Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

O objetivo geral deste procedimento é modelar a reperfusão global de isquemia Norm Themic para avaliar o efeito das intervenções neste estado de doença importante e comum. Primeiro, um camundongo instrumentado anestesiado é preparado para parada cardíaca e ressuscitação ou CA RCP. Em seguida, a parada cardíaca é induzida.

Em seguida, o camundongo é ressuscitado da parada cardíaca usando compressões torácicas e epinefrina. Em última análise, ensaios funcionais como uréia no sangue, nitrogênio, creatinina sérica, Alan Transferases, aspartato a transferases menores e histologia podem ser realizados para avaliar o dano substancial ao órgão. A presença de biomarcadores precoces, como gelatina de neutrófilos associada à lipocalina, também pode ser medida.

Finalmente, o resultado da ressuscitação é avaliado aqui, demonstrado como um cardio trans de 24 horas, perfusão e colheita renal. A principal vantagem desse modelo sobre nossos outros métodos, como modelos animais maiores de parada cardíaca e ressuscitação cardiopulmonar, é que os camundongos de laboratório são de baixo custo, onipresentes e disponíveis em muitas cepas transgênicas. Para começar, lubrifique os olhos de um camundongo anestesiado e coloque o animal em decúbito dorsal em uma almofada de aquecimento.

Em seguida, imobilize as extremidades do animal com fita adesiva, colocando os poros posteriores em uma posição neutra, mas prendendo os quatro poros o mais próximo possível da parede torácica para permitir a excursão completa da parede torácica durante as compressões torácicas. Em seguida, lubrifique e coloque uma sonda de temperatura retal. Intubar a traqueia usando um cateter de Teflon calibre 22 e um introdutor angular.

O posicionamento endotraqueal do tubo pode ser confirmado usando pressão positiva ou negativa. Usando pressão positiva, um pequeno volume de ar é forçado para dentro do tubo. Se o tubo for traqueal em vez de esofágico, o tórax se eleva simetricamente usando pressão negativa.

Uma pequena quantidade de fluido é colocada em um tubo transparente, que é conectado ao tubo endotraqueal. O esforço respiratório espontâneo do camundongo move o fluido dentro do tubo. Prenda o cateter endotraqueal com um laço de fio ao incisivo, mantendo uma leve tensão no incisivo para manter a cabeça imobilizada durante as compressões torácicas.

Ventile mecanicamente o mouse com o ventilador de roedores ajustado para 140 microlitros 150 respirações por minuto. Usando técnica estéril e um microscópio cirúrgico, coloque um cateter PE 10 pré-lavado na veia jugular. Prenda o cateter PE 10 no fechamento da pele com adesivo cirúrgico de cianoacrilato.

Coloque três eletrodos de eletrocardiograma subcutâneos, um próximo a cada eixo e outro no quadrante inferior esquerdo do abdômen. Certifique-se de que todos os fios estejam presos à superfície de operação. Minimize os cruzamentos de sinal e minimize os isoladores dentro do caminho do sinal.

Uma vez conectado, otimize o sinal de eletrocardiograma no monitor. Certifique-se de que o mouse seja normativo. Administre 40 microlitros de temperatura ambiente, cloreto de potássio 0,5 molar por via intravenosa e observe o traçado isoelétrico no eletrocardiograma.

Inicie o temporizador de parada. Em seguida, desconecte o ventilador e interrompa o vapor anestésico. Desligue a almofada de aquecimento e qualquer outro equipamento que produza ruído eletrônico e possa interferir no monitoramento do eletrocardiograma.

Coloque um cobertor isolante sobre o mouse. Registre a temperatura a cada minuto durante a parada cardíaca. Se necessário, use uma lâmpada de aquecimento para trazer a temperatura central até a faixa temática normal.

Após sete minutos e 30 segundos de parada cardíaca, reconecte o ventilador e aumente a frequência para 180 respirações por minuto. Realizar compressões torácicas para retornar a circulação espontânea é a parte mais complicada desse modelo. O mouse é bem pequeno, então o posicionamento e a pressão são críticos.

Muita pressão resultará em lesões pulmonares e hepáticas e reduzirá a sobrevida. Pouca pressão reduzirá a probabilidade de retorno da circulação espontânea. O tórax deve ser comprimido de um terço a metade da fileira do FAN.

A distância posterior e o recuo total devem ser permitidos entre as compressões. A falha em alcançar a sobrevida neste modelo é quase sempre devido à RCP abaixo do ideal em oito minutos. Inicie as compressões torácicas a 300 batimentos por minuto.

A compressão torácica deve ser aplicada com o dedo indicador. Cinco milímetros acima do processo xifóide e ligeiramente à esquerda da infusão da linha média. 0,5 mililitros de epinefrina diluída a 15 microgramas por mililitro.

Nos primeiros 30 segundos da RCP, observe cuidadosamente o ECG para o retorno da circulação espontânea ou RCE, contrações ventriculares prematuras frequentes e alterações no eixo do ECG são observadas nos primeiros dois minutos. RCE e quase sempre se resolvem em taquicardia sinusal constante. Aos dois minutos, registre o tempo total de ressuscitação e a dose de epinefrina.

Registre a temperatura a cada minuto por 10 minutos. Após os eletrodos R-O-S-C-E-K-G podem ser removidos Quando a respiração espontânea começa, geralmente dentro de 12 a 50 minutos após o RCE, remova o cateter jugular e use pressão direta para obter hemostasia, extubar a traqueia quando a frequência respiratória espontânea for maior que 60 por minuto. Finalmente, coloque o mouse em uma gaiola de recuperação em uma superfície com temperatura controlada ajustada para 37 graus Celsius nas primeiras duas horas após o procedimento ou mais, se necessário para a recuperação completa da anestesia, a gaiola pode ser movida para condições de alojamento pós-operatórias padrão 24 horas após o C-A-C-P-R anestesiar o camundongo e realizar a perfusão transcardio primeiro com solução salina e depois com formalina Após a fixação, Uma laparotomia é realizada para verificar a adequação da fixação renal.

Os rins adequadamente perfundidos e fixados são bem escaldados. A parada cardíaca induz perda instantânea de perfusão. Pressão aqui representada como pressão arterial média ou mapa.

Essa perda de pressão de perfusão resulta na cessação quase completa do fluxo sanguíneo cortical renal regional ou FR CBF durante todo o período de parada cardíaca na área sombreada. Como visto aqui, a ressuscitação com compressões torácicas e retornos de epinefrina são mapeados ao normal e o FR CBF aumenta constantemente no período pós-ressuscitação. Nesta figura, pode-se ver como 24 horas após o procedimento o nitrogênio da uréia no sangue ou a creatinina sérica de ureia BUN e a extensão da morte de células tubulares são significativamente elevados em animais submetidos a RCP em comparação com animais tratados com um procedimento simulado de RCP induz um insulto isquêmico pan-organismal aqui, evidenciado por elevação maciça das enzimas da função hepática, Alan Transferases ou um LT e aspartato para minoro transferase ou um ST em ca, camundongos CPR em comparação com animais tratados com simulação.

Aqui, um western blot realizado usando um anticorpo policlonal para neutrófilo gelatinoso associado lipo callin ou end gal. Um indicador sensível de lesão isquêmica renal é mostrado. Amostras de urina foram obtidas imediatamente antes do pré e 24 horas após o C-A-C-P-R em quatro animais representados como A, B, C e D. Esta figura mostra que o N gal é massivamente regulado positivamente na urina do camundongo após o C-A-C-P-R.

Esta figura mostra uma coloração de hemat, toin e eoin de uma seção hilar de eixo curto do tecido renal 24 horas após a RCP irregular, mas danos claros aos túbulos medulares medulares e corticomedulares com tamponamento tubular podem ser observados uma coloração de fluoro jade B da mesma região no mesmo animal. 24 horas após o C-A-C-P-R pode ser visto nesta figura, o fluoro jade B mancha as células necróticas de verde brilhante, mostrando necrose irregular da tubulina corticomedular. Esses achados são substancialmente semelhantes aos achados de biópsia renal de humanos que desenvolvem lesão renal aguda ou KI e ao contrário daqueles produzidos por outros modelos animais de KI, Ao tentar este procedimento, é importante lembrar de posicionar cuidadosamente o mouse antes de um descanso para minimizar o ruído do sinal do eletrocardiograma e para fornecer compressões torácicas com pressão ideal.