria fornecer uma amostra suficientemente grande. Usamos punção cardíaca, quando precisamos de uma quantidade suficiente de soro de uma cepa específica de ratos para crescer linhas de linfócitos T in vitro 4-9.

Coletas de sangue são necessários em um grande número de estudos, por exemplo, para estudar o perfil farmacocinético de um composto. Aqui, nós demonstrar como tirar sangue de ratos, utilizando duas técnicas: tirar sangue da veia safena ou por punção cardíaca.

Desenho de sangue de ratos através da veia safena e por punção cardíaca

A colheita de sangue de roedores é necessária para um grande número de estudos, tanto in vitro quanto in vivo. Os locais de colheita de sangue em roedores são diversos: ...

Olá, sou Christine Beaton. Sou pesquisadora assistente no laboratório de George Chen, do Departamento de Fisiologia e Biofísica da Universidade da Califórnia em Irvine. E, no vídeo que você está prestes a assistir, contarei com a ajuda de Adriana Garcia, aluna de pós-graduação do laboratório.Vou mostrar a você dois métodos para coletar sangue de ratos. O primeiro método que vamos demonstrar é a coleta de sangue da veia safena. Esta é uma técnica muito útil quando se deseja obter pequenas quantidades de sangue de ratos sem anestesia.Por exemplo, se você estiver realizando um estudo farmacocinético, que exige pequenas quantidades de sangue, mas coletadas em intervalos regulares. A segunda técnica que vamos mostrar é a coleta de sangue por punção cardíaca. Esta é uma técnica terminal, portanto, a ratazana deve ser sacrificada ao final da coleta de sangue.Mas a vantagem dessa técnica é que ela pode fornecer quantidades muito maiores de sangue, vários mililitros. Assim, uma vez que tivermos preparado a área, aplicamos uma loção corporal comum, principalmente para evitar que pelos soltos voem e caiam no tubo, bem como para impedir a coagulação do sangue. Em seguida, com o meu polegar, vo

drawing-blood-from-rats-through-saphenous-vein-cardiac

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Cateterização crônica dos vasos sangüíneos no rato é muitas vezes necessária para a administração de substâncias, obter amostra de sangue durante um período de tempo ou para medições de pressão direta consciente sangue. Cateterismo arterial femoral do rato e medidas correspondentes da pressão arterial em que o animal consciente será demonstrado.

Cateterismo arterial e venoso femoral para coleta de sangue, Drug Administration e Pressão Arterial Consciente e Medidas de freqüência cardíaca

As amostras de sangue são úteis para avaliar biomarcadores de estados fisiológicos ou doenças in vivo. Aqui descrevemos a metodologia para coletar amostras de sangue da veia lateral da cauda no rato. Este método fornece amostras rápidas com o mínimo de dor e invasividade.

A amostragem de sangue a partir da veia lateral da cauda do rato

Aqui, descrevemos um método de amostragem de sangue de veia de cauda simples em ratos não anestesiados, usando um sistema de tubo de aspiração. Este método reduz o risco de exposição direta a sangue e simplifica a recolha de amostras múltiplas de uma única punção venosa.

Repetiu a coleta de sangue da veia da cauda de ratos não anestesiados com um sistema de coleta de sangue do vácuo

Aqui, apresentamos um protocolo para coletar amostras de sangue de rato veia subclávia.

Punção da veia subclávia como um método alternativo de coleta de amostra de sangue em ratos

Técnicas microcirúrgicas detalhadas são demonstradas para estabelecer um modelo de rato de cannulação vesícula ve jugular de longo prazo para coleta de sangue sequencial no mesmo animal. Parâmetros fisiológicos e hematológicos foram monitorados durante a fase de recuperação do rato. Este modelo foi aplicado para estudar farmacocinética de polifenól administrado oralmente sem induzir o estresse animal.

Habilidades Microcirúrgicas de Estabelecer Cannulação permanente de veia jugular em ratos para amostragem de sangue serial de droga administrada oralmente

O presente protocolo descreve um método simples e eficiente para a coleta dinâmica e em tempo real de sangue de coração de ratos utilizando a técnica de microdiálise.

Extração Contínua Dinâmica de Sangue do Coração de Rato via Técnica de Microdiálise Não Invasiva

Aqui, apresentamos um protocolo para oferecer alternativas rápidas, fáceis e confiáveis de coleta de sangue para o modelo de rato. Descrevemos três diferentes métodos de coleta de sangue de acordo com o contexto: punção da veia caudal sob anestesia ou em um animal consciente e punção da veia peniana dorsal sob anestesia.

Veia Caudal e Punção Peniana Modificadas para Coleta de Sangue no Modelo de Rato

Apresentamos aqui uma combinação de métodos eficazes de restrição em ratos e punção da veia subclávia que permitem a coleta de sangue rápida, segura e repetida em ratos sem anestesia.

Coleta de sangue da veia subclávia em ratos conscientes

A punção cardíaca subclávia é um método simples e confiável para coletar sangue terminal em camundongos. É fácil de operar e garante amostras de alta pureza.

Coleta de Sangue Cardíaca por Punção Subclávia em Camundongos

Células natural killer são uma pequena população de linfócitos. Aqui nós mostramos como isolar estas células do sangue humano por seleção negativa, usando um kit de StemCell Technologies. As células obtidas são viáveis ​​e intocada por anticorpos e, portanto, pronto para ser usado para uma série de procedimentos.

Enriquecimento das células NK do sangue humano com o Kit RosetteSep de StemCell Technologies

Aprenda duas técnicas de coleta sanguínea em ratos: punção da veia safena e punção cardíaca. Esses métodos são essenciais para estudos farmacocinéticos com mínimo estresse animal.

Desenho de sangue de ratos através da veia safena e por punção cardíaca

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