Name: Um método simples para criação de imagens Arabidopsis Folhas Usando Perfluorodecalin como um meio de imagem infiltrativas (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-16T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 19 s
Description: Aprenda a usar perfluorodecalina como meio de montagem infiltrativo para melhorar a profundidade de imagem em folhas de Arabidopsis thaliana. Este método minimiza o impacto fisiológico e aumenta a clareza das imagens celulares vivas.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Os autores gostariam de agradecer ao Prof Nicholas Smirnoff, da Universidade de Exeter para o seu conselho e da Universidade de Exeter Facility BioImaging. O financiamento foi fornecido pelo UK Biotecnologia e Ciências Biológicas Research Council (concessão de referência BB/E002682/1).

O protocolo a seguir descreve um método simples para usar PFD como um meio de montagem infiltrativa em folhas de Arabidopsis thaliana, mas prevemos que esse método pode ser usado em uma variedade de aplicações onde a imagem do ar rico em tecidos é desejada. 1. Montagem de amostras de folhas em PFD <ol><li> Prepare uma lâmina de microscópio com uma junta de gás-permeáveis ​​de polidimetilsiloxano (PDMS, Carolina Gel de Observação). PDMS é um polímero viscoelástico e pode ser moldada para proporcionar uma câmara adaptada aos requisitos experimental. </li><li> Equilibrar PFD com o ar. Isto pode ser obtido por borbulhamento de ar ou agitando um pequeno volume de PFD em uma garrafa cheia de ar. </li><li> Decantar PFD em uma placa de Petri abertas e flutuar uma muda todo ou em folhas excisadas PFD por 5 minutos. O tecido deve tornar-se translúcida, lembrando de tecido vitrificado (Figura 2 (a)). Folhas podem aparecer mais escuro ou mais claro do que antes da exposição ao PFD, depending nas condições de iluminação ea idade do tecido utilizado. </li><li> Encher a câmara de PDMS com ar-equilibradas PFD e transferir cuidadosamente as amostras de tecido do prato de incubação de Petri para a câmara de PDMS. Selar o slide com uma lamela e imagem de acordo com exigências experimental. </li><li> Nota: PFD também funciona bem em uma câmara aberta construída sobre uma lamela ou em uma câmara de perfusão e é compatível com graxa de silicone. PFD não é compatível com os componentes Teflon, uma vez que dissolve-los. </li></ol> 2. Resultados representativos: Exame microscópico de amostras PFD-incubadas folha mostra que a maioria dos espaços aéreos são inundadas. Figura 2 (b) mostra espaços aéreos inundado com recombinante GFP suspenso no PFD. É evidente que a folha é inundado após incubação com PFD, mas que os bolsões ocasionais de ar pode permanecer. Água não inundar a folha sob essas condições. LSCM de amostras incubadas e montado em um ri, água ou PFD mostra que PFD dá uma vantagem sobre a água eo ar na profundidade de imagem possível (Figura 3). O exemplo dado na Figura 3 mostra ar, água e PFD Arabidopsis montado deixa expressar Venus cytosolically localizada, uma variante do YFP 11, que é expressa constitutivamente sob o promotor 35S. Podemos ver um aumento de aproximadamente 2 vezes na profundidade de imagem ao comparar PFD e água. Deve-se notar, no entanto, que a melhoria precisa visto quando usando PFD varia com abertura numérica da lente e do tipo de tecido utilizado. Vimos de streaming citoplasmática e alongamento de cabelo raiz em PFD mudas tratadas, cada indicativo de plantas saudáveis. Além disso, temos mostrado que 2 Fv / Fm, uma medida do funcionamento da fotossíntese das plantas 12 permanece dentro de limites toleráveis ​​em escalas de tempo usado em imagiologia. 3394fig1.jpg "/&gt; Figura 1. Complexidade e as implicações de plantas de folha óptica Representação diagramática mostrando as características anatômicas do A. folha thaliana em relação à ótica set-up. Abreviaturas utilizadas são obj. = Objetiva de imm. = Fluido de imersão, cov. = Lamela, mnt. = Montagem, corte. = Cutícula, ad. ep. = Epiderme adaxial, st. = Poro estomático, sp. = Mesófilo esponjoso, como = espaço aéreo, amigo. = Mesofilo paliçádico, vb = feixe vascular do anúncio,. ep. = Epiderme adaxial. Paredes celulares são indicados por linhas pretas. <img alt="Figura 2." src="/files/ftp_upload/3394/3394fig2.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 2."> Figura 2. PFD penetra facilmente folhas de Arabidopsis (A) Folhas incubadas em ar, água ou PFD por 5 minutos e fotografada usando uma câmera digital Leica DCF3000FX com um microscópio MZ16F Leica (Leica Microsystems (UK) Ltd., Milton-Keynes, UK). O logotipo Jove era impresso em filme de acetato e iluminado from abaixo com uma caixa de luz. Tempo de exposição foi de 89 ms e todas as imagens foram coletadas e processadas de forma idêntica. Barras de escala representam 2 mm. (B) PFD carregando recombinantes purificadas proteína verde fluorescente (GFP) delimita espaços aéreos in vivo. GFP é falsa cor verde, e vermelho é usado para mostrar a clorofila auto-fluorescência, que delimita as células do mesofilo. (Figura 2 (b) reproduzida com a permissão e os detalhes técnicos completos disponíveis em Littlejohn et al. 2010 2). Barras de escala representam 25 m. <img alt="Figura 3." src="/files/ftp_upload/3394/3394fig3.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 3."> Figura 3. PFD melhora de imagem confocal em folhas LSCM imagens mostrando cytoplasmically localizada Venus fluorescência (verde) e autofluorescência da clorofila (vermelho) em A. thaliana deixa intacta fotografada no ar, água ou PFD. Comprimento de onda de excitação de 514 nm e emissão de fluorescência foi registrada a 518 nm 604 nm para Vênus e em 657 nm679 nm para os cloroplastos. Cada painel é uma única seção confocal tirada de um Z-stack de 11 imagens confocal adquiridos em intervalos de 5 mM. Estes foram extraídos de um total Z-stack de 59 imagens adquiridas em intervalos de 1 M, que têm sido usados ​​para produzir filmes complementares. Medições de profundidade são dados relativos à superfície epidérmica. Imagens representativas, que foram processadas de forma idêntica, são mostrados. Detalhes experimentais, tais como definições de microscópio são idênticos aos encontrados no Littlejohn et al., 2010 2. Scalebars representam 20 mM.

<ol><li>Inoue, S. Foundations of Confocal Scanned Imaging in Light Microscopy. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aInoue%2C+S+%22Handbook+of+Biological+Confocal+Microscopy%2C+3rd%22">Handbook of Biological Confocal Microscopy, 3rd</a>. Pawley, J. P. , Springer Science & Business Media, LLC. New York. 1-16 (2006).</li>
<li>Littlejohn, G. R., Gouveia, J. D., Edner, C. S. mirnoff, N,, Love, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfluorodecalin+substantially+improves+confocal+depth+resolution+in+air-filled+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22New.+Phytologist%22%5BJournal%5D)">Perfluorodecalin substantially improves confocal depth resolution in air-filled tissues.</a> New. Phytologist. 186, 1018-1025 (2010).</li>
<li>Sargent, J. W., Seffl, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Properties+of+perfluorinated+liquids.+Fed%5BTitle%5D)+AND+%22Fed.+Proc%22%5BJournal%5D)">Properties of perfluorinated liquids. Fed.</a> Fed. Proc. 29, 1699-1703 (1970).</li>
<li>Schönherr, J., Bukovac, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Penetration+of+stomata+by+liquids%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Penetration of stomata by liquids.</a> Plant Physiol. 49, 813-819 (1972).</li>
<li>Davies, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liquid+ventilation%5BTitle%5D)+AND+%22Paediatr.+Child.+Health%22%5BJournal%5D)">Liquid ventilation.</a> Paediatr. Child. Health. 35, 434-437 (1999).</li>
<li>Shaffer, T. H., Wolfson, M. R., Greenspan, J. S., Hoffman, R. E., Davis, S. L., Clark, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liquid+ventilation+in+premature+lambs%3A+uptake%2C+biodistribution+and+elimination+of+perfluorodecalin+liquid%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod.+Fertil.+Dev%22%5BJournal%5D)">Liquid ventilation in premature lambs: uptake, biodistribution and elimination of perfluorodecalin liquid.</a> Reprod. Fertil. Dev. 8, 409-416 (1996).</li>
<li>Crafoord, S., Larsson, J., Hansson, L. J., Carlsson, J. O., Stenkula, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+perfluorocarbon+liquids+in+vitreoretinal+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Acta.+Ophthalmol.+Scand%22%5BJournal%5D)">The use of perfluorocarbon liquids in vitreoretinal surgery.</a> Acta. Ophthalmol. Scand. 73, 442-445 (1995).</li>
<li>Lowe, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+blood%3A+synthetic+substitutes+from+fluorinated+compounds%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Engineering blood: synthetic substitutes from fluorinated compounds.</a> Tissue Eng. 9, 389-399 (2003).</li>
<li>Wardrop, J., Edwards, C. M., Lowe, K. C., Davey, M. R., Power, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+responses+of+plant+protoplasts+to+culture+with+oxygenated+perfluorocarbon%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Exp.+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cellular responses of plant protoplasts to culture with oxygenated perfluorocarbon.</a> Adv. Exp. Med. Biol. 428, 501-505 (1997).</li>
<li>Sukumaran, N. P., Quamme, H., Weiser, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+fluorocarbons+to+study+freezing+in+plant+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Use of fluorocarbons to study freezing in plant tissues.</a> Plant Physiol. 50, 632-634 (1972).</li>
<li>Nagai, T., Ibata, K., Park, E. S., Kubota, M., Mikoshiba, K., Miyawaki, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+variant+of+yellow+fluorescent+protein+with+fast+and+efficient+maturation+for+cell-biological+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">A variant of yellow fluorescent protein with fast and efficient maturation for cell-biological applications.</a> Nat. Biotechnol. 20, 87-90 (2002).</li>
<li>Baker, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chlorophyll+fluorescence%3A+a+probe+of+photosynthesis+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Plant.+Biol%22%5BJournal%5D)">Chlorophyll fluorescence: a probe of photosynthesis in vivo.</a> Annu. Rev. Plant. Biol. 59, 89-113 (2008).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Esta é uma técnica simples e fácil de usar para melhorar a microscopia de ar-cheios ou opticamente complexas tecidos. Nós mostramos que a técnica tem algumas vantagens forte e esperamos que ele será usado para elucidar questões biológicas relacionadas com ar-ricos tecidos. Por exemplo, seria uma escolha natural para estudos de ataque de patógenos no mesofilo de plantas ou nos pulmões. Nós também estamos cientes das limitações da técnica. Estamos trabalhando em uma melhor adequação do índice de refração, use com outros modos de microscopia, perfluorocarbono e reposição de montagem durante longos experimentos prazo. Também reconhecemos, no entanto, que uma das principais vantagens do PFC, ou seja, sendo biologicamente inerte tem um flipside. PFCs não são facilmente dissolver moléculas biológicas que também implica que eles não podem ser facilmente usados ​​para compostos de interesse, tais como hormônios, drogas e outras pequenas moléculas ou íons.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> Perfluorodecalin </td><td> F2 Chemicals </td><td> N / A </td><td> Telefone para a ordem. </td></tr><tr><td> Carolina observação Gel </td><td> Lâminas Biológica </td><td> 13-2700 </td><td></td></tr></tbody></table>

um método simples para criação de imagens arabidopsis folhas usando perfluorodecalin como um meio de imagem infiltrativas

A Simple Method for Imaging Arabidopsis Leaves Using Perfluorodecalin as an Infiltrative Imaging Medium

O problema de aquisição de imagens de alta resolução em profundidade amostras biológicas é amplamente reconhecido 1. No ar cheio de tecidos como o mesofilo esponjoso de folhas das plantas ou dos pulmões dos vertebrados mais dificuldades surgem de várias transições no índice de refração entre os componentes celulares, entre as células e espaços aéreos e entre o tecido biológico eo resto do sistema óptico. Além disso, desencontros índice de refração levar a atenuação da excitação fluoróforo e emissão de sinal em microscopia de fluorescência. Descrevemos aqui a aplicação do perfluorocarbono, perfluorodecalin (PFD), como um meio de imagens infiltrativa que melhora a ótica de varredura a laser microscopia confocal (LSCM) imagem da amostra em profundidade, sem recorrer a aumentos prejudiciais na potência do laser e tem impacto fisiológico mínimo 2. Nós descrevemos o protocolo para utilização do PFD com tecido de Arabidopsis thaliana folha, que é opticamente complexas, como resultado de suaestrutura (Figura 1). PFD tem uma série de atributos que o tornam adequado para este uso 3. O índice de refração do PFD (1,313) é comparável com a de água (1.333) e é mais próximo ao do citosol (aprox. 1,4) do que o ar (1,000). Além disso, PFD está prontamente disponível, não-fluorescentes e não é tóxico. A baixa tensão superficial da PFD (19 dinas cm -1) é menor que a da água (72 dinas cm -1) e também abaixo do limite (25 - 30 cm dyne -1) para a penetração estomática 4, que permite a inundação o mesofilo esponjoso espaços aéreos sem a aplicação de um vácuo potencialmente destrutiva ou surfactante. Finalmente, e crucialmente, PFD tem uma grande capacidade para dissolver CO 2 e O 2, que permite a troca de gás para ser mantido no tecido inundadas, minimizando assim o impacto fisiológico sobre a amostra. Estas propriedades têm sido usados ​​em várias aplicações que incluem respiração líquida parcial e pulmão inflação 5,6, a cirurgia 7, 8 sangue artificial, a oxigenação de crescimento media 9, e os estudos de formação de cristais de gelo nas plantas 10. Atualmente, é comum para montar o tecido em água ou tampão aquoso para a imagem latente confocal ao vivo. Consideramos que o uso de PFD como um meio de montagem representa uma melhoria em prática existente e permite a preparação simples de viver amostras de folhas inteiras para imagem.

Nós descrevemos o uso de perfluorodecalin como um meio de montagem infiltrativa. Este é um método simples para melhorar a profundidade da imagem em<em&gt; Arabidopsis thaliana</em&gt; Tecido foliar com impacto fisiológico mínimo.

Um método simples para criação de imagens Arabidopsis Folhas Usando Perfluorodecalin como um meio de imagem infiltrativas

O problema de adquirir imagens de alta resolução em profundidade em amostras biológicas é amplamente reconhecido1. Em tecidos preenchidos por ar, como o mesofilo esponjoso de ...

O objetivo geral deste procedimento é minimizar a degradação de imagens biológicas causada pelos espaços aéreos nas folhas de plantas, a fim de obter imagens mais nítidas de células vivas no interior da folha. Se a folha for montada em um meio de montagem aquoso e um fluoróforo for excitado por um laser, muitos espaços aéreos não preenchidos e alterações no índice de refração dentro do tecido, mostrados em laranja, limitam a intensidade do sinal proveniente de camadas mais profundas do tecido na imagem resultante. Se, ao contrário, a folha for montada em perfluorodecalina (PFD), a excitação a laser do fluoróforo é menos atenuada e permite uma melhor transmissão dos sinais emitidos.No final, o uso da microscopia confocal a laser com meio de montagem PFD fornece imagens nítidas de células vivas dentro da folha da planta em uma profundidade que é mais do que o dobro da possível quando se utiliza um meio de montagem aquoso. A principal vantagem desta técnica em relação a métodos existentes, como fixação ou montagem de folhas com meios aquosos, é que ela reduz a refração dentro do parênquima lacunoso e permite uma imagem mais precisa de células vivas mais profundas no interior da folha, o que tem sido problemático. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na ciência vegetal, como o estudo do parênquima lacunoso, biologia celular e sinalização in vivo, a colonização de folhas por patógenos e as interações entre patógenos e parênquima, embora este método possa fornecer insights sobre a biologia vegetal fundamental.Também pode ser aplicado a outros tecidos altamente refrativos que são ricos em espaços aéreos, como espirais intestinais ou o pulmão de vertebrados. Demonstrará este procedimento o Dr. George Littlejohn do meu laboratório To Mount Leaf. A amostragem em PFD começa com a preparação de uma lâmina de microscópio com uma junta permeável a gases de poli dimetil siloxano ou P-D-M-S; o P-D-M-S é um polímero viscoelástico que pode ser moldado para fornecer uma câmara adaptada aos requisitos experimentais.Equilibre o PFD com ar agitando um pequeno volume de PFD em um frasco cheio de ar. Isso também pode ser feito borbulhando ar através do PFD; em seguida, decante o PFD em uma placa de Petri aberta e coloque uma plântula inteira ou uma folha destacada a flutuar sobre o líquido por cinco minutos. O tecido deve tornar-se translúcido, lembrando um tecido vitrificado.As folhas podem parecer mais escuras ou mais claras do que antes da exposição ao DFP, dependendo das condições de iluminação e da idade do tecido utilizado. Por fim, preencha a câmara de PDMS com DFP equilibrado com ar e transfira cuidadosamente as amostras de tecido da placa de Petri de incubação para a câmara de PDMS. Selle o lâmina com uma lamínula e realize a aquisição de imagens.De acordo com os requisitos experimentais, folhas de meses foram incubadas por cinco minutos em uma suspensão de proteína verde fluorescente recombinante ou GFP. Na inspeção microscópica de amostras de folhas incubadas em PFD, observa-se que a maioria dos espaços aéreos está inundada com GFP recombinante suspensa em PFD. A GFP aparece em verde, e o vermelho representa a clorofila, a fluorescência lotto e as células do mesófilo delits.É evidente que a folha é inundada após a incubação com DFP, embora possam permanecer ocasionalmente bolsas de ar. A água não inunda a folha sob essas condições. Aqui, folhas de opsys que expressam Venus, uma variante da YFP, que se localiza no citosol, são incubadas e montadas no ar, em água ou em DFP para varredura a laser. A microscopia confocal das amostras mostra uma vantagem do DFP em relação ao ar e à água, com um aumento aproximado de duas vezes na profundidade de imagem.Ao comparar PFD e água, uma vez dominada, esta técnica pode ser realizada em cinco a dez minutos, se executada corretamente. Durante a realização deste procedimento, é importante lembrar que o perfluordelina dissolve esmalte de unha e teflon, mas é compatível com graxa de silicone. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como usar o perfluordelina como meio de montagem para melhorar a imagem em células de folhas de plantas.Não se esqueça de que, embora o perfluorodecalina seja não tóxico, recomendamos que práticas padrão de segurança sejam adotadas ao realizar este procedimento.

a-simple-method-for-imaging-arabidopsis-leaves-using-perfluorodecalin

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Nós desenvolvemos um protocolo simples e reprodutível para acessar a resposta estomática ao bactérias vivas. Este método minimiza ferimento e manipulação da folha, em comparação com o uso de peelings epidérmicos relatado anteriormente.

Avaliar a resposta estomática ao vivo células bacterianas usando imagens Folha Inteira

Este artigo fornece um protocolo para o cultivo de mudas de Arabidopsis no RootChip, uma plataforma microfluídica imagem que combina controle automatizado das condições de crescimento com acompanhamento raiz microscópica e FRET baseado em medição de níveis de metabólitos intracelulares.

Time-lapse imagens de fluorescência de crescimento de raiz Arabidopsis com Manipulação acelerada do meio root usando o RootChip

Nós descrevemos um protocolo com lâminas de câmara e de mídia para imobilizar cotilédones de plantas para imagem confocal da epiderme durante vários dias de desenvolvimento, documentação diferenciação estomática. Proteínas fluoróforo com a tag pode ser monitorado de forma dinâmica por expressão e localização subcelular, aumentando a compreensão de seus possíveis papéis durante a divisão celular e diferenciação do tipo de célula.

Longo prazo, de alta resolução de imagem Lapse Confocal Tempo de<em&gt; Cotilédone Arabidopsis</em&gt; Epiderme durante a germinação

Sinalização de Ca2 + regula diversos processos biológicos em plantas. Aqui apresentamos abordagens para monitorar o estresse abiótico induzida Ca espacial e temporal 2 + sinais em células e tecidos, utilizando os codificados geneticamente Ca2 indicadores aequorin ou case12 Arabidopsis.

Medindo espacial e temporal Ca 2 + Sinais em Arabidopsis Plantas

imagem confocal ao vivo fornece biólogos com uma ferramenta poderosa para estudar o desenvolvimento. Aqui, apresentamos um protocolo detalhado para a imagem confocal ao vivo de desenvolver flores Arabidopsis.

Viva Imagem Confocal de Desenvolvimento de Arabidopsis Flores

Apresenta-se aqui uma técnica simples para imagens em tempo real confocal de alta resolução de desenvolvimento de raiz e hipocótilo por até 3 dias utilizando objectivos de elevada abertura numérica e perfluorodecalina como meio de imersão.

Uma câmara simples para a imagem confocal a longo prazo do desenvolvimento da raiz e do hipocótilo

Este artigo demonstra como a cultura de plântulas de Arabidopsis thaliana em uma plataforma de dois-camada microfluidic que restringe a raiz principal e cabelos de raiz para um único plano ótico. Esta plataforma pode ser usada para a imagem latente de óptica em tempo real da morfologia da raiz bem bem como quanto à geração de imagens de alta resolução por outros meios.

A raiz do cabelo morfologia de plântulas de Arabidopsis em uma plataforma Microfluidic de duas camadas de imagem

Aqui, apresentamos um protocolo para a síntese e caracterização de nanopartículas de óxido de cério (nanoceria) de ROS (espécies reativas de oxigênio) eliminação na vivo, nanoceria de imagens em tecidos vegetais por microscopia confocal e na vivo monitoramento de nanoceria ROS eliminação pela microscopia confocal.

Limpeza catalítica de planta reativas de oxigênio espécies na Vivo por nanopartículas de óxido de cério aniônicos

Nós relatamos um método simples e versátil para executar ao vivo-imagem fluorescente de Arabidopsis thaliana folhas durante um período prolongado de tempo. Nós usamos uma Arabidopsis de plantas transgênicas expressando um gene repórter fluorescente sob o controle de um promotor de imunidade-relacionados como um exemplo para ganhar spatiotemporal compreensão das respostas imunes de planta.

Um método versátil para a montagem de Arabidopsis deixa para Intravital imagem de lapso de tempo

O objetivo deste protocolo é mostrar como carregar o CFDA em diferentes locais das partes inferiores de Arabidopsis. Apresentamos, então, o padrão de distribuição resultante da FC nas brotações.

Shootward movimento de CFDA Tracer carregado no fundo pia tecidos de Arabidopsis

Vários métodos comumente usados são introduzidos aqui para estudar os eventos de tráfego de membrana de uma quinase do receptor de membrana plasmática. Este manuscrito descreve protocolos detalhados, incluindo a preparação do material vegetal, tratamento farmacológico e configuração de imagens confocais.

Métodos Baseados em Imagem para Estudo de Eventos de Tráfego de Membranas em Células de Linhagem Estomática

Aprenda a usar perfluorodecalina como meio de montagem infiltrativo para melhorar a profundidade de imagem em folhas de Arabidopsis thaliana. Este método minimiza o impacto fisiológico e aumenta a clareza das imagens celulares vivas.

Um método simples para criação de imagens Arabidopsis Folhas Usando Perfluorodecalin como um meio de imagem infiltrativas

Explorar mais vídeos