Name: Dissecção e imunohistoquímica de larvas, pupa e adulto Drosophila Retinas (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 58 s
Description: Aprenda a dissecar retinas de Drosophila em três estágios de desenvolvimento e realizar imunohistoquímica para visualizar proteínas. Este método permite estudar a diferenciação de fotorreceptores em nível celular.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Este trabalho foi financiado por uma bolsa de Ehrman para HY. H., Jane Coffin Childs Memorial Fund para a comunhão de Pesquisa Médica de pós-doutorado para RJJ, NIH Grant F32EY016309 para DV, bolsa de Nova York University Dean Dissertação de DJ, NIH GrantR01 EY13010 em CD e uma bolsa DFG a JR (RI 2208/1- 1). Agradecemos Nina Vogt e Pamela Boodram para comentários sobre o manuscrito.

1. Introdução Neste vídeo, descrevemos métodos para dissecção da retina e imunohistoquímica em três períodos de desenvolvimento definidos: o terceiro ínstar, o midpupal ea fase adulta. Embora nosso protocolo também funciona para outras fases de pupa (para mais detalhes sobre etapas anteriores, consulte 16), que escolheu o palco midpupal, pois é ideal para imagens de todos os PRs em um plano focal e seus núcleos são facilmente identificáveis, o que facilita a visualização de padrões de expressão do factor de transcrição. A dissecção da retina de pupa tardia é muito semelhante à dissecção de retinas adultas. Primeiro, vamos demonstrar como coleta de larvas e pupas em estágios desejados. Então, vamos explicar como obter dissecções ideais de larvas 17-18, midpupal e retinas adultas. Em segundo lugar, demonstrar como visualizar o desenvolvimento PR nestas fases usando microscopia confocal e imunohistoquímica. O período de desenvolvimento dos insetos é dependente da temperatura. Para facilitar o preparo reprodutível de larvas e pupas, recomendamos levantar todas as ações da mosca a 25 ° C sob uma hr/12 hr 12 ciclo de luz / escuridão. Terceiro-larvas: Cerca de 96 horas após a postura de ovos (a 25 ° C), final do terceiro instar alimentação parada larvas e vagar nas paredes do frasco de alimentos, onde eventualmente pupate. Use uma escova macia ou uma pinça para remover suavemente a vaguear larva do terceiro instar da parede do frasco de alimentos. Pupas de 50% (&#39;midpupae&#39;) são observados cerca de 48 horas após a fase de pupa. Para o tempo exato, você pode circular apenas formado pupas branco com um marcador no frasco de alimentos. Alternativamente, mova todos pupas branco para um novo frasco para obter um frasco de teste uniforme (para teste de pupas utilizando critérios morfológicos, consulte 19). Depois de 48 horas, cuidadosamente reaisove o midpupae do frasco usando uma pinça. Moscas adultas: anestesiar moscas adultas jovens (2-5 dias após a eclosão) sobre uma almofada de CO 2. Remover cabeças usando uma pinça e armazená-los em um copo bem gelado prato contendo 1x PBS. 3. Procedimento dissecção (cerca de 1-2 horas por Experiment) Após a coleta da amostra, coloque-os em uma gota de PBS gelado em um prato dissecção Sylgard. Dissecar cerca de 10-15 retinas por genótipo. Por favor, consulte as Fichas de Segurança, bem como Saúde Ambiental de sua instituição e Secretaria de Segurança para o correcto manuseamento dos reagentes e equipamentos (ver tabelas ao final deste protocolo). 1. Larval Discos Eye imaginárias <ol><li> Localizar a extremidade anterior da larva, que contém os ganchos de boca. Use uma pinça para pressionar a parte do meio da larva suavemente contra a base do prato Sylgard. Use another uma pinça para agarrar os ganchos na boca e puxe devagar e com cuidado para fora do corpo. Descarte a parte principal do corpo e usar os aparelhos bucais para segurar a parte anterior a fim de remover o tecido estranho a partir dos discos imaginais que permanecem em anexo para o cérebro. </li><li> Transferir cérebro com discos imaginais, agarrando os ganchos na boca com um fórceps para 1x PBS em um prato de vidro de três poços. Executar o passo de fixação (passo 4.1.). </li><li> Após a fixação, remover as glândulas salivares, tecido adiposo e puxe o cérebro para longe do disco imaginal olho-antenais. Para melhorar a acessibilidade dos &quot;difíceis&quot; anticorpos, a membrana peripodial, que está localizado sobre a superfície do epitélio, podem ser removidos, mantendo-se a parte da antena do disco e descamação da membrana fora com um pino de dissecação. Em seguida, execute imuno-histoquímica (passo 5.1.). </li></ol> 2. 50% pupação / Midpupal Retinas <ol><li> Segurar extremidade posterior do processo de pupa com um fórceps.Remover suavemente a superfície anterior do caso de pupa, agarrando a cutícula com outros fórceps e lentamente se afastar do pupário. Descascar cutícula residual para expor a cabeça. </li><li> Use as pontas dos fórceps &quot;para furar o saco, subjacente mole na região dorsal anterior. Isto permite o acesso à cabeça. Suavemente separar a cabeça do tórax por lentamente sugando a cabeça com uma pipeta P20. Expulsar cabeça de ponta da pipeta limpa e fria 1x PBS e remover o excesso de tecido; agarrar a cutícula cabeça e remover tromba. Prossiga para a etapa de fixação (passo 4.1.). </li><li> Pierce lóbulo da óptica com um pino para dissecar tecido estável. Inserir o outro pino de dissecação entre a lâmina e da retina para separar a retina a partir da lâmina / lóbulo óptico. Executar imunohistoquímica (passo 5.1.). </li></ol> 3. Olhos Adultos <ol><li> Pegue o centro da cápsula posterior da cabeça com uma pinça e remover partes da boca (tromba), TISS gorduraue e traquéia. </li><li> Agarre a cutícula cabeça dorsal com uma pinça e usar o outro para separar os olhos do tecido cerebral, puxando levemente para o lado. Na maioria dos casos, a lâmina, uma bainha fina e transparente de neuropil cérebro, vai ficar ligado à retina. É mais fácil remover a lâmina após a fixação. </li><li> Remover cutícula na margem do olho, mas deixam um pequeno pedaço trás para facilitar a transferência de retinas de soluções diferentes. Executar fixação (passo 4.1.). </li><li> Remover a lâmina, agarrando-o de um lado com uma pinça e puxando para o lado com a pinça outros sem prejudicar a retina. Remover cutícula residual, uma vez que pode dobrar na retina durante a montagem. Estes dois passos são críticos para a visualização de fotorreceptores, que de outro modo seria obscurecido pela lâmina e restos de cutícula durante o processo de criação de imagens. Proceder à imuno-histoquímica (passo 5.1.). </li></ol> 4. Fixação e Washing (cerca de 1 hora) <ol><li> Armazenar as retinas dissecadas em 1x PBS em um prato de vidro de três bem colocada em gelo durante a preparação do fixador fresco (diluído 40 microlitros de solução de formaldeído a 37% com 360 ul de PBS 1x, vórtice e armazenar em gelo). Recomendamos para prosseguir com o protocolo de fixação e para evitar tempos de armazenamento longos em gelo (&gt; 15 min). </li><li> Substituir 1x PBS com 200 ul de solução de formaldeído a 3,7%. Certifique-se de que o tecido é submergido em fixador. Isto é crítico, pois de outro modo não pode ser fixado correctamente. Se for necessário, remover as bolhas de ar e as traqueias com a pinça. </li><li> Incubar em agitador durante 15 min à temperatura ambiente. </li><li> Substituir fixador com 1x PBS e lavar duas vezes com PBS 1x. Continuar a lavagem em PBS durante 30 min (no agitador, à temperatura ambiente). </li><li> Substituir PBS com PBST. Lavar duas vezes com PBST. </li><li> Proceder com a remoção da membrana peripodial a partir de discos de olho larvais (3.1.3.) E as lâminas de midpupal / adulto retinas &lt;strong&gt; (3.2.3., 3.3.4.). </li></ol> 5. Imunohistoquímica <ol><li> Bloqueio: Substituir PBS com 200 ul de 5% de soro normal em PBST e retinas incubar durante 20 min em agitador à temperatura ambiente. </li><li> Substituir solução de bloqueio com uma solução de anticorpo primário. Selar o prato três bem com parafilm e incuba-se durante a noite no agitador à temperatura ambiente. </li><li> Substituir solução com PBST e lavar 3 vezes. Continuar a lavagem com PBST durante um mínimo de 1 hora no agitador à temperatura ambiente. </li><li> Transferência de solução de anticorpo secundário, e incubar em um prato de vidro selado parafilme bem no agitador durante a noite à temperatura ambiente. </li><li> Substituir solução de anticorpo com PBST e lavar três vezes. Continuar a lavagem com PBST durante um mínimo de uma hora no agitador à temperatura ambiente. As amostras podem ser mantidas em PBST durante vários dias, mas que é crucial para adicionar PBST fresco pelo menos uma vez por dia para evitar que sequem. </li></ol> 6. Montar <ol><li> Para a montagem de retinas larval e midpupal, utilize a P20 para transferir retinas para o centro de uma lâmina de vidro limpa. Remover o excesso de PBST. Use uma pinça para alinhar retinas, a fim de facilitar a criação de imagens. </li><li> Adicionar 10 ul de meio de montagem por cima das retinas. Cubra-os suavemente com um pedaço 24x40-1 de cobertura e vedação com unha polonês claro. </li><li> Para montagem retinas adultas, preparar &#39;pontes&#39; 20: Adicione duas gotas de 5 ul de glicerol a 50% em ambas as extremidades de um lado vidro e cobri-los com folhas de 22x22-1 de cobertura (0,13 a 0,17 milímetros de espessura). </li><li> Retire o PBST com uma pipeta P20, certifique-se de que as retinas não secar. Adicionar 20 ul de meio de montagem para o poço. Use meio de montagem para transferir retinas com o P20 para a lâmina de vidro &quot;ponte&quot;. </li><li> Use uma pinça para orientar (lentes deve estar virada para a lâmina de vidro) e alinhar retinas, a fim de facilitar a criação de imagens. Se for necessário, remover as bolhas de ar com o P20. </li><li> Lentamentedeslizamento lugar 24x40-1 cobertura (0,13 a 0,17 milímetros de espessura) de um lado em cima e as bordas de vedação com unha polonês claro ou fita adesiva. Armazenar as amostras a 4 ° C numa caixa de lâminas de microscópio saver (manter no escuro). </li></ol> 7. Resultados representativos Como exemplo para a aplicação deste protocolo, mostramos resultados representativos para visualizar a diferenciação de fotorreceptores nos três estágios de desenvolvimento no vídeo. Um disco de olho-antenais larval e uma retina midpupal foram corados com anticorpos que rotular diferentes tipos de fotorreceptores durante o seu desenvolvimento (Figura 1A, B) e um retina adulta foi corado com dois anticorpos rodopsina para visualizar dois subtipos de fotorreceptores (Figura 1C).

<ol><li>Ready, D. F., Hanson, T. E., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+Drosophila+retina%2C+a+neurocrystalline+lattice%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Development of the Drosophila retina, a neurocrystalline lattice.</a> Dev. Biol. 53, 217-240 (1976).</li>
<li>Hardie, R. C. Functional organization of the fly retina. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHardie%2C+RC+%22Sensory+Physiology%22">Sensory Physiology</a>. D, O. ttoson 5, Springer-Verlag. 1-79 (1985).</li>
<li>O'Tousa, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+ninaE+gene+encodes+an+opsin%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The Drosophila ninaE gene encodes an opsin.</a> Cell. 40, 839-850 (1985).</li>
<li>Zuker, C. S., Cowman, A. F., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+structure+of+a+rhodopsin+gene+from+D.+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Isolation and structure of a rhodopsin gene from D. melanogaster.</a> Cell. 40, 851-858 (1985).</li>
<li>Rister, J., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+retinal+mosaics+of+opsin+expression+in+invertebrates+and+vertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">The retinal mosaics of opsin expression in invertebrates and vertebrates.</a> Dev. Neurobiol. 71, 1212-1226 (2011).</li>
<li>Chou, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+novel+Drosophila+opsin+reveals+specific+patterning+of+the+R7+and+R8+photoreceptor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Identification of a novel Drosophila opsin reveals specific patterning of the R7 and R8 photoreceptor cells.</a> Neuron. 17, 1101-1115 (1996).</li>
<li>Chou, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterning+of+the+R7+and+R8+photoreceptor+cells+of+Drosophila%3A+evidence+for+induced+and+default+cell-fate+specification%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Patterning of the R7 and R8 photoreceptor cells of Drosophila: evidence for induced and default cell-fate specification.</a> Development. 126, 607-616 (1999).</li>
<li>Papatsenko, D., Sheng, G., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+rhodopsin+in+R8+photoreceptors+of+Drosophila%3A+evidence+for+coordinate+expression+with+Rh3+in+R7+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A new rhodopsin in R8 photoreceptors of Drosophila: evidence for coordinate expression with Rh3 in R7 cells.</a> Development. 124, 1665-1673 (1997).</li>
<li>Wolff, T., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+beginning+of+pattern+formation+in+the+Drosophila+compound+eye%3A+the+morphogenetic+furrow+and+the+second+mitotic+wave%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The beginning of pattern formation in the Drosophila compound eye: the morphogenetic furrow and the second mitotic wave.</a> Development. 113, 841-850 (1991).</li>
<li>Roignant, J. Y., Treisman, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pattern+formation+in+the+Drosophila+eye+disc%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Pattern formation in the Drosophila eye disc.</a> Int. J. Dev. Biol. 53, 795-804 (2009).</li>
<li>Tsachaki, M., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+and+developmental+mechanisms+underlying+the+formation+of+the+Drosophila+compound+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Genetic and developmental mechanisms underlying the formation of the Drosophila compound eye.</a> Dev. Dyn. 241, 40-56 (2012).</li>
<li>Tomlinson, A., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+differentiation+in+Drosophila+ommatidium%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Neuronal differentiation in Drosophila ommatidium.</a> Dev. Biol. 120, 366-376 (1987).</li>
<li>Zipursky, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+genetic+analysis+of+Drosophila+eye+development%3A+sevenless%2C+bride+of+sevenless+and+rough%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Molecular and genetic analysis of Drosophila eye development: sevenless, bride of sevenless and rough.</a> Trends Neurosci. 12, 183-189 (1989).</li>
<li>Basler, K., Hafen, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specification+of+cell+fate+in+the+developing+eye+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Bioessays%22%5BJournal%5D)">Specification of cell fate in the developing eye of Drosophila.</a> Bioessays. 13, 621-631 (1991).</li>
<li>Charlton-Perkins, M., Cook, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Building+a+fly+eye%3A+terminal+differentiation+events+of+the+retina%2C+corneal+lens%2C+and+pigmented+epithelia%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Top+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Building a fly eye: terminal differentiation events of the retina, corneal lens, and pigmented epithelia.</a> Curr. Top Dev. Biol. 93, 129-173 (2010).</li>
<li>Walther, R. F., Pichaud, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunofluorescent+staining+and+imaging+of+the+pupal+and+adult+Drosophila+visual+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Immunofluorescent staining and imaging of the pupal and adult Drosophila visual system.</a> Nat. Protoc. 1, 2635-2642 (2006).</li>
<li>Wolff, T. Histological Techniques for the Drosophila Eye Part I: Larva and Pupa. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWolff%2C+T+%22Drosophila+Protocols%22">Drosophila Protocols</a>. Sullivan, W. ea , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. (2000).</li>
<li>Wolff, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+techniques+for+pupal+and+larval+Drosophila+eyes%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+Protoc%22%5BJournal%5D)">Dissection techniques for pupal and larval Drosophila eyes.</a> CSH Protoc. 2007, pdb prot4715(2007).</li>
<li>Bainbridge, S. P., Bownes, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Staging+the+metamorphosis+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Embryol.+Exp.+Morphol%22%5BJournal%5D)">Staging the metamorphosis of Drosophila melanogaster.</a> J. Embryol. Exp. Morphol. 66, 57-80 (1981).</li>
<li>Morante, J., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+and+staining+of+Drosophila+optic+lobes+at+different+stages+of+development%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Protoc%22%5BJournal%5D)">Dissection and staining of Drosophila optic lobes at different stages of development.</a> Cold Spring Harb Protoc. , 652-656 (2011).</li>
<li>Williamson, W. R., Hiesinger, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+Developing+and+Adult+Drosophila+Brains+and+Retinae+for+Live+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging.</a> J. Vis. Exp. (37), e1936(2010).</li>
<li>Stowers, R. S., Schwarz, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+genetic+method+for+generating+Drosophila+eyes+composed+exclusively+of+mitotic+clones+of+a+single+genotype%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">A genetic method for generating Drosophila eyes composed exclusively of mitotic clones of a single genotype.</a> Genetics. 152, 1631-1639 (1999).</li>
<li>Newsome, T. P., Asling, B., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+Drosophila+photoreceptor+axon+guidance+in+eye-specific+mosaics%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Analysis of Drosophila photoreceptor axon guidance in eye-specific mosaics.</a> Development. 127, 851-860 (2000).</li>
<li>Sood, P., Johnston, R. J., Kussell, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stochastic+De-repression+of+Rhodopsins+in+Single+Photoreceptors+of+the+Fly+Retina%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Comput.+Biol%22%5BJournal%5D)">Stochastic De-repression of Rhodopsins in Single Photoreceptors of the Fly Retina.</a> PLoS Comput. Biol. 8, e1002357(2012).</li>
<li>Johnston, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interlocked+feedforward+loops+control+cell-type-specific+Rhodopsin+expression+in+the+Drosophila+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Interlocked feedforward loops control cell-type-specific Rhodopsin expression in the Drosophila eye.</a> Cell. 145, 956-968 (2011).</li>
<li>Jukam, D., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Binary+regulation+of+Hippo+pathway+by+Merlin%2FNF2%2C+Kibra%2C+Lgl%2C+and+Melted+specifies+and+maintains+postmitotic+neuronal+fate%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Cell%22%5BJournal%5D)">Binary regulation of Hippo pathway by Merlin/NF2, Kibra, Lgl, and Melted specifies and maintains postmitotic neuronal fate.</a> Dev. Cell. 21, 874-887 (2011).</li>
<li>Vasiliauskas, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feedback+from+rhodopsin+controls+rhodopsin+exclusion+in+Drosophila+photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Feedback from rhodopsin controls rhodopsin exclusion in Drosophila photoreceptors.</a> Nature. 479, 108-112 (2011).</li>
<li>Kumar, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Building+an+ommatidium+one+cell+at+a+time%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Building an ommatidium one cell at a time.</a> Dev. Dyn. 241, 136-149 (2012).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

1. Solução de problemas Em nossa experiência, dissecções requerem prática (várias semanas) e são facilitados por alcançar uma posição confortável da mão 21 por descansar os cotovelos e antebraços sobre a mesa e com os dedos fazendo contato com o prato dissecção. Dedos Dessa forma, apenas os polegares o índice e meio realizar movimentos sutis. Remover a lâmina sem danificar os fotorreceptores é provavelmente o passo mais desafiador. Prática com os olhos ve...

<table border="1"><tr><td></td><td></td><td></td><td> Reagente </td></tr><tr><td> Salina tamponada com fosfato (PBS1x, pH 7,4) </td><td> Sigma </td><td></td><td> Preparar a solução estoque 10x 20. Dilui-se com água destilada para se obter 1 x PBS e armazenamento à temperatura ambiente. Esfriar em gelo antes de dissecações. </td></tr><tr><td> Triton-X 100 </td><td> Sigma </td><td> 9002-93-1 </td><td> Cuidado: Irritante Usar luvas. Preparar 50 ml de 1xPBS com 0,3% de Triton X-100 (PBST). Armazenar à temperatura ambiente. </td></tr><tr><td> Solução de formaldeído a 37% </td><td> Fisher Scientific </td><td> F75P1GAL </td><td> Cuidado: Tóxico, provável carcinógeno humano Usar luvas. Antes do passo de fixação, de fresco preparar uma solução 3,7% em uma capa química fumos por diluição com PBS, armazenar em gelo. </td></tr><tr><td> Soro de cavalo 5% normal </td><td> Jackson Immuno Research </td><td> 008-000-001 </td><td> Prepare a 5% de diluição em v / v em PBST. Armazenar em quatro graus. </td></tr><tr><td> Anticorpos primários e secundários (por exemplo, Donkey anti-carneiro Alexa Fluor 488, Donkey anti-coelho Alexa Fluor 555, Donkey anti-rato Alexa Fluor 647) </td><td> Sondas Invitrogen Molecular </td><td> A11015 A31572 A31571 </td><td> Diluir anticorpos secundários 1:800 em PBST e armazenar a quatro graus. </td></tr><tr><td> Alexa Fluor 488 Faloidina </td><td></td><td> A12379 </td><td> Diluir 1:100 em solução de anticorpo secundário. </td></tr><tr><td> Slowfade reagente Antifade Ouro </td><td> Sondas Invitrogen Molecular </td><td> S36936 </td><td> Meio de montagem. Armazenar a -20 graus. </td></tr><tr><td> Glicemiarol </td><td> Fisher Scientific </td><td> G31-1 </td><td> Para a montagem. Preparar 10 ml de diluição de 50% com água destilada armazenamento, à temperatura ambiente. </td></tr><tr><td> CO 2 </td><td></td><td></td><td> Para anestesiar moscas adultas. </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Equipamento </td></tr><tr><td> Duas pinças afiadas (Dumont # 55) </td><td> Belas Science Tools </td><td> 11255-20 </td><td></td></tr><tr><td> Sylgard 184 Kit de elastômero de silicone </td><td> Dow Corning </td><td></td><td> Prepare Sylgard prato dissecção preenchendo uma placa de Petri de plástico com mistura Sylgard. </td></tr><tr><td> Três poços de dissecção pratos de vidro </td><td> Fisher Scientific </td><td> 21-379 </td><td></td></tr><tr><td> TwO pins minutien dissecando (0,1 mm de diâmetro) e dois pinholders (12 cm) </td><td> Belas ferramentas de Ciência </td><td> 26002-10 </td><td> Inserir um pino minutien em cada um dos dois pinholders e dobrar um dos pinos para formar um gancho. </td></tr><tr><td> Microscópio lamínulas (22x22-1 e 24x40-1) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 12-542A </td><td></td></tr><tr><td> Lâminas de microscópio (25x75x1.0 mm; previamente limpas) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 12-550-143 </td><td></td></tr><tr><td> Microcentrífuga 1,5 ml tubos </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Limpar unha polonês ou fita adesiva </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Orbital </td><td> Bélico </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Caixa de suporte de slides </td&gt; <td> Fisher Scientific </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Parafilm </td><td> Bemis </td><td> PM996 </td><td></td></tr><tr><td> Pincel fino </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> P20 e P200 micropipetas e dicas </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Dissecando microscópio </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pequeno balde com gelo </td><td></td><td></td><td> Para o arrefecimento das placas de vidro assim, retinas dissecadas e soluções. </td></tr></table>

dissecção e imunohistoquímica de larvas, pupa e adulto<em&gt; drosophila</em&gt; retinas

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

O olho composto de Drosophila melanogaster é composto por cerca de 750 omatídeos (olhos de unidades). Cada omatídeo é composto de cerca de 20 células, incluindo as células secretoras de lente de cone, as células de pigmento, uma célula de cerdas e oito fotorreceptores (RP) R1-R8 2. A RP têm estruturas especializadas microvilares, os rhabdomeres, que contêm pigmentos sensíveis à luz, os rodopsinas (RHS). Os rhabdomeres de seis PRs (R1-R6) formar um trapézio e conter Rh1 3 4. Os rhabdomeres de R7 e R8 são posicionadas em conjunto no centro do trapézio e partilhar o mesmo caminho de luz. R7 e R8 PRs estocasticamente expressar diferentes combinações de RHS em dois principais subtipos 5: Em subtipo &#39;p&#39;, RH3 em p R7s é acoplado com RH5 em p R8s, enquanto no subtipo do &#39;y&#39;, RH4 em y R7s está associada RH6 em y R8s 6 7 8. As primeiras especificações de RP e desenvolvimento de omatídeos começa no disco de olhos antenal larval imaginal, uma monocamada de células epiteliais. Uma onda de diferenciação varre o disco 9 e inicia a montagem de células indiferenciadas em omatídeos 10-11. R8 a &quot;célula fundador &#39;é especificada primeiro e recruta R1-6 e depois R7 12-14. Posteriormente, durante o desenvolvimento pupal, diferenciação PR leva a grandes mudanças morfológicas 15, incluindo a formação rhabdomere, sinaptogênese e expressão eventualmente rh. Neste protocolo, descrevemos métodos para dissecção da retina e imunohistoquímica em três períodos definidos de desenvolvimento da retina, o que pode ser aplicada para resolver uma variedade de questões relativas à formação da retina e vias de desenvolvimento. Aqui, usamos esses métodos para visualizar a diferenciação PR gradual no nível de uma única célula em toda montagem larval, midpupal e retinas adulto ( <sTrong&gt; Figura 1).

O<em&gt; Drosophila</emRetina&gt; é uma estrutura cristalina do tipo composto por um pequeno número de tipos de células que são geradas de um modo estereotipado<sup&gt; 1</sup&gt;. Sua receptividade à análise genética sofisticada permite o estudo de complexos programas de desenvolvimento. Este protocolo descreve dissecações e imunohistoquímica de retinas em três distintas fases de desenvolvimento, com foco na diferenciação de fotorreceptores.

Dissecção e imunohistoquímica de larvas, pupa e adulto<em&gt; Drosophila</em&gt; Retinas

O olho composto de Drosophila melanogaster consiste em cerca de 750 omatídeos (unidades oculares). Cada omatídeo é composto por cerca de 20 células, incluindo...

O objetivo geral deste procedimento é obter dissecações ideais de retinas de drosófila e visualizar proteínas expressas na retina em desenvolvimento. Primeiro, são demonstradas dissecações de retina em três estágios de desenvolvimento: estágio larval, estágio de pupa e estágio adulto. Os próximos passos são a fixação e a imunohistoquímica.No passo final, as retinas são montadas sobre lâminas para visualização por meio de microscopia confocal. Em última análise, este protocolo demonstra o desenvolvimento e a diferenciação de células da retina ao nível de célula única. Historicamente, a retina da mosca tem sido um sistema ideal para abordar uma ampla gama de questões na biologia do desenvolvimento e para estudar os mecanismos regulatórios genéticos subjacentes.Aqui mostramos técnicas para visualizar células da retina em desenvolvimento desde uma fase pluripotente até um estado diferenciado terminal. Mostrarei como dissecar larvas ou retinas. Demonstrarei dissecções em retinas de pupila média, já que os núcleos dos fotorreceptores estão praticamente no mesmo plano focal. Este estágio é ideal para comparação da expressão de proteínas localizadas no núcleo, como fatores de transcrição.H

dissection-immunohistochemistry-larval-pupal-adult-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Preparação de Desenvolvimento e Adultos Drosophila Brains e retina de imagens ao vivo

Único Drosophila Dissection omatídeo e Imagem

Preparação de adultos Drosophila Olhos de Seccionamento Fino e análise microscópica

Drosophila Imunohistoquímica Abdomen Pupal

Este vídeo descreve como dissecar e isolar o complexo olho-cérebro das pupas de Drosophila. O protocolo apresentado demonstra o procedimento produzindo tecido de alta qualidade, compatível com, por exemplo, imunocoloração, bem como outros experimentos de expressão gênica.

Dissecção do complexo olho-cérebro de pupas de moscas: um método para isolar o tecido retiniano

A imunocoloração é uma técnica eficaz para visualizar tipos específicos de células e proteínas dentro dos tecidos. Ao utilizar a sonicação, o protocolo descrito aqui alivia a necessidade de dissecar tecidos de Drosophila melanogaster de embriões e larvas em estágio avançado antes da imunocoloração. Fornecemos uma metodologia eficiente para a imunocoloração de larvas de montagem inteira fixadas em formaldeído.

Facilitou-Sonication Imunofluorescência Coloração de Late-estágio embrionário e larval<em&gt; Drosophila</em&gt; Tecidos<em&gt; In Situ</em

As estruturas adultas de Drosophila são derivadas de estruturas semelhantes a sacos chamadas discos imaginais. A análise desses discos fornece informações sobre muitos processos de desenvolvimento, incluindo determinação de tecidos, estabelecimento de limites de compartimentos, proliferação celular, especificação do destino celular e polaridade celular planar. Este protocolo é usado para preparar discos imaginais para microscopia de luz / fluorescente.

Dissecção e Imunocoloração do Imaginário discos de Drosophila melanogaster

O objetivo desta técnica é permitir que os pesquisadores realizem dissecação, imunocoloração e montagem de discos oculares de Drosophila melanogaster de qualquer idade.

Dissecção e montagem de<em&gt; Drosophila</em&gt; pupais Discos Eye

Este protocolo descreve a dissecção e imunocoloração de adultos Drosophila melanogaster tecidos do cérebro. Especificamente, este protocolo destaca o uso da Drosophila cogumelo corpo e fotoreceptor neurônios como subconjuntos neuronal de exemplo que podem ser usados com precisão para descobrir princípios gerais subjacentes a muitos aspectos do desenvolvimento neuronal.

Dissecção e imunofluorescência coloração de cogumelo corpo e fotoreceptor neurônios em cérebros adultos Drosophila melanogaster

Este trabalho apresenta um método cirúrgico para dissecando Drosophila pupal retina juntamente com protocolos para o processamento de tecido para extração de RNA, análise ocidental e imuno-histoquímica.

Dissecação da Retina Pupal drosófila para imuno-histoquímica, análise ocidental e isolamento de RNA

Este protocolo descreve três etapas para preparar os lobos ópticos de larvas e adultos de Drosophila para imagem: 1) dissecções cerebrais, 2) imuno-histoquímica e 3) montagem. A ênfase é colocada na etapa 3, pois são necessárias orientações de montagem distintas para visualizar estruturas específicas do lóbulo óptico.

Dissecção, imuno-histoquímica e montagem de cérebros de larvas e adultos de Drosophila para visualização do lobo óptico

Aprenda a dissecar retinas de Drosophila em três estágios de desenvolvimento e realizar imunohistoquímica para visualizar proteínas. Este método permite estudar a diferenciação de fotorreceptores em nível celular.

Dissecção e imunohistoquímica de larvas, pupa e adulto

Explorar mais vídeos