Name: Um Modelo de Suínos de asfixia neonatal (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-11T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 36 s
Description: Aprenda a examinar alterações hemodinâmicas sistêmicas e regionais durante a asfixia e reoxigenação neonatal em leitões recém-nascidos. Este modelo simula cenários clínicos para desenvolver intervenções terapêuticas eficazes.

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Os autores gostariam de agradecer ao Canadian Institutes of Health Research (MOP53116) e Alberta Heritage Foundation for Medical Research para a concessão operacional e fundo de estabelecimento, respectivamente, para apoiar o desenvolvimento deste modelo experimental.

1. Anestesia <ol><li> Definir a velocidade de fluxo da máquina de anestesia em 2L/min. Ligue o escape de sucção a vácuo. </li><li> Máscara de carga cara com gás anestésico (isoflurano) a 5% (~ 3 min). </li><li> Leitões recém-nascidos serão induzidos com isoflurano inalado 5% em 100% de oxigénio (~ 3 min). </li><li> Manter a anestesia em 2-3% de isoflurano. Ajuste fino de isoflurano 0,5% consoante o caso, no entanto, pode variar de 0,5 a 5%, dependendo da condição de leitões. </li><li> Uma vez que o acesso vascular foi estabelecida, a anestesia por inalação pode ser comutada para a anestesia intravenosa utilizando fentanil (5-50 mcg / kg / h) e midazolam (200-500 mcg / kg / h) infusões. Pancurónio (50-100 mcg / kg / h) pode ser obrigado a controlar os movimentos musculares excessivas durante a cirurgia, enquanto que a capacidade de observar estado animal é preservado para o ajustamento de drogas anestésicas. </li><li> O leitão é monitorada por oximetria de pulso (percutânea de oxigênio saturation a 95-100%) e ECG (ritmo cardíaco em 130-170 batimentos / min). </li><li> Temperatura retal do leitão é mantido a 38-40 ° C com manta de aquecimento e aquecedor radiante. </li><li> O estado anestésico do leitão está sendo avaliado regularmente durante todo o período experimental com neurológicos (tamanho da pupila, lacrimejamento, movimentos do corpo), comportamentais (agitação), cardiovascular (taquicardia e hipertensão) e respiratória (taquipneia) parâmetros como apropriado. Paralisia mínimo é dado. Experiência anterior de anestesia em leitões com e sem paralisia seria útil para a avaliação. </li><li> O protocolo é um procedimento não-sobrevivência com a eutanásia dos animais no final do experimento com uma overdose de pentobarbital (100 mg / kg) por via intravenosa. </li></ol> 2. Cirurgia de colocação de cateteres vasculares na virilha (Figura 1) <ol><li> Faça uma incisão 2-3cm de comprimento na virilha direita. </li><li> Dissecar um centímetro da veia femoral direita e retidão 1 centímetrot artéria femoral. Coloque duas cordas 3-0 em torno de cada navio. </li><li> Cateterização venosa femoral direita: Ligar o distal da veia. Inserir um cateter Argyle (3,5 ou 5 French, duplo-lúmen) (Covidien, Mansfield, MA) a 15cm e isso vai colocar no átrio direito. Amarre as duas cordas para fixar o cateter. O cateter pode ser usado para fluido de manutenção e de infusão de medicamentos (porta secundária) e venosa central / medição da pressão atrial direita (porta principal). </li><li> Cateterismo femoral direito arterial: Ligar o distal da artéria. Levante-se a cadeia de proximal para parar o fluxo de sangue. Inserir um cateter Argyle (3,5 ou 5 francês, único lúmen) a 5cm. Isto irá colocar o cateter arterial na aorta infra-renal para a medição contínua da pressão arterial média e a amostragem de sangue. Amarre as duas cordas para fixar o cateter. </li><li> Fechar a pele. </li></ol> 3. Estabelecer ventilação mecânica (Figura 2) <ol><li> Fazer uma horizontal 2-3cm de comprimentoincisão no pescoço. </li><li> Dissecar e expor um centímetro da traquéia. Coloque duas cordas 1-0 ao redor da traquéia. </li><li> Insira um tubo endotraqueal (3.0 ou 3.5) a um centímetro na traquéia. Conectar a um ventilador e iniciar ventilação mecânica. Fixe o tubo endotraqueal. </li><li> Dissecar e expor a artéria carótida comum. Cercar o navio com um fluxo de tempo de trânsito sonda de ultra-som (2SB ou 2RB, Transonic Systems Inc., Ithica, NY) para medir continuamente o fluxo de sangue. </li></ol> 4. Colocação de sondas de fluxo em mesentérica superior (Figura 3) e renal esquerda (Figura 4) artérias <ol><li> Doses adicionais de fentanil (5-10 mcg / kg) e acepromazina (0,01-0,02 mg / kg) são necessárias antes da incisão da pele. </li><li> Fazer uma incisão lateral-subcostal longa e dissecar cuidadosamente camadas musculares. </li><li> Exposição da aorta abdominal. </li><li> Minimizar manuseamento vascular (vasospasmo) e lesão linfática. </li><li> Dissecar 0,5 a 1 cm ea artéria mesentérica superiorcolocar uma sonda de fluxo Transonic (3SB) em torno dele. </li><li> Dissecar 0,5 a 1 cm da artéria renal esquerda e colocar uma sonda de fluxo Transonic (2SB) em torno dele. </li><li> Fechar a pele e fixar a sonda de fluxo. </li></ol> 5. A colocação de cateter na artéria pulmonar (Figura 5) e o fluxo de sonda (Figura 6) <ol><li> Doses adicionais de fentanil (5-10 mcg / kg) e acepromazina (0,01-0,02 mg / kg) são necessárias antes da incisão da pele. </li><li> Deite o animal na posição de lateral direito. </li><li> Toracotomia no 4 º espaço intercostal esquerdo. </li><li> Cuidado com a artéria mamária interna e veia, ligadura se necessário. </li><li> Utilize um cotonete dental para pressionar para baixo o pulmão esquerdo e aumentar o oxigênio, se necessário. </li><li> Abra o pericárdio. </li><li> Identificar o canal arterial, que vai da artéria pulmonar à aorta. </li><li> Canal arterial pode ser ligado pela colocação de um clipe ou por um grosso "3-O seda" gravata em sua origem. </li><li> A artéria pulmonar principal e livre passagem avestilingue ascular usando uma espessa "0" gravata. </li><li> Realizar um fio de bolsa (5-0 prolene) sutura na base para a colocação do cateter de artéria pulmonar. </li><li> Inserir um angiocath de calibre 20G (com 3 orifícios laterais em menos de 1 cm da ponta do cateter), através do fio de bolsa até um máximo de 1 cm. </li><li> Verifique se há livre fluxo de sangue venoso. </li><li> Conecte-se transdutor de pressão, verificar pressão arterial pulmonar e forma de onda. </li><li> Aperte o fio de bolsa e prenda o cateter pulmonar. </li><li> Colocar uma sonda de fluxo Transonic (6SB) em torno da artéria pulmonar principal. </li><li> Coloque gel de ultra-sons entre a sonda de fluxo e de artéria para permitir a transdução de sinal óptima. </li><li> Cobrir a ferida com gaze salina úmida. </li></ol> 6. Hipóxia e reoxigenação protocolo <ol><li> Reduzir a concentração de oxigénio inspirado para 10% por aumento da concentração de gás de azoto para induzir a hipoxemia inalado. </li><li> Ajuste o oxigênio inspiradoconcentração entre 10% e 15% para se obter uma PaO 2 de 20-40 mmHg ou SaO 2 de 30-40%, durante 2 h. </li><li> Realizar análise de sangue arterial para avaliar PaCO 2 e ajustar a taxa de ventilação de acordo. </li><li> Com a indução de hipoxemia, a primeira hora é dedicada a indução de uma resposta constante (e o débito cardíaco) taquicardia. </li><li> Continue a acompanhar as mudanças no fluxo de sangue no comum mesentérica, carótida superior e esquerda artérias renais. </li><li> Durante a segunda hora de hipóxia, o stress hipóxico é aumentada para saída constante inferior cardíaca a 30-40% da linha de base, a pressão arterial média de 30-35 mmHg e pH arterial 6,95-7,05. </li><li> Estresse hipóxico pode ser encerrado prematuramente ou prorrogado por 15 min, conforme apropriado. </li><li> Aumentar a concentração de oxigênio inspirado abruptamente para 100% abruptamente interrompendo gás nitrogênio, continuando oxigênio puro. </li><li> Monitorar o débito cardíaco, pressão arterial média e outros hemodinâmica parágrafometros para a rápida recuperação. </li><li> Ressuscitação com oxigênio a 100% pode ser continuado por 0,5 h. Após este período de tempo, reduzir a concentração de oxigénio inspirado para 21% rapidamente. </li><li> Continuar reoxigenação com 21% de oxigênio para o restante período de experiência. A concentração de oxigénio inspirado pode ser titulada para 25%, se necessário. </li><li> Bolus de fluido de uma solução a 10 ml / kg de Ringer de lactato pode ser necessária, conforme apropriado, durante o período experimental. Seu uso deve ser protocolizado. </li></ol> 7. Resultados representativos: A indução de hipoxemia no leitão recém-nascido durante a primeira hora de hipóxia deve aumentar o débito cardíaco (fluxo arterial pulmonar) e 120% -130% dos valores iniciais (Figura 7A) e a frequência cardíaca (Figura 7B). Normalmente, o débito cardíaco deve atingir o seu pico de compensação entre o primeiro e 0,5 h 1h de hipóxia. Além disso, o fluxo de sangue deve ser centralizada, resultando em diminuição mimperfusão senteric e renal, mas um aumento do fluxo ou preservado carótida comum arterial (Figura 8). Durante a segunda hora de hipóxia, há uma diminuição contínua do débito cardíaco, o desenvolvimento de hipotensão (Figura 9A), diminuição da frequência cardíaca, com ou sem arritmia ocorreu. Hipóxia deve induzir hipertensão pulmonar, com a pressão da artéria pulmonar aumentado (Figura 9B), a qual pode por vezes reduzir no min 30 final de hipóxia como a diminuição do débito cardíaco. Após a reanimação, todos os parâmetros hemodinâmicos vai recuperar imediatamente a linha de base normóxica, exceto para o fluxo de sangue renal, que se recupera gradualmente durante a primeira hora de reoxigenação. No entanto, os parâmetros hemodinâmicos, especialmente para o débito cardíaco e da pressão arterial média deteriora-se gradualmente ao longo de 2 horas, antes de a reoxigenação e cerca de 70-75% da linha de base normóxicas e 35-45 mm Hg, respectivamente. Este dysfuncti cardiovascularem, pelo menos, em parte, para o atordoamento do miocárdio e garante cardiovasculares terapias de apoio, tais como agentes vasoativos e inotrópicos. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 1"> Figura 1: incisão na virilha com a colocação de cateteres femorais arteriais e venosos <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig2.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 2"> Figura 2: incisão do pescoço com a colocação de um tubo endotraqueal e uma sonda de fluxo em torno da artéria carótida comum <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig3.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 3"> Figura 3: incisão de flanco com o isolamento da artéria mesentérica superior <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig4.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 4"> Figura 4: incisão de flanco com o isolamento da artéria renal esquerda <img alt="Figura 5" src='"files/ftp_upload/3166/3166fig5.jpg'> Figura 5: A toracotomia com a colocação de cateter na artéria pulmonar <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig6.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 6"> Figura 6: A toracotomia com a colocação de uma sonda de fluxo em torno Transonic artéria pulmonar principal <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig7.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 7"> Figura 7: mudanças temporais no (A) o débito cardíaco (fluxo arterial pulmonar) e (B) a freqüência cardíaca durante a hipóxia e reoxigenação <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig8.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 8"> Figura 8: Mudanças temporais no fluxo sanguíneo em (A), carótida comum (B) mesentérica superior e (C) artérias renais esquerdas durante hipóxia e reoxigenação <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig9.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 9"> Figura 9: Temporalmudanças no (A) e pressão arterial média (B) a pressão da artéria pulmonar durante hipóxia e reoxigenação

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<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Part+15%3A+Neonatal+resuscitation%3A+2010+American+Heart+Association+guidelines+for+cardiopulmonary+resuscitation+and+emergency+cardiovascular+care%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Part 15: Neonatal resuscitation: 2010 American Heart Association guidelines for cardiopulmonary resuscitation and emergency cardiovascular care.</a> Circulation. 122, S909-S919 (2010).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

O actual protocolo experimental tem uma vantagem para examinar as alterações sistêmicas e regionais hemodinâmicos em indivíduos recém-nascidos durante o processo de hipóxia e reoxigenação. Nós podemos também examinar o respectivo efeito das intervenções utilizadas para melhorar a função cardiovascular durante a recuperação. Nós e outros relatam a experiência e os resultados do estudo de asfixia neonatal em relação aos efeitos cardiovasculares em 1, 2 pulmonar, neurológica 3, 4 gastrointestinal, hep...

um modelo de suínos de asfixia neonatal

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Anualmente mais de 1 milhão de recém-nascidos morrem no mundo como relacionado à asfixia. Neonatos asfixiados comumente têm falência de múltiplos órgãos, incluindo hipotensão déficit de perfusão, encefalopatia hipóxico-isquêmica, hipertensão pulmonar, enterocolite vasculopathic, insuficiência renal e complicações tromboembólicas. Os modelos animais são desenvolvidos para nos ajudar a entender a fisiopatologia e farmacologia de asfixia neonatal. Em comparação com os roedores e os cordeiros recém-nascido, o leitão recém-nascido foi provado ser um modelo válido. O leitão recém-nascido tem várias vantagens, incluindo desenvolvimento semelhante à de 36-38 semanas feto humano com sistemas do corpo comparáveis, tamanho grande massa (~ 1,5-2 kg no nascimento), que permite a instrumentação e monitoramento do animal e controla as variáveis ​​de confusão de desarranjos hipóxia e hemodinâmica. Nós aqui descrever um protocolo experimental para simular a asfixia neonatal e nos permite examinar a systemic e regionais alterações hemodinâmicas durante o processo asfixiantes e reoxigenação assim como os respectivos efeitos de intervenções. Além disso, o modelo tem a vantagem de se estudar falha de múltiplos órgãos ou disfunção em simultâneo e a interacção com vários sistemas do corpo. O modelo experimental é um procedimento não-sobrevivência que envolve a instrumentação cirúrgica de leitões recém-nascidos (raça dias de idade e 1,5-2,5 kg de peso, 1-3 misto) para permitir o estabelecimento de ventilação mecânica, de acesso (arterial e venoso central) vascular ea colocação de cateteres e sondas de fluxo (Transonic Inc.) para a monitorização contínua da pressão intra-vascular e fluxo de sangue através das artérias diferentes, incluindo principal carótida, pulmonar comum, mesentérica superior e esquerda artérias renais. Usando estes leitões cirurgicamente instrumentados, após estabilização durante 30-60 minutos, tal como definidos pela variação Z &lt;10% nos parâmetros hemodinâmicos e gases sanguíneos normais, iniciar um protocolo experimentalde hipoxemia grave que é induzida através de hipóxia alveolar normocápnica. O porquinho é ventilada com oxigénio de 10-15% por aumento da concentração de gás inalado azoto durante 2 h, com o objectivo de saturações de oxigénio arterial de 30-40%. Este grau de hipoxemia vai produzir asfixia clínica com acidose metabólica grave, hipotensão e choque cardiogênico com hipoperfusão de órgãos vitais. A hipoxia é seguida por reoxigenação com oxigénio a 100% durante 0,5 horas e, em seguida, 21% de oxigénio durante 3,5 h. Intervenções farmacológicas podem ser introduzidas em devido tempo e os seus efeitos investigada em ocultação, moda em blocos ao acaso.

Modelos animais de grande porte têm bons valores de translação no exame de fisiologia e farmacologia da asfixia neonatal. Usando leitões recém-nascidos, desenvolvemos um protocolo experimental para simular a asfixia neonatal, que tem as vantagens de estudar a hemodinâmica sistêmica e regional, o transporte de oxigênio com vias bioquímicas e patológicas e correlações.

Um Modelo de Suínos de asfixia neonatal

Anualmente, mais de 1 milhão de neonatos morrem em todo o mundo em decorrência de asfixia. Neonatos asfixiados comumente apresentam falência múltipla de órgãos, incluindo hipotensão, ...

O objetivo geral do experimento a seguir é examinar as alterações hemodinâmicas sistêmicas e regionais que ocorrem durante os processos de asfixia e reoxigenação, bem como os respectivos efeitos de intervenções aplicáveis. Isso é alcançado primeiramente por meio do preparo cirúrgico do animal com cateteres vasculares, traqueais, mesentéricos, renais e pulmonares para indução e monitoramento da hipóxia. Em seguida, induz-se a hipóxia alveolar, que causa hipoxemia grave, produzindo asfixia clínica no animal.Finalmente, o processo hipóxico é abruptamente interrompido após duas horas pela reoxigenação do animal com oxigênio a 100% por 30 minutos e, em seguida, com oxigênio a 21% por 3,5 horas, simulando a ressuscitação de um neonato asfixiado. Este método pode ser utilizado para monitorar o desenvolvimento progressivo de choque cardiogênico, hipotensão e acidose metabólica grave que ocorrem em resposta a duas horas de hipóxia severa. As implicações dessa técnica estendem-se à terapia da asfixia neonatal devido ao alto grau de simulação da asfixia em ambiente clínico, conferindo valor translacional significativo aos dados coletados.Portanto, em geral, indivíduos novos neste método enfrentarão dificuldades devido aos desafios técnicos do procedimento cirúrgico e aos conhecimentos médicos necessários para realizar as manobras de reoxigenação após hipóxia. No vídeo, o Dr. David Bacon demonstrará o procedimento junto com o Dr. Rich Dip Gill, um estudante de pós-graduação do Laboratório de Neurociência. O protocolo mostrado aqui é um procedimento não sobrevivente.Monitore a saturação de oxigênio e os sinais vitais do leitão anestesiado por meio de pulso, oximetria e monitor cardiorrespiratório, respectivamente. Mantenha a temperatura retal entre 38 e 40 graus Celsius com uma manta aquecida e um aquecedor radiante. Para preparar o animal para a colocação dos cateteres vasculares, faça uma incisão de dois a três centímetros de comprimento.No sulco inguinal direito, dissecar um centímetro da artéria femoral direita e um centímetro da veia femoral direita. Colocar 2 3 0 fios ao redor de cada vaso para cateterização venosa femoral direita. Ligadurar a extremidade distal da veia.Insira um cateter argola até 15 centímetros. Posicione o cateter no átrio direito. Amarre ambas as cordas para fixar o cateter durante a cateterização arterial femoral direita.Ligue a extremidade distal da artéria. Levante o fio proximal para interromper o fluxo sanguíneo. Insira um cateter argyle até cinco centímetros, posicionando o cateter arterial na aorta infrarrenal para medição contínua da pressão arterial média e coleta de amostras de sangue.Em seguida, amarre ambas as cordas para fixar o cateter e fechar a pele. Para preparar o animal para ventilação mecânica, faça uma incisão horizontal longa de dois a três centímetros no pescoço. Após dissecar e expor um centímetro da traqueia, coloque duas cordas 2-0 ao redor da traqueia.Em seguida, insira um tubo endotraqueal de número zero com três zeros a um centímetro dentro da traqueia. Conecte o tubo a um ventilador e inicie a ventilação mecânica. Amarre os fios de número zero para fixar o tubo endotraqueal.Após dissecar e expor a artéria carótida comum, circunde o vaso com uma sonda de fluxo ultrassônico de tempo de trânsito RB duplo para medir continuamente o fluxo sanguíneo. Após administrar ao animal uma dose adicional de anestesia, posicione o animal em decúbito lateral direito e faça uma incisão subcostal longa na região lombar, dissecando cuidadosamente as camadas musculares. Em seguida, exponha a aorta abdominal, minimizando o manuseio vascular e a lesão linfática.Agora, dissecar 0,5 a um centímetro da artéria mesentérica superior e colocar um sensor de fluxo transônico 3SB ao seu redor. Em seguida, dissecar 0,5 a um centímetro da artéria renal esquerda e colocar um sensor de fluxo transônico 2SB ao seu redor. Depois, fechar a pele e fixar o sensor de fluxo com fita adesiva conforme necessário.Após administrar anestesia adicional ao leitão e realizar uma toracotomia no quarto espaço intercostal esquerdo, use um cotonete dental para comprimir o pulmão esquerdo e aumente o oxigênio conforme necessário. Embora a colocação do cateter arterial pulmonar e do sensor de fluxo sejam as partes mais difíceis do procedimento experimental, a localização do ducto arterial patente é importante para o uso do fluxo arterial pulmonar como um substituto do débito cardíaco. Assim, um cuidado especial com os seguintes passos resultará em uma simulação mais precisa da hipóxia clínica.Em seguida, abra o pericárdio. Identifique o ducto arterioso, que se estende da aorta até a artéria pulmonar. O ducto arterioso pode ser ligado colocando uma laçada de seda grossa 3-0 em sua origem.Em seguida, libere a artéria pulmonar principal e passe uma alça vascular sob a artéria usando um fio grosso zero. Em seguida, utilize um fio de sutura de polipropileno cinco zero na base da artéria para criar um orifício para a colocação do cateter da artéria pulmonar. Agora, pegue um angiocateter de calibre 20 com três orifícios laterais a menos de um centímetro da ponta do cateter e insira-o através do orifício até um máximo de um centímetro.Em seguida, verifique o cateter quanto ao fluxo livre de sangue venoso. Conecte o cateter ao transdutor de pressão e verifique a pressão e a forma de onda da artéria pulmonar. A seguir, aperte o ponto de sutura em bolsa de seda para fixar o cateter pulmonar.Em seguida, posicione um sonda de fluxo sônico SB de seis em torno da artéria pulmonar principal. Por fim, coloque gel ultrassônico entre a sonda de fluxo e a artéria para permitir uma transdução de sinal ideal e cubra a ferida com gaze úmida em solução salina para induzir hipóxia. Reduza a concentração de oxigênio inspirado para 12% aumentando a concentração do gás nitrogênio inalado.Em seguida, ajuste a concentração de oxigênio inspirado entre 10 e 15% para obter uma pressão parcial arterial de oxigênio de 20 a 40 milímetros de mercúrio e uma saturação arterial de oxigênio de 30 a 40% durante duas horas. A seguir, realize uma análise de sangue arterial para avaliar a pressão parcial arterial de dióxido de carbono e ajuste a frequência do ventilador conforme necessário. Continue monitorando alterações no fluxo sanguíneo nas artérias carótida comum, mesentérica superior e renal esquerda.Durante a segunda hora de hipóxia, aumente o estresse hipóxico para reduzir progressivamente o débito cardíaco a 30 a 40% da pressão arterial média basal, atingindo 30 a 35 milímetros de mercúrio, e o pH arterial a 6,95 a 7,05. Aumente abruptamente a concentração de oxigênio inspirado para 100%, descontinuando o gás nitrogênio enquanto mantém o oxigênio puro. Observe a recuperação acentuada do débito cardíaco, da pressão arterial média e de outros parâmetros hemodinâmicos.Continue a ressuscitação com oxigênio a 100% por meia hora após este período. Reduza rapidamente a concentração de oxigênio inspirado para 21%. A indução de hipoxemia no leitão recém-nascido durante a primeira hora de hipóxia resulta em um aumento do débito cardíaco ou do fluxo arterial pulmonar para 130% a 140% do valor basal. Normalmente, o débito cardíaco atinge sua compensação máxima entre os primeiros 30 e 60 minutos de hipóxia.Observa-se também um aumento da frequência cardíaca durante a hipóxia. O fluxo sanguíneo torna-se mais centralizado, resultando em uma perfusão mesentérica e renal diminuída. Ao mesmo tempo, observa-se um fluxo arterial carótido comum preservado ou aumentado durante a segunda hora de hipóxia.Há uma diminuição constante do débito cardíaco, o desenvolvimento de hipotensão e uma desaceleração da frequência cardíaca com ou sem arritmia. A hipóxia também induz hipotensão pulmonar com aumento da pressão arterial pulmonar, conforme observado nesta figura final. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como monitorar e medir continuamente o estado hemodinâmico sistêmico e regional em um leitão recém-nascido.Uma vez dominada, esta técnica pode ser realizada em 75 minutos se for executada corretamente seguindo o procedimento. Outros métodos, como a colocação de sensores de radicais livres no córtex cerebral, podem ser realizados para responder perguntas adicionais, como, qual é o papel da geração de radicais livres na encefalopatia hipóxico-isquêmica?

Research

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Medicine

Medicina

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