Name: Gravação em grande escala Ensembles Neuronal com Sondas Silício na rato anestesiado (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 45 s
Description: Aprenda a realizar gravações neuronais em grande escala na corteza somatossensitiva de ratos anestesiados usando sondas de silício. Este método permite registrar simultaneamente mais de 100 neurônios para estudar dinâmicas e interações neurais.

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Este trabalho foi financiado pela NSERC &amp; AHFMR. Os autores agradecem Mariam Alaverdashvili e Amanda Mauthe-Kaddoura para comentários sobre o manuscrito e Yamazaki Hiroe para ajudar na preparação da cirurgia.

1. Preparação cirurgia <ol><li> Anestesiar o rato com o tipo apropriado ea dose de anestésicos. Aqui usamos uretana (1,5 g / kg, Sigma-Aldrich Co., St. Luis, MO) - preparado como solução a 20%, diluindo 20 g de uretano em 100 ml de tampão fosfato (PBS) ou seja, o animal receberá 7,5 ml / kg de uretano solução por via intraperitoneal (IP). Por causa de sua curva dose-resposta, a dose total de uretano é dividida em quatro aplicações, cada uma separada por aproximadamente 30 minutos. Antes de as duas primeiras aplicações de uretano, animal é anestesiado com isoflurano administrado em uma concentração de 3-4% (oxigênio a 2 litros por minuto) e mantida em 2% (oxigênio em até 2 litros por minuto) para evitar que um animal de ficar estressado por injeção. Durante a cirurgia, uma administração adicional de isofluorano (concentração de 2% por 2 minutos) podem ser usados ​​se necessário. </li><li> Raspar a pele ao longo do local da incisão (lado dorsal da cabeça) para garantir quea pele não vai contaminar a ferida, e que uma área suficiente pode ser desinfectado todo o local da incisão. </li><li> Prepare sítio cirúrgico anti-septicamente usando iodo orgânico ou sabonetes anti-sépticos clorexidina e (etanol). </li><li> Prepare sondas de silício (NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI). Sondas podem ser desinfectados com álcool 70%, seguido por lavagem com água destilada. Se necessário, as sondas podem ser pintadas com um marcador fluorescente anti-septicamente preparado (por exemplo, Dye I, Invitrogen Co.), para depois revelar a posição da sonda na análise histológica. Para fazer isso, use um pincel pequeno e muito macia e delicadamente toque na parte de trás da sonda de silício com o corante. Este procedimento deve ser feito sempre ao longo de um microscópio para verificar se a sonda não está sendo danificada ou dobrada. Sempre certifique-se que o corante não está bloqueando qualquer um dos canais. Qualquer corante residual deixado na sonda pode ser removido mais tarde com o álcool, seguido de lavagem com água. </li><li> Silicon electrodcuidados es: Por causa de seu pequeno tamanho, as sondas de silício são delicados e extremamente suscetíveis a quebrar, mesmo quando usá-lo com cuidado. Assim, recomendamos monitoramento perigos potenciais em todos os momentos, tais como: (i) Mantenha as sondas em uma caixa devidamente designado; (ii) Evitar cair ou deixar cair as sondas ao manipulá-las, (iii) Certifique-se que os manipuladores estereotáxica são bem fixa para evitar acidentes; (iv) Quando a gravação do tecido, ao redor e / ou sangue pode anexar para as sondagens. Portanto, é importante ser também cuidado ao remover as sondas após a gravação. Usando um fluxo constante de solução PBS ou salina é fortemente recomendado, (v) Sempre limpe as sondas após a gravação. Para limpar as sondas, é altamente recomendável colocá-los em um produto líquido enzimático (Boston, Bausch &amp; Lomb) por alguns minutos. Sempre lave as sondas com água destilada e devolvê-los à sua caixa dedicada. Em nossa experiência, os cuidados adequados das sondas de silício garanteboas gravações de qualidade para mais de 10 experimentos. Se um canal 'fica barulhento' durante o uso, que devem ser excluídas das análises subseqüentes. Descobrimos que cross-talk entre os canais é mínima, portanto um canal ruidoso geralmente tem muito pouco efeito sobre um sinal de outros canais. </li></ol> 2. Cirurgia <ol><li> Aplicar um olho pomada sobre a superfície do olho antes de qualquer cirurgia manipulações. </li><li> Administrar dexametasona 5 mg / ml por via subcutânea para reduzir a inflamação cerebral. </li><li> Corrigir o animal no quadro estereotáxico toda a cirurgia. </li><li> Administrar lidocaína HCl 2% com epinefrina (2-4 mg / kg diluído em solução a 0,5%) por via subcutânea no local da incisão antes da incisão é feita para reduzir o risco potencial de o sangramento da ferida e para anestesia local. </li><li> Faça uma incisão através de dois centímetros da linha média do couro cabeludo e deslocar lateralmente a pele para expor a superfície do crânio. </li><li> Limpar o couro cabeludo dorsal do fascia por dissecção romba e controleo sangramento por microcautery ou usando cera de osso. </li><li> Faça dois furos para prender pequenos parafusos no osso occipital do crânio para o aterramento de animais e de referência. O parafuso de referência deve estar em contato com dura. A fim de reduzir o ruído elétrico durante as gravações, ele é recomendado para manter os parafusos molhada o tempo todo. Para fazer isso, uma pequena barreira de acrílico em torno dos parafusos pode ser construída ou os parafusos podem ser cobertas com agar. </li><li> Fazer uma craniotomia diâmetro 1-2 mm nas coordenadas correspondente à área cortical e / ou subcortical (s) de interesse 5. Use ar comprimido para remover o pó de osso, conforme necessário durante a craniotomia (orifício de perfuração). Evitar crânio warm up de perfuração através da aplicação de gotas de PBS. Fazer uma craniotomia segundo, se necessário para inserir a segunda sonda. Neste vídeo, estamos apresentando uma gravação de duas áreas corticais simultaneamente, portanto, duas craniotomias são feitas. </li><li> Construir uma pequena barreira de resina acrílica (por exemplo: Lang DentalManufacturing, Co., Inc., Wheeting, IL) em torno das duas craniotomias para manter PBS em cima do exposto dura, impedindo-o de secagem. Aplicar PBS constantemente durante todo o experimento. </li><li> Abra a matéria dura de ambas as craniotomias. Duas agulhas (30 ½ gauge) dobrado na ponta (formando um gancho), pode ser utilizado para esta manipulação. </li><li> Ligue o conector das sondas de silício para a manipulatiors estereotáxica. Conectores estão ligados a um poste a fim de ter as patas das sondas perfeitamente paralelo ao manipulador estereotáxica. Isto é crucial para manter registros estáveis ​​e evitar danos sonda. </li><li> Conecte o parafuso de referência para o pino de referência sonda de silício. Para reduzir o ruído elétrico os parafusos chão tem que ser conectado a: i) o terreno da ficha sonda; ii) solo do chassi do aparelho de gravação, e iii) o quadro estereotáxico. </li><li> Coloque a ponta das sondas de silício apenas em contato com a pia. </li><li> Lentamente introduzir ªsondas de silício e e certifique-se que as hastes das sondas de silício (Fig. 1 e 2) podem ser inseridos no cérebro sem resistência ou flexão. </li><li> Cuidadosamente abaixe as pontas até atingir área de gravação desejado. Se necessário, adicione gotas de PBS no topo de craniotomias para evitar a secagem do tecido. </li><li> Porque a anestesia uretano só deve ser utilizado para procedimentos de terminal, o animal é sacrificado por uma injeção ip de pelo menos 200mg/kg de pentobarbital sódico diluída a uma concentração não superior a 60 mg / ml. Isto é seguido pela decapitação do animal. </li></ol> 3. Resultados representativos: Gravações representante de potenciais de campo locais e atividade spiking são ilustrados na Figura 3A. Depois de realizar triagem pico (picos de discriminar provenientes de diferentes neurônios; Fig. 3B, C, 6, 7, 8) gravações de silício sonda fornecem a capacidade de investigar a atividade neuronal população envolvida, among outros, os seguintes processos: memória e tomada de decisão 9, 10 plasticidade, o estímulo de codificação 11, 12 e atividade espontânea efeitos de várias drogas 13. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig1.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. A. Exemplo de uma sonda de silício com uma haste única é sobreposto a uma montagem de neurônios reconstruída (cortesia de S. Sakata 14). B. Exemplo de uma sonda com uma configuração tetrode em cada um dos oito hastes. Esquemático de um C. crânio de ratos. As caixas verdes representam a extensão da craniotomia sobre o córtex somatosensorial direito e esquerdo. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig2.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Exemplo de experimento com sondas de silício inserido no córtex pré-frontal e hipocampo. Gotas de PBS cobrir a craniotomia para proteger o br expostosain da secagem. Dois parafusos localizados ao longo do cerebelo será ligado à terra e referência, respectivamente. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig3.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Imagem mostra A. 500ms de uma gravação representante eletrofisiológico de Potencial de Campo Local (LFP) de um tetrode (nota: tensão negativa é traçado em cima da ordenada). Mostra Inserir - uma forma de onda de um ponto B. bidimensional visualizações de clusters unidade em espaço de características a partir de 1 tetrode.. Cada cluster representa picos de uma única unidade (neurônio). C. Média pico de onda das unidades representativas (codificados por cores) em cada um dos quatro locais de gravação de um tetrode único. D. Waveform energia (relacionada à amplitude) dos picos registrados ao longo do tempo . Observe os valores de energia relativamente constante para cada unidade, o que indica uma gravação estável ao longo da duração do período exibido.

<ol><li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).</li>
<li>Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces%3A+new+horizons+and+clinical+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J. Neurosci. 28, 11830-11838 (2008).</li>
<li>Csicsvari, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Massively+parallel+recording+of+unit+and+local+field+potentials+with+silicon-based+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes.</a> J. Neurophysiol. 90, 1314-1323 (2003).</li>
<li>Bartho, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+neocortical+principal+cells+and+interneurons+by+network+interactions+and+extracellular+features%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Characterization of neocortical principal cells and interneurons by network interactions and extracellular features.</a> J. Neurophysiol. 92, 600-608 (2004).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+rat+brain%3A+in+stereotaxic+coordinates%22">The rat brain: in stereotaxic coordinates</a>. , 4th Edition, Academic Press. San Diego. (1998).</li>
<li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+methods+for+spike+sorting%3A+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Network%22%5BJournal%5D)">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network. 9, R53-R78 (1998).</li>
<li>Harris, K. D., Henze, D. A., Csicsvari, J., Hirase, H., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+tetrode+spike+separation+as+determined+by+simultaneous+intracellular+and+extracellular+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements.</a> J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).</li>
<li>Luczak, A., Narayanan, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+representation--analyzing+single-unit+activity+in+extracellularly+recorded+neuronal+data+without+spike+sorting%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Spectral representation--analyzing single-unit activity in extracellularly recorded neuronal data without spike sorting.</a> J. Neurosci. Methods. 144, 53-61 (2005).</li>
<li>Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Internally+generated+cell+assembly+sequences+in+the+rat+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus.</a> Science. 321, 1322-1327 (2008).</li>
<li>Fujisawa, S., Amarasingham, A., Harrison, M. T., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavior-dependent+short-term+assembly+dynamics+in+the+medial+prefrontal+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Behavior-dependent short-term assembly dynamics in the medial prefrontal cortex.</a> Nat Neurosci. 11, 823-833 (2008).</li>
<li>Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+do+neurons+work+together%3F+Lessons+from+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Hear.+Res%22%5BJournal%5D)">How do neurons work together? Lessons from auditory cortex.</a> Hear. Res. 271, 37-53 (2011).</li>
<li>Luczak, A., Bartho, P., Marguet, S. L., Buzsaki, G., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequential+structure+of+neocortical+spontaneous+activity+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Sequential structure of neocortical spontaneous activity in vivo.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 347-352 (2007).</li>
<li>Robbe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cannabinoids+reveal+importance+of+spike+timing+coordination+in+hippocampal+function%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cannabinoids reveal importance of spike timing coordination in hippocampal function.</a> Nat. Neurosci. 9, 1526-1533 (2006).</li>
<li>Sakata, S., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laminar+structure+of+spontaneous+and+sensory-evoked+population+activity+in+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex.</a> Neuron. 64, 404-418 (2009).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Este artigo demonstra como usar as matrizes de eletrodos de silicone para gravar a partir de grande população de neurônios (&gt; 100) em múltiplas áreas corticais simultaneamente. Para ser bem sucedido na cirurgia e gravação, as seguintes questões devem ser consideradas: <ol><li> Introdução das sondas a uma área desejada: Ao inserir as sondas no tecido cerebral, é possível causar danos consideráveis. Isso pode resultar em uma baixa qualidade das unidades registradas. Para evitar este problema, recomendamos o seguinte: (i) Introduzir a sonda em um ângulo certo grau (recomendado o uso de um ângulo de 10 graus). Ao fazer isso, danos dendríticas dos neurônios registrados podem ser reduzidos, (ii) Após as sondas são inseridos no tecido cerebral, que são inicialmente reduziu em um ritmo mais rápido (aproximadamente 50 a 100 microns por 10-30 seg) até se obter mais perto da área desejada de gravação. Quando as sondas são cerca de 200 mícrons da zona-alvo, a posição é ajustada de forma mais lenta (cerca demadamente 10 microns cada 2 ou 3 minutos). </li><li> Estabilização das gravações: Quando as sondas estão na área designada e considerável atividade é detectada (picos distintos na maioria dos canais), recomenda-se esperar cerca de 30 minutos antes de iniciar uma gravação. Isso permitirá que o tecido cerebral para estabilizar mecanicamente após a inserção de sondas e garantir uma gravação mais estável. </li><li> Pulsação cerebral: Ocasionalmente, é possível ver a pulsação do cérebro que pode reduzir significativamente a qualidade de uma gravação. A craniotomia pequena (espaço suficiente para caber a sonda) pode reduzir a pulsação do cérebro em uma área de gravação. Se necessário, a cisterna magna pode ser perfurado. Isto reduz a pressão do líquido cefalorraquidiano e diminui o inchaço e pulsação. </li><li> Silicon configuração da sonda: sondas de silicone podem ter uma variedade de formas e configurações de local de gravação. Por exemplo, eles podem variar em número de hastes, o comprimento ea espessura das hastes, e emo arranjo dos locais de gravação (por exemplo tetrode configuração vs linear; ver: www.neuronexustech.com). A escolha da sonda utilizada com uma configuração específica depende da questão científica que precisam ser respondidas. Por exemplo, se o objetivo é registrar as populações de neurônios em vários locais em uma camada específica (como apresentado nestas gravações), a melhor opção é usar uma sonda com oito hastes e uma configuração tetrode. Isto permite gravações de várias unidades em cada tetrode e amostragem de oito localidades através de uma extensão 1,4 milímetros. Em outro exemplo, se alguém gostaria de estudar a atividade de material de propagação através das camadas corticais, a melhor opção seria a utilização de uma sonda com uma haste com os locais de gravação distribuídos regularmente ao longo desse haste que permite a gravação em múltiplas camadas corticais simultaneamente 14. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome </td><td> Companhia </td><td> Número Catálogo </td></tr><tr><td> Uretano </td><td> Sigma-Aldrich </td><td></td></tr><tr><td> Tampão fosfato salino (PBS) </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Isoflurano </td><td> Benson </td><td> 02241315 </td></tr><tr><td> Sondas de silício </td><td> NeuroNexus Technologies </td><td> A X 4 2 - Tet - 5mm - 150 - 200-312 </td></tr><tr><td> Dye I (CIID 18 (3)) </td><td> Invitrogen Co. </td><td> 617830 </td></tr><tr><td> Dexametasona 5 </td><td> Vetoquinol </td><td> 0A0640B </td></tr><tr><td> Pomada </td><td> Vetoquinol </td><td> 005165414 </td></tr><tr><td> Cloridrato de lidocaína 2% com epinefrina </td><td> Bimeda-MTC </td><td> 00141984 </td></tr><tr><td> Estereotáxica Quadro </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1430-B </td></tr><tr><td> Manipulador eletrodo e titular </td><td> KOPF Instruments </td><td> 960 </td></tr><tr><td> Rato-orelha bares </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1955 </td></tr><tr><td> Adaptador de rato </td><td> KOPF Instruments </td><td> 920 </td></tr><tr><td> Anestesia máscara </td><td> KOPF Instruments </td><td> 906 </td></tr><tr><td> Bisturi </td><td> Instrumentos cirúrgicos Roboz </td><td> RS-9843 </td></tr><tr><td> Lâminas de bisturi </td><td> Protótipo </td><td> 0086 </td></tr><tr><td> Micro tesouras de dissecação </td><td> Instrumentos cirúrgicos Roboz </td><td> RS-5910 </td></tr><tr><td> Parafusos </td><td> Pasteners Gould Limitada </td><td> 14084701 </td></tr><tr><td> Pinça hemostática </td><td> RoubarInstrumentos cirúrgicos oz </td><td> RS-7130 RS-7211 </td></tr><tr><td> 30 ½ agulhas </td><td> Becton-Dickinson </td><td> 305115 </td></tr><tr><td> Controle Micromotor </td><td> Foredom </td><td> HP4-917 </td></tr><tr><td> Pinças de dissecação </td><td> Instrumentos cirúrgicos Roboz </td><td> RS-5237 </td></tr><tr><td> Cera de osso </td><td> Lukens </td><td> M263500 </td></tr><tr><td> Garrafa de ar comprimido </td><td> Falcon produtos de segurança, Inc. </td><td> 50-10521C </td></tr><tr><td> Limpador enzimático </td><td> Boston, Bausch &amp; Lomb </td><td> BAUSCH497628 </td></tr><tr><td> Água destilada </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pó acrílico dental </td><td> Lang Dental </td><td> 1220 </td></tr><tr><td> Líquido acrílico dental </td><td> Lang Dental </td><td> 1404 </td> &lt;/ Tr&gt; <tr><td> Digital Lynx SX Sistema </td><td> Neuralynx Inc. </td><td> 4SX-Z400 </td></tr><tr><td> Cheeta softwere </td><td> Neuralynx Inc. </td><td></td></tr><tr><td> Cabos de jacaré </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

gravação em grande escala ensembles neuronal com sondas silício na rato anestesiado

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Em larga escala a partir de gravações eletrofisiológicas ensembles neuronal oferecem a oportunidade de investigar como o cérebro coordena a grande variedade de comportamentos da atividade spiking de seus neurônios. Um dos métodos mais eficazes para monitorar spiking atividade de um grande número de neurônios em vários locais simultaneamente circuitos neuronais é usando estruturas de silicone com eletrodo 1-3. Potenciais de ação transmembrana produzir mudanças grandes de tensão nas proximidades da somata celular. Estes sinais de saída pode ser medido pela colocação de um condutor muito próximo de um neurônio. Se há muitos ativos (spiking) neurônios na vizinhança da ponta, o eletrodo registros sinal combinado de todas elas, onde a contribuição de um único neurônio é ponderado pela sua &quot;distância elétrica&quot;. Sondas de silício são eletrodos de registro ideal para monitorar neurônios múltiplos por causa de um grande número de sites de gravação (64) e um pequeno volume. Furthermore, vários sites podem ser organizados por uma distância de milímetros, permitindo assim a gravações simultâneas de atividade neuronal nas várias camadas corticais ou em várias colunas cortical (Fig. 1). Importante, a distribuição geométrica precisa dos locais de gravação também permite a determinação da relação espacial entre os quatro neurônios isolados único. Aqui, descrevemos uma aguda, a gravação em larga escala neuronal da esquerda e da direita córtex somatosensorial forelimb simultaneamente em um rato anestesiado com sondas de silício (Fig. 2).

Gravações extracelular da atividade neuronal utilizando sondas de silício no rato anestesiado serão descritas. Esta técnica permite obter informação através de múltiplas áreas do cérebro de mais de 100 neurônios simultaneamente. Ele fornece informações com resolução única célula neuronal sobre a dinâmica conjuntos em vários circuitos locais.

Gravação em grande escala Ensembles Neuronal com Sondas Silício na rato anestesiado

Registros eletrofisiológicos em larga escala de conjuntos neuronais oferecem a oportunidade de investigar como o cérebro orquestra a ampla variedade de...

O objetivo geral deste procedimento é descrever uma gravação neuronal aguda em larga escala, simultaneamente nas cortes somatossensoriais dos membros anteriores esquerdo e direito, em uma rata anestesiada utilizando uma sonda de silício. Isso é realizado primeiramente anestesiando o animal com urétano e, posteriormente, posicionando a rata no estereotáxico para fazer uma incisão de dois a três centímetros sobre o crânio. O segundo passo é posicionar os parafusos de terra e referência.Em seguida, são realizadas duas craniotomias acima das cortes somatossensoriais e a dura-máter é removida. O passo final consiste em introduzir cuidadosamente as sondas de silicone no cérebro e abaixá-las lentamente até a área desejada. Este procedimento permite o registro de potenciais de campo locais e atividade de disparo de dezenas de neurônios.A principal vantagem dessa técnica é que as sondas de silicone permitem registrar um grande número de sítios de gravação. Além disso, múltiplos sítios de gravação podem ser dispostos ao longo de distâncias de milímetros, possibilitando a aquisição simultânea em múltiplas colunas corticais ou em múltiplas camadas de uma única coluna cortical. Importante, a distribuição geometricamente precisa dos sítios de gravação permite investigar as relações espaciais entre populações neuronais.Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na área de neurociência, como a forma como a atividade da população neuronal está envolvida na plasticidade da memória, no codificação de estímulos, na tomada de decisões, bem como a maneira como essas interações neurais são afetadas por diferentes fármacos. Para iniciar este procedimento, anestesie a rata com iso fluorina numa concentração de 3 a 4% e mantenha em 2% para evitar que o animal fique estressado durante a injeção. Em seguida, injete 7,5 mililitros por quilograma de solução de uretano diluída a 20% por via intraperitoneal, dividindo esta injeção em quatro aplicações separadas por intervalos de aproximadamente 30 minutos.Em seguida, limpe as sondas de silicone com água destilada sob o microscópio. Pinte as sondas com um marcador fluorescente para assinalar as posições das sondas na análise histológica. Este procedimento deve ser sempre realizado sob o microscópio para garantir que as sondas não sejam danificadas ou entortadas.Após isso, depile o pêlo ao longo do local da incisão. Em seguida, aplique pomada em ambos os olhos. Administre cinco miligramas por mililitro de dexametasona por via subcutânea para reduzir a inflamação cerebral.Neste momento, fixe o animal no estereotáxico. Em seguida, prepare o local cirúrgico de forma asséptica utilizando sabão de clorexidina e etanol antes de fazer a incisão; administre lidocaína e epinefrina por via subcutânea no local da incisão para anestesia local e para reduzir o risco potencial de sangramento. Em seguida, faça uma incisão de dois centímetros ao longo da linha média do couro cabeludo e remova a pele.Para expor o crânio, remova o couro cabeludo dorsal da fáscia por dissecação romba e controle o sangramento usando cera óssea. Em seguida, faça dois orifícios no osso occipital do crânio. Fixe os pequenos parafusos nos orifícios para os eletrodos de referência e de terra.O parafuso de referência deve estar em contato com a dura-máter. Em seguida, faça duas craniotomias de um a dois milímetros de diâmetro nas coordenadas correspondentes à região do membro anterior. Cortices somatossensoriais.Use ar comprimido para remover o pó ósseo conforme necessário durante a craniotomia, a fim de evitar o aquecimento do crânio provocado pela perfuração. Aplique gotas de solução salina. Em seguida, construa uma pequena barreira de resina acrílica ao redor das duas craniotomias para manter o PBS sobre a dura exposta e impedir que ela seque.Aplicar PBS constantemente durante todo o experimento. Em seguida, usar duas agulhas de 30 e meia polegadas com pontas curvadas para remover a dura-máter de ambas as craniotomias. Neste momento, posicionar as pontas das sondas de silício em contato com a pia.Em seguida, introduza lentamente as sondas de silício, certificando-se de que seus cabos possam ser inseridos no cérebro sem resistência ou dobrar. Abaixe cuidadosamente as sondas até que atinjam as áreas de gravação desejadas. Se necessário, adicione gotas de PBS sobre as craniotomias para evitar que o tecido seque.É mostrado aqui um registro eletrofisiológico representativo do potencial de campo local durante 500 milissegundos a partir de um tetro. Um exemplo da forma de onda do pico está mostrado na inserção. Abaixo estão exemplos das vistas bidimensionais de agrupamentos de unidades obtidos a partir de um tetro.Cada agrupamento representa os potenciais de ação de um único neurônio. As formas de onda médias dos potenciais de ação das unidades representativas em cada um dos quatro canais de um único tetrode são mostradas aqui. A energia da forma de onda dos potenciais de ação registrados ao longo do tempo é representada neste gráfico.Observe que o valor de energia relativamente constante para cada unidade indica uma gravação estável ao longo do período exibido. Após assistir a este vídeo, você deverá ser capaz de realizar gravações com sondas de silício em múltiplas áreas cerebrais a partir de mais de cem neurônios simultaneamente. Isso é alcançado completando os seguintes passos: anestesiar o animal, posicionar os parafusos de referência e de terra, realizar as craniotomias, remover a dura-máter e, finalmente, inserir as sondas na área de gravação desejada.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Descrevemos os métodos de larga escala de gravação de várias unidades e potencial de campo local, comportando roedores com sondas de silício. Unidade de fabricação, o apego sonda para a unidade e os processos de implantação de teste são ilustrados em detalhes suficientes para a replicação fácil.

Em larga escala de gravação de Neurônios por sondas de silicone móveis em Comportando Roedores

Este vídeo demonstra o procedimento detalhado para preparar um rato anestesiado para registros eletrofisiológicos da atividade cerebral de vários locais. O couro cabeludo é dissecado para acessar o crânio e os orifícios são feitos em locais precisos para instalar e prender os eletrodos. Os eletrodos de microfios de tungstênio são então inseridos no local de destino para registrar os dados.

Registros eletrofisiológicos in vivo de atividades cerebrais de vários locais em ratos

Este vídeo descreve um protocolo para implantar uma sonda de silício linear de várias hastes no cérebro do camundongo para medir os potenciais de campo local. O procedimento envolve prender a sonda a uma unidade estereotáxica, posicioná-la com precisão sobre a região alvo do cérebro, inseri-la no cérebro e prendê-la com cimento dentário. Após a implantação, o conjunto é protegido com um invólucro. Após a recuperação, a configuração permite registrar potenciais de campo locais, fornecendo...

Registrando a atividade elétrica cerebral em camundongos que se comportam usando sondas de silício linear de haste múltipla

Fonte: Moore, J. D., et al. Monitoramento justacelular e localização de neurônios únicos dentro de estruturas cerebrais subcorticais de ratos alertas e com a cabeça restrita. J. Vis. Exp. (2015)Este vídeo demonstra o método de gravação e coloração justacelular em um rato contido e acordado. O procedimento envolve o registro de sinais de neurônios e a injeção de corante para localizar com precisão o local de gravação. Essa técnica permite o mapeamento preciso da atividade neural para a estrutura...

Gravação e coloração justacelular para mapeamento preciso da atividade neural em um rato acordado 

Implantar matrizes organizados de microfios para utilização em gravações eletrofisiológicas unitárias apresenta uma série de desafios técnicos. Métodos para a realização desta técnica e os equipamentos necessários são descritos. Além disso, discute-se o uso benéfico de matrizes microfios organizados para gravar a partir de sub-regiões neurais distintos, com alta seletividade espacial.

Um Procedimento para Implantação de Arrays organizado de microfios para gravações a única unidade em Awake, comportando-se Animais

Este protocolo descreve o projeto e a implantação cirúrgica de um mecanismo de restrição da cabeça para monitorar a atividade neuronal em estruturas cerebrais subcorticais em ratos alertas.  Ele delineia procedimentos para isolar neurônios individuais na configuração justacelular e identificar com eficiência suas localizações anatômicas.

Monitoramento Juxtacellular e Localização de solteiro Neurônios dentro Estruturas Cerebrais Sub-corticais de alerta, conteve-Cabeça Rats

Uma rede sem fio, sistema bidirecional para multi-canal neurais gravações e estimulação em livremente se comportando ratos é introduzido. O sistema é leve e compacto, tendo assim um impacto mínimo sobre o repertório comportamental de animal´s. Além disso, este sistema bidirecional fornece uma ferramenta sofisticada para avaliar relações causais entre os padrões de ativação do cérebro e comportamento.

Uma rede sem fio, Interface bidirecional para gravação na Vivo e estimulação da atividade Neural em livremente, comportando-se ratos

Descrevemos as medidas diversas para implante de silicone crônica sondas e gravar lugar células em ratos que são cabeça running-fixo em um aparelho de esteira cue-enriquecido.

Implantação de sondas de silicone crônica e gravação de lugar Hippocampal células em um aparelho de esteira enriquecido

Descrevemos aqui um método para fabricar matrizes de microeletrodos Ti3C2 MXene e utilizá-las para gravação neural in vivo.

Fabricação de Matrizes de microeletrodo Ti3C2 MXene para gravação neural in vivo

Aqui, empregamos HD-MEA para nos aprofundarmos na dinâmica computacional de conjuntos neuronais de grande escala, particularmente em hipocampo, circuitos de bulbos olfativos e redes neuronais humanas. A captura da atividade espaço-temporal, combinada com ferramentas computacionais, fornece insights sobre a complexidade do conjunto neuronal. O método melhora a compreensão das funções cerebrais, potencialmente identificando biomarcadores e tratamentos para distúrbios neurológicos.

Gravação e Análise da Dinâmica Multimodal de Conjuntos Neuronais em Larga Escala em Microeletrodos de Alta Densidade Integrados CMOS

Aqui, apresentamos um sistema de implante de sonda leve e econômico para eletrofisiologia crônica em roedores otimizado para facilidade de uso, recuperação de sonda, versatilidade experimental e compatibilidade com o comportamento.

O implante DREAM: um sistema de implante leve, modular e econômico para eletrofisiologia crônica em camundongos com cabeça fixa e comportamento livre

Aprenda a realizar gravações neuronais em grande escala na corteza somatossensitiva de ratos anestesiados usando sondas de silício. Este método permite registrar simultaneamente mais de 100 neurônios para estudar dinâmicas e interações neurais.

Gravação em grande escala Ensembles Neuronal com Sondas Silício na rato anestesiado

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