Name: Métodos de auto-administração intravenosa em um modelo de camundongo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-08T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 9 s
Description: Aprenda técnicas de auto-administração intravenosa em camundongos para estudos de farmacologia do comportamento. Este método demonstra implantação de cateter e manutenção da patência para pesquisa em neurociência.

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Experimentos em animais foram realizados de acordo com as diretrizes e regulamentos estabelecidos pelo Conselho Canadense de Animal Care e da Universidade McGill Comitê Animal Care. Esta pesquisa foi apoiada por fundos concedidos a KG do Canadian Institutes of Health Research (CIHR). Não há conflitos de interesse declarados.

1. Animais Procedimentos Habitação e aclimatação <ol><li> Macho e fêmea CD-1 ratos são alojados com pessoas do mesmo sexo ninhada, até 5 animais por gaiola, em gaiolas padrão de plástico contendo cama de chip beta e almofadas nestlet, com tampas de grade de arame para acomodar garrafas de água e alimentos. Padrão para murinos e água estão disponíveis ad libitum nas gaiolas casa durante todo o experimento. </li><li> Ratos são mantidos em um cronograma claro-escuro reverso (luzes acesas 22:00-10:00). </li><li> Ratos são permitidos aclimatizar às salas de teste IVSA durante uma semana antes do início dos procedimentos experimentais. </li></ol> 2. Formação operante <ol><li> Todos os procedimentos de comportamento, incluindo a formação de leite adoçado e drogas intravenosas de auto-administração sessões são realizadas com câmaras operantes de medição 15,9 x 14 x 12,7 cm, equipados com duas alavancas de ultra-sensíveis do rato, copos dipper, luzes de estímulo e bombas de seringa (microlitro Med Assocates Inc., St. Albans, VT, EUA). Câmaras são interligados a um computador usando Med Associates inteligente CR interface e Med-PC software para programar o esquema de reforço e coletar dados. </li><li> Ratinhos naive estão habituados às câmaras operantes e treinados para pressionar a alavanca usando uma recompensa de leite adoçado (0,1 ml) apresentada num copo dipper. Formação leite operante é conduzido em 1-hr sessões durante 5-7 dias. A conclusão de um rácio fixo cronograma (FR) sobre a alavanca activa resulta na apresentação do copo dipper e a iluminação de uma luz de estímulo. A solução de leite adoçado consistiu de sacarose (10 mg / ml, o reagente ACS, Sigma-Aldrich Inc. St. Louis, MO, EUA), adicionado ao leite gordo (3,25% de teor de gordura). Formação operante com uma solução de leite adoçado ou um reforçador alimento líquido é uma técnica comum utilizada para facilitar a responder operante em 1,2 ratinhos. </li></ol> 3. Preparação do equipamento a ser utilizado durante a cirurgia Requequipamentos IRED - 20, 23 e 26 agulhas de calibre, moedor, um cc seringas, tubos de tygon, ferro de solda, heparina, antibióticos e analgésicos. <ol><li> Prepara-se uma agulha para guiar a inserção do cateter na veia jugular raspando para baixo uma agulha de calibre 20. O corpo da agulha é raspada para baixo, usando um moinho de modo a formar um canal no interior da agulha para guiar o tubo do cateter dentro da veia. O canal de agulha deve ser cuidadosamente controlado para todos os restos de metal que pode ter sido depositado. Quaisquer obstruções para o canal deve ser raspado com uma pinça ponta fina. </li><li> Adaptar dois 1-cc seringas para serem utilizados para a lavagem e a verificação do cateter. Prepare duas seringas, tendo 12 peças centímetros de tubo Tygon e anexá-las em uma extremidade a 26 agulhas de calibre afixados seringas de 1 cc, e esticar as outras extremidades do tubo de mais de 23 agulhas de calibre. Uma seringa deve ser preenchido com 0,9% de solução salina estéril e a outra com uma solução de ticarcilina heparinizado (33 mg de ticarcilinae 0,3 mg de heparina por 10 ml de solução salina estéril). </li><li> Preparar tampões de cateter cânula. Tubagem Tygon é esticada sobre uma agulha de calibre 23, e de reduzir a 1 cm do bisel. Derreter a extremidade aberta do tubo para criar uma vedação de espessura. A tubagem deve ser fundida de modo que a tampa da cânula inteiro é suficientemente longo para se ajustar sobre a cânula do cateter, com o encaixe final selado firmemente sobre a extremidade da cânula. Observe que, se a tampa estiver demasiado tempo, há um risco de que ela vai ser dobrada e subsequentemente perfurado durante o processo de fixação do parafuso no cateter cobre. Assim, uma preparação cuidadosa das tampas do cateter é recomendado, a fim de proporcionar um bom ajuste para a cânula. </li><li> Preparar soluções necessárias. Todos os reagentes são adquiridos de Sigma-Aldrich Inc. (St-Louis MO, EUA). <ol class="lalpha"><li> Ticarcilina solução heparinizada para a lavagem do cateter - Dissolver 0,33 g de ticarcilina (sal dissódico) e 0,003 g de heparina em 10 ml de solução salina estéril. 0,03 ml de solução é lavada through cateter diária. A solução antibiótico é administrado para prevenir coágulos sanguíneos e infecções de desenvolvimento. </li><li> Amikicin (antibiótico) para injecção subcutânea - Uma única injecção subcutânea é dada após a cirurgia, numa dose de 10 mg / kg para prevenir infecções pós-operatórias. </li><li> O cetoprofeno (analgésico) para injecção subcutânea - Uma única injecção subcutânea é dada após a cirurgia, numa dose de 5 mg / kg para administrar qualquer dor no pós-operatório. </li></ol></li></ol> 4. Cirurgia de implante de cateter Equipamento necessário e reagentes: solução salina, estéril, isoflurano, o álcool (70%), 1 e 3 seringas cc cheio com solução salina estéril, 1 cc-seringas adaptadas, soluções de antibióticos e analgésicos preparados na secção 3 acima, os cateteres de rato (CamCaths, Cambridgeshire, UK ), capas de cateter (tampas de cristal do HRS científicos, Montreal, Quebec), lubrificante ocular, 4 cm de barras de plástico para elevar veia (estapode ser construído a partir de um plástico Q-tip), Polysporin, compressas estéreis e gaze, pinça de curvas e retas, braçadeiras da artéria, tesoura fina. <img src="/files/ftp_upload/3739/3739step1.jpg" alt="Passo 1" fo:content-width="3in" fo:src="/files/ftp_upload/3739/3739step1highres.jpg"/><ol><li> Utilizando técnicas assépticas padrão a bancada cirúrgica, os instrumentos cirúrgicos e os cateteres são esterilizados antes da cirurgia. Técnicas de esterilização apropriadas incluem o vapor em autoclave, para os instrumentos cirúrgicos e cateteres comprados CamCaths. Contas de vidro a esterilização também pode ser usado na ponta dos instrumentos cirúrgicos. De esterilização por óxido de etileno pode ser utilizado nos cateteres mais delicados ou materiais que derretimento risco. Uma descrição mais detalhada das técnicas de assepsia roedor cirúrgicos podem ser encontrados em referências a 1,2 em anexo. Definir-se do banco, instrumentos e cone do nariz para a manutenção da anestesia é ilustrado na foto. </li><li> Os ratos são anestesiados com isoflurano a gás, e mantidos sob anestesia, utilizando um tubo de respiração sob um sistema de eliminação. Lubrificante ocular (Lágrimas Naturale PM) é aplicada a ambos os olhos, para evitar que sequem durante o procedimento. Uma margem adequada cirúrgico é raspado na parte de trás do animal e em volta do pescoço. Antes de qualquer incisões são feitas, os campos cirúrgicos são restritas usando campos estéreis. </li><li> A fim de preparar o cateter para inserção no interior do átrio direito do coração, o tubo do cateter é cortado excesso 1,2 centímetros a partir do bolbo do cateter. Este é o comprimento óptimo estabelecido para adultos ratinhos CD-1, de cerca de 8 semanas de idade, 20-25 gramas de peso do corpo. O comprimento do tubo do cateter pode ser necessário ajustar ligeiramente (por tentativa e erro), a partir da estirpe, tamanho e idade dos ratos. Antes da inserção, a seringa contendo solução salina estéril (secção 3.2) está ligado à cânula do cateter, e o cateter é lavada e verificada a existência de fugas. Manteresta seringa ligada ao cateter durante todo o procedimento cirúrgico. Será usado para lavar o cateter, e tirar o sangue de volta no passo 4.7. </li><li> Após a esterilização com álcool a 70%, de 2cm de longa incisão é feita midscapular partida a meio caminho na parte de trás e terminando abaixo do gargalo, a fim de acomodar a base do cateter. Tecido conjuntivo devem ser forçados a se separar com uma pinça para dar espaço para a base de cateter abaixo da pele. </li><li> Colocar o animal em suas costas, um raso segunda 1-2 cm na diagonal incisão é feita a partir da clavícula direita indo para cima no queixo animais, depois que a área foi limpo com álcool a 70%. A veia jugular vai ser encontrado superficialmente sob a pele do pescoço. Na preparação para a inserção do catéter, tubagem a partir da base do cateter é puxado através da incisão no dorso e trazido para perto da veia jugular, passando o tubo sob a pele apenas sobre o ombro direito. A extremidade do tubo do cateter éem seguida, ligado a um grampo de artéria e colocado no lado do animal, para o manter no lugar. </li><li> A veia jugular direita é localizado por gentilmente afastando conjuntivo superficial e tecido adiposo a partir da incisão em volta do pescoço do animal. Tecido conjuntivo em torno da veia é quebrada usando fórceps curvos e a veia é então elevado com uma barra de plástico estéril. Nós de sutura frouxas abertos são feitos em torno de cada extremidade do veio e o tubo do cateter é enfiado através do nó superior e enrolado sobre o fio de sutura para descansar desapertada sobre o ombro direito. </li><li> Antes da inserção, molhada tanto a agulha de 20 gauge e a inserção da veia com solução salina estéril para reduzir a fricção. A agulha é conduzido paralelamente à veia, e inserido suavemente perto da parte inferior da veia elevado (Nota: aproximadamente 0,5 cm da ponta da agulha tem de entrar na veia). Usando fórceps, deslizar o tubo do cateter para baixo do eixo da agulha na veia. Resistência poderia indicar que o tubo is no interior do tecido conjuntivo, e não no interior da veia. Empurre 0,03 cc de soro na veia para ter certeza de que não há vazamentos. Vazamentos indicaria que a veia pode ser perfurado ou que a colocação de tubo do cateter precisa de ajuste. Nota: Para verificar se o tubo está dentro da veia, tentar tirar um pouco de sangue usando a seringa anexa salina. Se o sangue não pode ser imediatamente puxado para cima, a nervura ou parede do coração pode ser a oclusão da ponta do cateter, ou a veia não foi perfurada; ajustar o tubo e tentar de novo. Agulha reinserção pode ser necessária se o sangue ainda não pode ser elaborado. </li><li> A fim de proteger o cateter no lugar, empurrar a lâmpada cateter para o ponto de inserção e remoção da agulha. Amarrar o nó inferior e puxe a descarga cateter contra o bar antes de amarrar o nó direito segundo acima do bulbo. Teste novamente para ver se o sangue pode ser elaborado e afrouxar os nós um pouco, se necessário. Dobrar o tubo do cateter sob a pele e suturaa incisão ventral em volta do pescoço do animal. Aplicar Polysporin Cura rápida usando um aplicador com ponta de algodão estéril, ou qualquer outra pomada de antibiótico, de preferência contendo um pouco de analgésico para a incisão fechada. </li><li> Com o animal no seu abdómen, coloque a base do cateter sob a pele das costas dentro da incisão preparada. Certifique-se de que o tubo em excesso é minimamente em loop e bem escondida sob a base de cateter para minimizar as chances de o animal mastigar e perfurando-o. Sutura da incisão em ambos os lados da base do cateter, e aplicar rápida Cura Polysporin utilizando um aplicador de ponta de algodão esterilizado. </li><li> Lave o cateter com 0,03 cc da solução de ticarcilina heparinizado utilizando a seringa com o tubo fixado na mesma (secção 3.2). Tapar a cânula com a tampa da cânula de plástico e parafuso da tampa cateter branco. Em alguns ratos que são frescos de uma cirurgia, o sangue pode sair do cateter antes da cânula é limitado. É importante voltar a lavar o animal e rapidly recoloque a tampa da cânula antes que o sangue tem a chance de fluir para fora. Os animais devem ser lavadas numa base diária para manter a desobstrução do cateter. </li><li> Depois limpando a área de injecção entre os animais de volta pernas com etanol a 70%, por via subcutânea, injectar o cetoprofeno analgésico numa dose de 5 mg / kg de um lado, e a amikicin antibiótico numa dose de 10 mg / kg, do outro lado. </li><li> Após a anestesia é interrompida, os animais são deixados recuperar em uma gaiola limpa com fácil acesso a comida e água durante 5 a 7 dias. Mice deve ser colocado num armário de aquecimento durante a noite para evitar a hipotermia pós-operatória. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/3739/3739step2.jpg" alt="Passo 2" fo:content-width="4.75in" fo:src="/files/ftp_upload/3739/3739step2highres.jpg"/> 5. Teste comportamental - intravenosa auto-administração <ol><li> Antes do teste comportamental cateteres são lavados com 0,9% de solução salina estéril. Os ratos são então colocard nas câmaras operantes e conectados às linhas de perfusão e de bombas de infusão. Pressiona a alavanca activas resultar em um 3,2 seg infusão da droga 18 ul juntamente com a iluminação de uma luz de estímulo. Cada pressão da alavanca é seguida por um período de tempo sec 8 período durante o qual a luz de estímulo permanece ligado. </li><li> Após a sessão de operante, cateteres ratos são lavadas com a solução de ticarcilina heparinizado, antes de ser devolvido à sua gaiola de origem. </li><li> Ratos são permitidos para auto-administrar durante 3 hr consecutivos 2-sessões em cada dose. As doses foram apresentados numa ordem aleatória para cada rato, tal como mostrado na secção que se segue. </li><li> Permeabilidade do cateter é avaliada diariamente, assegurando que tanto a solução salina e antibióticos pode ser lavado por meio do cateter. Além disso, um teste de cetamina / midazolam pode ser conduzido tal como descrito na referência em anexo 5. Em resumo, os sinais de anestesia, tais como dentro de 5 segundos a imobilidade de uma infusão de 0,02-0,03 ml de cetamina (15 mg / ml),ou midazolam (0,75 mg / ml) midazolam é evidência de um cateter de patente 5. </li></ol>

<ol><li>Rocha, B. A., Ator, R., Emmett-Oglesby, M. W., Hen, R. Intravenous Cocaine Self-Administration in Mice Lacking 5-HT1B Receptors. Pharmacology Biochemistry and Behavior. 57 (3), 407-412 (1997).</li>
<li>Zapata, A., Chefer, V. I., Ator, R., Shippenberg, T. S., Rocha, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioural+sensitization+and+enhanced+dopamine+response+in+the+nucleus+accumbens+after+intravenous+cocaine+self-administration+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Behavioural sensitization and enhanced dopamine response in the nucleus accumbens after intravenous cocaine self-administration in mice.</a> European Journal of Neuroscience. 17 (3), 590-596 (2003).</li>
<li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586(2011).</li>
<li>Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHoogstraten-Miller%2C+SL+%22Techniques+in+Aseptic+Rodent+Surgery+Current+Protocols+in+Immunology%22">Techniques in Aseptic Rodent Surgery Current Protocols in Immunology</a>. , John Wiley & Sons, Inc. 1.12-1.14 (2001).</li>
<li>Thomsen, M., Caine, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+Intravenous+Drug+Self-Administration+in+Rats+and+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Neuroscience.+%22%5BJournal%5D)">Chronic Intravenous Drug Self-Administration in Rats and Mice.</a> Current Protocols in Neuroscience. . 9, 20.1-20.40 (2005).</li>
<li>Gill, K. J., Boyle, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confirmation+of+quantitative+trait+loci+for+cocaine+induced+activation+in+the+AcB%2FBcA+series+of+recombinant+congenic+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacogenetics%22%5BJournal%5D)">Confirmation of quantitative trait loci for cocaine induced activation in the AcB/BcA series of recombinant congenic strains.</a> Pharmacogenetics. 13, 329-338 (2003).</li>
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<li>Boyle, A. E., Gill, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+verification+of+previously+identified+QTLs+for+cocaine-induced+activation+using+a+panel+of+B6.A+chromosome+substitution+strains+%28CSS%29+and+A%2FJxC57Bl%2F6J+F2+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology%22%5BJournal%5D)">A verification of previously identified QTLs for cocaine-induced activation using a panel of B6.A chromosome substitution strains (CSS) and A/JxC57Bl/6J F2 mice.</a> Psychopharmacology. 207 (2), 325-3234 (2009).</li>
<li>Thomsen, M., Caine, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Psychomotor+stimulant+effects+of+cocaine+in+rats+and+15+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Clinical+Psychopharmacology%22%5BJournal%5D)">Psychomotor stimulant effects of cocaine in rats and 15 mouse strains.</a> Experimental and Clinical Psychopharmacology. 19 (5), 321-341 (2011).</li>
<li>Thomsen, M., Caine, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+drug+self-administration+in+mice%3A+practical+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Behavior+genetics%22%5BJournal%5D)">Intravenous drug self-administration in mice: practical considerations.</a> Behavior genetics. 37 (1), 101-118 (2007).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Os modelos animais de abuso de drogas, são particularmente úteis no entendimento da base genética da droga comportamentos relacionados. Por exemplo, ratos com diferentes perfis genéticos mostram diferenças hereditárias em sua sensibilidade à cocaína 6-8 e ajudar a identificar genes candidatos potenciais mediadores da variabilidade fenotípica observada 9. Os procedimentos de cateterização intravenosa descritos neste documento têm sido utilizados com sucesso considerável para examinar IVSA droga em várias estirpes de ratinhos, assim como ratinhos de diferentes origens genéticas 10. Os procedimentos apresentados neste vídeo realçar factores importantes para se concentrar durante e após a cirurgia catherization a fim de obter fiáveis ​​intravenosas de auto-administração de dados. Em primeiro lugar, a colocação do tubo do cateter dentro do átrio direito é vital, de modo a impedir a falha de cateter de coágulos blot. Durante a cirurgia, é importante ter a certeza de que o cateterextremidade está desimpedida, e não ocluído por um ou outro o coração ou o tecido da veia. Em segundo lugar, a lavagem do cateter diária é necessária, antes e depois das sessões operantes para evitar entupimentos. Finalmente, a cânula do cateter deve ser coberto constantemente com ambos os tampões cânula e cristal cobre, quando os animais estão em gaiolas de origem, para evitar a entrada de detritos. Bloqueio menor da cânula do cateter podem ser desalojadas utilizando uma agulha de calibre fino 26, no entanto diária de lavagem com a solução heparinizada antibiótico é necessária, particularmente nos dias em que os animais não são testados para IVSA. Para realizar a cirurgia de animais de sobrevivência, um bom conhecimento de técnicas assépticas, analgesia e anestesia é necessária. Enquanto este vídeo não substitui formação cirúrgica adequada, pode ser usada como um guia para os investigadores que desejem adquirir as técnicas necessárias para este paradigma.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários (opcional) </td></tr><tr><td> Ticarcilina sal dissódico </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> T5639-1G </td><td> 1 garrafa grama </td></tr><tr><td> Lágrimas Naturale PM (lubrificante dos olhos) </td><td> Alcon </td><td> N / A </td><td> 3,5 tubo de grama Este lubrificante ocular pode ser encontrada na maioria das farmácias. Qualquer lubrificante ocular oftálmica pode ser usada. </td></tr><tr><td> Cocaína </td><td> Medisca Pharmaceutique </td><td> 0723-06 </td><td> 1 garrafa grama </td></tr><tr><td> Cetamina </td><td> Medisca Pharmaceutique </td><td> 1754-1704 </td><td> 25 frasco de grama </td></tr><tr><td> Midazolam </td><td> Medisca Pharmaceutique </td><td> 2519-06 </td><td> 1 garrafa grama </td></tr><tr><td> Heparin sal de sódio </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> H4784-250mg </td><td> 250 gramas garrafa </td></tr><tr><td> Cetoprofeno </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> K1751-1G </td><td> 1 garrafa grama </td></tr><tr><td> Amikicin Sulfato de sal </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A2324-5G </td><td> 5 garrafa grama </td></tr><tr><td> Reagente de sacarose ACS </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S5016-500G </td><td> Frasco de 500 gramas </td></tr><tr><td> Padrão cateteres mouse com malha suave </td><td> CamCaths </td><td> MIVSA/20/26/BC-1S </td><td> Especificações: Tubos 26SWG; 0,451 0,254; </td></tr><tr><td> Cristal aplicador tampa </td><td> HRS científicos </td><td> 313CAC </td><td> Este é a tampa de cateter branco. </td></tr><tr><td> Tygon Micro Diâmetro da tubulação </td><td> Thomas Scientific </td><td> 9561S41 </td><td> Especificações de tubulação (diâmetro x od x espessura da parede em polegadas): 0,01 x 0,03 x 0,01 </td></tr>
 </tbody>
</table>

métodos de auto-administração intravenosa em um modelo de camundongo

Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model

Os modelos animais têm sido desenvolvidos para estudar os efeitos de reforço de drogas, incluindo a auto-administração intravenosa paradigma (IVSA). As vantagens da utilização de um paradigma IVSA para estudar as propriedades de reforço de drogas de abuso, tais como cocaína incluem o facto de que a droga é auto-administrada, em vez de experimentador-administrado, o esquema de reforço pode ser alterada, e a medição precisa da quantidade de droga consumida, bem como o tempo e no padrão de injecções IV pode ser obtido. Além disso, a via de administração intravenosa evita confunde potenciais relacionados com o metabolismo de primeira passagem, ou o gosto, e produz um rápido aumento no sangue e os níveis da droga no cérebro. Conforme descrito neste vídeo, auto-administração intravenosa pode ser obtido sem restrição alimentar antes ou treinamento anterior de droga após a colocação do cateter cuidado durante a cirurgia e cateter diária meticulosa lavagem e manutenção. Procedimentos experimentais descritas nestepapel incluem uma descrição do alojamento dos animais e métodos de aclimatação, treinamento operacional utilizando as soluções de leite adoçado, e cirurgia de implante de cateter.

<img src="/files/ftp_upload/3739/3739fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. O padrão de responder por drogas por via intravenosa auto-administração variam de acordo com faixa de dose da droga, e tensão do mouse empregado. A figura apresentada mostra auto-administração de cocaína seguintes dados cirurgias catherization sucesso utilizando o procedimento descrito no vídeo. A figura mostra a média (± SEM) infusões de cocaína ganhou e média (± SEM) o consumo de cocaína (mg / kg de peso corporal) em um intervalo de quatro doses de cocaína apresentados em uma ordem aleatória em uma programação FR1 de reforço. Abscissa: dose de auto-administrado por infusão de drogas. Ordenada esquerda: número total de infusões ganhou durante a sessão de duas horas de operante. Ordenada direita: a ingestão de cocaína total em mg / kg, durante a sessão de teste de 2 h. Todos os 13 cateteres permaneceram patente para o período de duração do estudo (quatro semanas). Uma ANOVA one-way conduzida em doses revelou que mice foram administração de cocaína de uma forma dose-dependente [F (1,12) = 42,8, p &lt;0,05]. Há um aumento do consumo de cocaína sobre a curva de dose-resposta [F (3,36) = 29,6, p &lt;0,05], apesar de uma diminuição na alavanca de prensagem com as doses mais elevadas. Cada ponto de dados representa a média de três sessões de testes a cada dose de cocaína (± SEM) recolhidos em ratinhos CD-1 (n = 13 doses /, machos e fêmeas combinados). Comparações de alavanca activo vs (droga reforçado) inativo responder através da curva de resposta à dose foram realizadas usando ANOVA de duas vias para assegurar que os ratos estavam a discriminação entre as duas alavancas. Para os ratinhos CD1, a análise revelou uma preferência para a alavanca activa [F (1,12) = 10,255, p &lt;0,05] sobre a curva de resposta à dose total (dados não apresentados aqui).

A auto-administração intravenosa paradigma (IVSA) é considerado como sendo o padrão de ouro para examinar as propriedades de reforço de drogas de abuso em roedores. Este manuscrito descreve os procedimentos experimentais e técnicas cirúrgicas necessárias para a obtenção de dados confiáveis ​​IVSA. Em particular, a implantação do cateter meticulosa e manutenção são realçados.

Métodos de auto-administração intravenosa em um modelo de camundongo

Modelos animais foram desenvolvidos para estudar os efeitos reforçadores de drogas, incluindo o paradigma de autoadministração intravenosa (IVSA). As vantagens...

Olá, meu nome é Elizabeth Kotick e estou aqui do laboratório da Dra. Katherine Gill, da unidade de dependências do Centro de Saúde da Universidade McGill. Hoje vou mostrar como realizar a cirurgia de cateterização necessária para conduzir estudos de automedicação intravenosa. Vou demonstrar como inserir o cateter, bem como algumas dicas para manter a perviedade do cateter.Durante as sessões de automadministração intravenosa de nicotina, os animais são conectados ao Tai por meio de tubos de plástico e as infusões de nicotina são administradas pelas bombas de infusão acopladas. As caixas operantes foram adquiridas da Med Associates. Cada caixa é equipada com duas alavancas ultrasensíveis para camundongos.Existem alguns itens que precisam ser preparados previamente à cirurgia para inserir o cateter na veia. Uma agulha de 20 gauge precisa ser adaptada para deslizar o tubo para dentro da veia. Apare cerca de dois centímetros da parte superior da haste da agulha, criando um canal que será usado para guiar o tubo do cateter para dentro da veia.Em seguida, prepare as seringas para lavagem e verificação do cateter. Doze centímetros de tubo são fixados em uma extremidade à agulha de 26 gauge da seringa, enquanto a outra extremidade é esticada sobre uma agulha de 23 gauge. Para facilitar a fixação do tubo ao cânula do cateter, você precisará de duas seringas como esta: uma preenchida com a solução heparinizada de T carcin, e a outra com soro fisiológico.Por fim, prepare a tampa da cânula do cateter. A cânula do cateter precisa ser tampada para evitar a entrada de detritos. Essas tampas são feitas esticando tubos plásticos sobre agulhas de calibre 23.O tubo é cortado a um centímetro da ponta da agulha e a extremidade aberta é aquecida para selar o tubo; em seguida, soro fisiológico é empurrado através da agulha para garantir que não haja vazamentos nas tampas. Cateteres para camundongos foram obtidos da Cam Cs no Reino Unido. Corte o excesso de tubo do cateter de modo que reste 1,2 centímetro da extremidade da lâmpada do cateter.Em seguida, conecte a seringa contendo soro fisiológico à cânula metálica externa do cateter e realize uma lavagem para inspecionar vazamentos. Os camundongos são anestesiados usando gás isoflurano misturado com oxigênio e permanecem sob anestesia durante toda a cirurgia. Utilizando um tubo de respiração, os níveis de oxigênio e isoflurano são ajustados com base no peso corporal do animal e são modificados conforme necessário durante a cirurgia; certifique-se de que o animal está adequadamente anestesiado pinçando suas patas traseiras com a pinça e monitore o camundongo durante toda a cirurgia quanto a sinais de dificuldade respiratória e profundidade da anestesia.Como a cirurgia dura entre 20 e 30 minutos, aplique um lubrificante ocular em ambos os olhos. O camundongo é depilado antes da cirurgia. Prepare um espaço para a base do cateter nas costas do animal.Puxe suavemente a pele nas costas do animal e faça uma pequena incisão longitudinal na região interescapular com cerca de dois centímetros de comprimento, começando na metade das costas e estendendo-se logo abaixo do pescoço. Separe a força o tecido conjuntivo para criar espaço para a base do cateter e aplique soro fisiológico na incisão.Puxe suavemente a pele em ambos os lados da incisão, juntando-as, e vire o animal. A veia tegular direita estará localizada superficialmente sob a pele do pescoço e pode ser exposta mediante uma incisão rasa em forma de S. Faça um corte diagonal com cerca de um a dois centímetros de comprimento, estendendo-se a partir da região da clavícula direita, seguindo diagonalmente em direção à mandíbula do animal.O tubo proveniente da base do cateter precisa ser conduzido através da incisão ventral no pescoço para ficar acessível à inserção na veia. Conduza a pinça sob a pele dos ombros e rompa o tecido conjuntivo. Para alcançar a incisão dorsal, puxe o tubo através da pele até a abertura ventral ao redor do pescoço do animal.Segure a extremidade do tubo com pin&ccedil;as de art&eacute;ria e mantenha-a presa ao lado direito do animal. Aplique soro fisiol&oacute;gico na incis&atilde;o e isole a veia jugular direita. Remova com muito cuidado qualquer tecido conjuntivo ou adiposo que possa estar obstruindo a sua vis&atilde;o e localize a veia.Eleva suavemente a veia ao redor da parte superior e use a pinça curva para separar o tecido adiposo e o tecido conjuntivo ao redor e sob a veia. Coloque a pinça curva sob a veia e abra-a com a mão livre. Passe uma barra plástica estéril sob a veia.Uma vez que a veia esteja elevada, remova apenas a quantidade necessária de gordura para obter uma visão clara e desobstruída da veia. Periodicamente, pingue solução salina sobre a veia exposta para mantê-la úmida. Prepare nós de sutura ao redor da veia para poder fixar o tubo do cateter no lugar assim que for inserido na jugular.Suture abaixo da veia em ambas as extremidades e faça um único nó solto aberto em cada extremidade. Passe o cateter através do nó superior e enrole-o ao redor do fio de sutura, deixando o restante sobre o ombro direito. Passe soro fisiológico pelo cateter para pesar o tubo e facilitar a inserção do cateter na veia jugular.A agulha modificada de calibre 20 é usada para perfurar a veia; umedeça tanto a veia quanto a agulha de inserção com soro fisiológico para reduzir o atrito durante a inserção, puxe suavemente para trás a barra plástica e insira a agulha mais próxima da parte inferior da veia. Apenas o suficiente para que meio centímetro da agulha fique inserido. Deslize o tubo do cateter pela agulha e para dentro da veia.Não deve haver resistência. A resistência indicaria que você está em tecido conjuntivo. Para ter certeza de que está dentro da veia, tente puxar o êmbolo da seringa do cateter para verificar se é possível aspirar sangue.Uma vez que o tubo esteja no lugar, remova a agulha e empurre a bolha do cateter até o ponto de inserção. Dê o nó inferior e certifique-se de que o tubo do cateter esteja bem encostado na barra antes de dar o segundo nó logo acima da bolha. Isso fixará o cateter no lugar.Remova a barra e faça um segundo nó em cada extremidade. Posicione o tubo do cateter e os fios de sutura sob a pele antes de suturar. Use o prendedor arterial para guiar a agulha de sutura através da pele e fechar a incisão.O número de pontos variará conforme o tamanho da incisão. Com o animal em posição ventral, posicione a base do cateter nas costas do animal. Aplique solução salina na incisão e deslize a base do cateter sob a pele.Certifique-se de que o tubo esteja com o mínimo de voltas e posicionado sob a base para minimizar as chances de perfuração. Suture a pele ao redor da base do cateter. O número de pontos dependerá do tamanho da incisão.Normalmente, três a quatro pontos são suficientes. Certifique-se de que ainda seja possível aspirar sangue pelo cateter. Por fim, lave o cateter com a solução de teína heparinizada para prevenir infecção e formação de coágulos sanguíneos.Solte o tubo conectado à cânula do cateter. Em seguida, remova o tubo de soro fisiológico e substitua-o rapidamente pelo tubo da seringa contendo a solução heparinizada de T Carin. Lave o cateter com 0,03 a 0,05 cc da solução.Novamente, solte o tubo conectado à cânula. Segure a tampa do cateter com a pinça e, com um único movimento, remova o tubo da cânula e substitua-o pela tampa do cateter. Este passo deve ser feito rapidamente para evitar que o sangue suba.Parafuse a tampa branca do cateter, certificando-se de que ela esteja firme sem perfurar a ponta da cânula. Administre ao camundongo injeções subcutâneas de analgésico e antibiótico. Injete o analgésico cetoprofeno em um dos lados na dose de cinco miligramas por quilograma e o antibiótico amicacina no outro lado na dose de 10 miligramas por quilograma.Após a interrupção da anestesia, permita que o camundongo se recupere em uma gaiola limpa com fácil acesso a comida e água. Dados confiáveis de autoadministração intravenosa podem ser obtidos seguindo as técnicas apresentadas neste vídeo. No entanto, é importante manter a pervia do cateter.Isso é conseguido por meio da colocação cuidadosa do cateter no átrio direito, da lavagem diária do cateter antes e depois das sessões cirúrgicas e da garantia de que a cânula do cateter esteja constantemente tampada para evitar a entrada de detritos.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

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