Name: Isolamento e gravações de canais Kv em Murino cardiomiócitos atriais e ventriculares (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 33 s
Description: Aprenda a isolar cardiomiócitos atriais e ventriculares de camundongos geneticamente modificados para estudos eletrofisiológicos. Este protocolo utiliza técnica de patch clamp para investigar canais de potássio Kv em cardiologia.

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Este trabalho foi financiado por doações da Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), Fritz Thyssen--Stiftung e Charité / MDC.

1. Anestesia animal e extração de órgãos <ol><li> Anestesiar o rato por injeção intraperitoneal (ip) de cetamina (200 mg / kg de peso corporal) e xilazina (20 mg / kg de peso corporal). </li><li> Para anticoagulate injetar 250 ip UI de heparina para evitar a formação de coágulos sangüíneos e trombo. </li><li> Espere até narcose profunda é atingido, o qual é caracterizado por arreflexia. Para verificar arreflexia reflexo teste, córnea por tocar suavemente a córnea ou reflexo voo de teste por beliscar a cauda. </li><li> Transferir o mouse para mesa de operação e corrigi-lo em posição supina. </li><li> Faça uma incisão na pele ea parede abdominal abaixo do xifóide e toracotomia garra: estender o corte para ambos os lados ao longo do arco costal e posteriormente cortado costelas na linha axilar média, desviar para cima da caixa torácica. </li><li> Abra pericárdio, localizar grandes vasos. Pressione suavemente caudal coração, para melhor visualizar a aorta. Grampo da aorta com a pinça. </li><li> Colocar o coração no concavidade de um par de s<html> cissors e dissecar todos os navios de conexão com um único corte. Certifique-se de preservar uma parte suficientemente grande da aorta ascendente para a canulação Langendorff. </li><li> Transferir coração excisado imediatamente para uma placa de Petri cheia de gelo frio e pré-oxigenado solução 1 (para soluções, ver Tabela 1). </li></ol> 2. Preparação de perfusão do coração e Langendorff <ol><li> Canular a aorta, com uma cânula de aço 1.8F. Certifique-se de evitar a embolia aérea. </li><li> Fixar a cânula na aorta, com uma sutura cirúrgica e coronárias, lave com 1 ml de solução 1. </li><li> Ligue cânula com um aparelho de Langendorff. </li><li> Certifique-se de tempo a partir de toracotomia para canulação Langendorff não excede 120 s, para evitar lesão de isquemia / reperfusão prolongada para o miocárdio. </li><li> Coração perfundir com 10 ml de solução de Ca 2 + 2 livre (4 ml / min). </li><li> Coração perfundir com colagenase solução 3 para 8 min (4 ml / min). </li></ol>le &quot;&gt; 3. Microsurgical Dissociação de Cardíaco Chambers <ol><li> Transferir para um centro de pré-aquecido placa de Petri de 100 mm contendo Ca 2 + baixo solução 4. </li><li> Remova cuidadosamente aórtica e outros tecidos não-cardíaca com tesoura e descartá-lo. </li><li> Átrios e ventrículos separados e continuar com cada câmara separadamente. Manter as células imersas em solução 4. Use volumes pequenos (menos de 5 ml). </li></ol> 4. Dissociação adicional de cardiomiócitos <ol><li> Cardiomiócitos atriais: <ol><li> Para individualizar cardiomiócitos atriais transferir os átrios em um prato separado cultura pré-aquecido de 100 mm e dissociar o tecido através puxando-o distante com uma pinça fina. Assegurar uma dissociação quase completa do tecido. </li><li> Usar uma pipeta de 1 ml com uma ponta de pipeta alargada fogo polida plástico para suspender as células em 1 ml de solução a 5 por 5 min. </li><li> Separa-se as células a partir de detritos por meio de um filtro celular (200 malhagem jim). </li> &lt;li&gt; Adicionar 5 ml de solução de 5 a suspensão de células e centrifugação durante 2 min a 16 xg à temperatura ambiente. </li><li> Os passos seguintes são operados sob uma capa de cultura de células. Descartar o sobrenadante e re-suspensão do sedimento em 5 ml de uma solução de 6. </li><li> Após a sedimentação por acção da gravidade, durante 10 minutos em um tubo de 15 ml e centrifugar durante 1 min a 16 xg à temperatura ambiente. Remover o sobrenadante. Re-suspender as células, dependendo da sua quantidade em 1-5 ml de uma solução de 6. </li></ol></li><li> Cardiomiócitos ventriculares: <ol><li> Dissecar a região ventricular esquerda de interesse com uma pinça fina em 5 ml de solução 4. </li><li> Suspender as células por pipetagem suave até que a maioria das células são separadas. Transferir a solução de células após a filtragem (200 malhagem um) para um tubo de 50 ml, adicionar um volume de 25 ml. </li><li> Centrifugar durante 2 minutos a 16 xg à temperatura ambiente. </li><li> Os passos seguintes são operados sob uma capa de cultura de células. Remover o sobrenadante, re-suspender o sedimento em 25 ml desolução a 6 e permitir a sedimentação das células durante 10 min. </li><li> Contar as células e remover o sobrenadante, adicionar 25-50 ml de solução 6 sobre as células. </li></ol></li></ol> 5. Preparação de cardiomiócitos para celular Eletrofisiologia, Bioquímica ou se os estudos <ol><li> Para os estudos de electrofisiologia, manter os miócitos em solução a 6 num tubo de 50 ml e inibir a sedimentação. </li><li> Para estudos bioquímicos, de imagem de cálcio, por exemplo, miócitos placa sobre placas de cultura de células revestidas de laminina (concentração final de 20 ug / ml de laminina em PBS). </li><li> Para coloração por imunofluorescência preparar um prato de cultura de células da placa com lamelas de vidro e revestida com laminina solução (concentração final de 50 ng / ml de laminina em PBS). <ol><li> Remover a solução de revestimento antes de miócitos. Placa das células e controlar a densidade de células, usando um microscópio. </li><li> Deixe os miócitos aderir a tampa deslizante, durante 1 hora a 37 ° C em 2% de CO 2, remover a solução dee começar imediatamente com um protocolo padrão de coloração procedimento. </li><li> Incubar com fixador, por exemplo, PFA 4% em PBS (pH 7,5) durante 10 min à temperatura ambiente e seguir com três passos de lavagem com PBS durante 5 minutos cada. </li><li> Para permeabilizar as células e para inibir a ligação do anticorpo não específico incubar os miócitos com soro a 10%, Triton 0,3%, BSA a 0,2% em PBS durante 30 min à temperatura ambiente. </li><li> Incubar com o anticorpo primário durante 1 hora a 37 ° C e lava-se, tal como descrito antes. </li><li> Incubar com o anticorpo secundário durante 1 h à temperatura ambiente. Para contracoloração os núcleos e α-actinina utilização DAPI e faloidina conjugada fluorocromo (Alexa Fluor 488, Invitrogen). </li><li> Após a lavagem, transferir a tampa de vidro desliza cuidadosamente sobre silano lâminas de microscópio tratados e células embed meio de montagem de fluorescência. </li></ol></li></ol> 6. Eletrofisiologia celular <ol><li> Realize Whole-cell patch-clamp gravações em freshly isolado cardiomiócitos atriais e ventriculares, à temperatura ambiente. </li><li> Transferir saudáveis ​​cardiomiócitos que aparecem na câmara de perfusão preenchido com um determinado volume de solução de banho extracelular. 117 mM de NaCl, 4 mM de KCl, 1 mM de KH 2 PO 4, 4 mM de NaHCO3, 1,7 mM MgCl 2, 3 mM de CoCl2, 10 mM de HEPES, 10 mM de glucose, e 0,02 mM de tetrodotoxina (TTX), (pH 7,4) . Use NaOH para ajuste a valor de pH. </li><li> Use equipamento adequado de fixação adesivo (isto é, microscópio invertido IX71, um amplificador Multiclamp 700B, um sistema de aquisição de Digidata 1440A e PC com pClamp10.3 software (Molecular Devices)). </li><li> Usar pipetas de remendo com resistências de 3-5 MQ quando preenchidos com a solução intracelular contendo 130 mM de KCl, 2 mM de MgCl2, 11 mM de HEPES, 11 mM de EGTA, 5 mM de Na 2 ATP, 0,4 mM de Na 2 GTP, 5 mM de Na 2 CP e 4,9 mM de CaCl 2 (pH 7,2). Use KOH para ajuste a valor de pH. </li><li> Evoke exterior K + correntes dupassos do anel 4,5-sec tensão para testar potenciais entre -60 e +50 mV em incrementos de 10 mV a partir de um potencial de manutenção de -70 mV, depois de um 20-mseg prepulse mV para -40. </li><li> Certifique-se de correntes de fuga são sempre &lt;100 pA. </li><li> Para dissecção de K + diferente correntes utilizar inibidores específicos, tais como a 4-aminopiridina (4-AP; ICN Biomedicals, Irvine, CA, EUA), Heteropodatoxin 2 (HpTx2; Alomone) ou de tetraetilamónio (TEA, Sigma). As soluções-mãe devem ser preparados em uma solução de banho extracelular, e aplicado directamente na vizinhança mais próxima possível da célula através de um microtip depois &quot;de base&quot; de gravações. Equilíbrio deve ser permitida por 2-3 minutos antes de &quot;drogas&quot; gravações. </li><li> Para a análise de normalizar as amplitudes de corrente nas células individuais de tamanho de célula (células inteiras capacitância de membrana). Analisar dados offline usando pClamp10.3 software (Molecular Devices) ou software comparável. </li></ol>

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</ol>

Não temos nada a revelar.

Com o desenvolvimento crescente de estirpes de ratos geneticamente modificados para estudar a função cardíaca e patologia cardíaca relacionada com deleção do gene também existe um crescente interesse em métodos especializados para estudar os efeitos da supressão do gene específico in vitro. Em nosso laboratório estudamos os papéis de uma família de subunidades Kv canais auxiliares na repolarização cardíaca. Os genes KCNE compreendem uma família de cinco genes (KCNE1-5) que desempenham papéis i...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td></tr><tr><td> Tetrodotoxina </td><td> Alomone </td></tr><tr><td> 4-aminopiridina </td><td> ICN Biomedicals </td></tr><tr><td> Heteropodatoxin 2 </td><td> Alomone </td></tr><tr><td> Tetraethylammonium </td><td> Sigma Chemicals </td></tr><tr><td> Colagenase do Tipo 2 </td><td> Worthington </td></tr></tbody></table>

isolamento e gravações de canais kv em murino cardiomiócitos atriais e ventriculares

Isolation and Kv Channel Recordings in Murine Atrial and Ventricular Cardiomyocytes

KCNE genes codificam para uma pequena família de subunidades de canais Kv auxiliares que formam complexos heteroméricos com subunidades alfa dos canais Kv para modificar as suas propriedades funcionais. Mutações em genes KCNE foram encontrados em pacientes com arritmias cardíacas, tais como a síndroma de QT longo e / ou fibrilação atrial. No entanto, a fisiopatologia molecular preciso que conduz a estas doenças permanece elusiva. Em estudos anteriores, as propriedades eletrofisiológicas da doença que causa mutações nestes genes têm sido mais estudada em sistemas de expressão heterólogos e não podemos ter certeza se os efeitos relatados podem ser diretamente traduzidos em cardiomiócitos nativos. Em nosso laboratório, portanto, usar uma abordagem diferente. Nós estudar diretamente os efeitos da KCNE deleção do gene em cardiomiócitos isolados de camundongos knockout por eletrofisiologia celular - uma técnica única que descrevemos nesta edição do Jornal de Experimentos visualizado. Os corações de geneticaratinhos KCNE lly modificadas são rapidamente excisado e montado num aparelho de Langendorff por canulação. Grátis Ca 2 + no miocárdio está vinculado por EGTA, e dissociação de miócitos cardíacos é então obtida por perfusão retrógrada das artérias coronárias com um baixo Ca 2 especializado colagenase tampão contendo +. Átrios, parede livre do ventrículo direito e no ventrículo esquerdo pode, então, ser separados por técnicas microcirúrgicas. O cálcio é então adicionado lentamente de volta para cardiomiócitos isolados em um passo múltiplo compreendendo procedimento de lavagem. Cardiomiócitos atriais e ventriculares de aparência saudável sem contracções espontâneas são então imediatamente sujeitas a análises eletrofisiológicas pela técnica patch clamp ou outras análises bioquímicas dentro das primeiras 6 horas após o isolamento.

Isolamento de cardiomiócitos murinos adultos de camundongos geneticamente modificados para estudar a função de genes específicos de interesse in vitro tornou-se uma ferramenta poderosa para entender a fisiopatologia cardíaca. Este método é usado atualmente por apenas um número pequeno mas crescente de laboratórios de ciências básicas em todo o mundo. No entanto, o isolamento dos cardiomiócitos do ventrículo adultos murinos pode ser complicado e precisa ser feito cuidadosamente e repetidamente por mãos experient...

Kv canal disfunção está associada a arritmias cardíacas. Para estudar os mecanismos moleculares que conduzem à ocorrência de arritmias tais que utilizam um protocolo sistemático para o isolamento dos cardiomiócitos atriais e ventriculares do canal Kv auxiliares ratinhos knockout de subunidade. Cardiomiócitos isolados podem então ser imediatamente utilizados para celulares estudos eletrofisiológicos, bioquímicos ou imunofluorescência (IF) ensaios.

Isolamento e gravações de canais Kv em Murino cardiomiócitos atriais e ventriculares

KCNE genes encode for a small family of Kv channel ancillary subunits that form heteromeric complexes with Kv channel alpha subunits to modify their ...

O objetivo geral deste procedimento é extrair cardiomiócitos atriais e ventriculares vivos de camundongos geneticamente modificados para uso em gravações por fixação de patch em célula inteira e outros experimentos. Isso é realizado primeiramente removendo cuidadosa, mas rapidamente, o coração de um animal anestesiado. O segundo passo consiste em conectar o coração removido e canulado ao aparelho LOR.Em seguida, o coração é perfundido retrogradamente com solução de colagenase para soltar o tecido conjuntivo. O passo final consiste em dissociar o tecido puxando-o suavemente com pinça fina e suspender as células com uma ponteira de pipeta plástica alargada e polida ao fogo. Depois disso, as células são ressuspendidas progressivamente com solução rica em cálcio. Por fim, a técnica de patch clamp de célula inteira é utilizada para demonstrar diferenças nas correntes dos canais de potássio ativados por voltagem.A principal vantagem deste método é que você obterá uma boa quantidade de cardiomiócitos de HL e ventriculares com boas características para experimentos posteriores. Geralmente, cientistas novos neste método terão dificuldades porque é necessário muito treinamento para realizar com precisão este procedimento e obter resultados realmente bons. Eu, após injetar os anestésicos e 250 IU de heparina, asseguro-me de que o camundongo está profundamente anestesiado pinçando a cauda para verificar o reflexo de fuga.Em seguida, transfira o camundongo para a mesa cirúrgica em posição supina. Então, faça uma incisão na pele e na parede abdominal abaixo do processo xifoide. Para realizar a toracotomia em concha de marisco.Estenda o corte para ambos os lados ao longo do arco costal. Em seguida, corte as costelas na linha axilar medial e desvie a caixa torácica para cima. Depois disso, abra o pericárdio e localize os grandes vasos.Pressione suavemente o coração para melhor exibir a aorta. Em seguida, prenda a aorta usando um par de pinças. Levante o coração cuidadosamente e posicione um par de tesouras abaixo do coração, dissecando todos os vasos conectores com um único corte.Certifique-se de preservar uma parte suficientemente grande da aorta ascendente para a canulação com o cateter Lor. Em seguida, transfira imediatamente o coração removido para uma placa de Petri contendo solução preenchida com gelo e fria.One. Neste procedimento, canule a aorta com um cateter de aço 1,8 French e certifique-se de evitar embolia aérea.Em seguida, fixe a aorta à cânula com um fio cirúrgico. Depois disso, lave as coronárias com um mililitro da Solução Um. Conecte a cânula a um aparelho de Langendorff para evitar lesão prolongada de isquemia-reperfusão no miocárdio.Certifique-se de realizar os procedimentos desde a toracotomia até a cânula de L endorf em até 120 segundos. Em seguida, após o pré-preenchimento da bobina de aquecimento do sistema L endorf com solução livre de cálcio, dois. Perfundir o coração com 10 mililitros dessa solução a quatro mililitros por minuto.Posteriormente, perfunda o coração com solução de colagenase. Três por oito minutos a quatro mililitros por minuto. Agora, transfira o coração para uma placa de Petri pré-aquecida de 100 milímetros contendo solução com baixo teor de cálcio. Quatro.Remova cuidadosamente o tecido aórtico e outros tecidos não cardíacos com tesoura. Em seguida, separe os átrios e os ventrículos e mantenha os tecidos atrial e ventricular imersos em uma pequena quantidade de solução. Quatro. Para isolar os cardiomiócitos atriais, transfira os átrios para uma placa de cultura separada de 100 milímetros previamente aquecida.Dissocie o tecido puxando-o suavemente com pinças finas e certifique-se de que o tecido esteja quase completamente dissociado. Em seguida, use uma pipeta de um mililitro com ponteira de plástico alargada e polida a fogo para suspender as células em um mililitro de solução. Quatro para células atriais e cinco mililitros de solução.Quatro para células ventriculares durante cinco minutos. Depois disso, separe as células dos detritos utilizando um filtro de células com malha de 200 mícrons. Centrifugue as células em solução quatro por um minuto para células atriais e por dois minutos para células ventriculares, à temperatura ambiente, a 16 vezes G em uma câmara de cultura celular, descarte o sobrenadante e ressuspenda o pellet em cinco mililitros de solução.Cinco para as células atriais e cerca de 20 a 25 mililitros. Para as células ventriculares, agite suavemente o tubo para ressuspender o pellet celular e centrifugue novamente por um minuto à temperatura ambiente a 16 vezes G. Após a segunda centrifugação, descarte o sobrenadante novamente e ressuspender o pellet em cinco mililitros de solução. Seis para as células atriais e cerca de 20 a 25 mililitros para as células ventriculares.Em seguida, deixe a sedimentação das células por 10 minutos. Em uma câmara de cultura celular, remova o sobrenatante e, posteriormente, conte as células. Para estudos de eletrofisiologia, adicione de 25 a 50 mililitros da solução seis às células para estudos de eletrofisiologia.Mantenha os miócitos na solução seis em um tubo de 50 mililitros e iniba a sedimentação. Para coloração por imunofluorescência. Prepare uma placa de cultura celular com lamínulas de vidro revestidas com solução de laminina na concentração final de 50 microgramas por mililitro.Incube o recipiente de cultura celular com laminina em PBS por duas horas a 37 graus Celsius. Em seguida, remova a solução de laminina. Antes de semear os miócitos sob microscópio, plaque as células e controle a densidade celular.Deixe os miócitos aderirem à lamínula por uma hora a 37 graus Celsius em 2% de CO₂. Após uma hora, remova a solução e inicie imediatamente o protocolo padrão de coloração. Em seguida, incube os miócitos com o fixador.Por exemplo, 4%PFA em PBS a pH 7,5 por 10 minutos à temperatura ambiente. Em seguida, realize três etapas de lavagem com PBS por cinco minutos cada para permeabilizar as células e inibir a ligação inespecífica de anticorpos. Incube os miócitos com soro a 10%, Triton a 0,3% e BSA a 0,2% em PBS por 30 minutos à temperatura ambiente.Em seguida, incube-os com o anticorpo primário por uma hora a 37 graus Celsius e lave-os conforme descrito anteriormente. Posteriormente, incube com o anticorpo secundário por uma hora à temperatura ambiente para contra-colorir os núcleos e a alfa actinina. Incube o anticorpo secundário com DPI e fín com fluorocromo conjugado por uma hora à temperatura ambiente.Após a transferência da lavagem, transfira cuidadosamente as lamínulas de vidro para as lâminas de microscópio tratadas com solução salina. Em seguida, incorpore as células no meio de montagem fluorescente para gravações de patch clamp de célula inteira. Transfira os cardiomiócitos com aparência saudável para a câmara de perfusão preenchida com um volume definido de solução extracelular de banho.Utilize o equipamento adequado de patch clamp e pipetas de patch com resistências de três a cinco megaohms quando preenchidas com solução intracelular. Para gravações padrão de patch clamp, após um célula ter sido selada e um selo gigaohm ter sido estabelecido, utilize um protocolo padrão para medir as correntes de potássio, evocando as correntes de potássio para fora com um estímulo de voltagem de 4,5 segundos. Aplicar degraus de voltagem de menos 60 milivolts até 50 milivolts em incrementos de 10 milivolts. Certifique-se de que as correntes de vazamento sejam sempre menores que 100 picoampères.Para diferenciar diferentes correntes de potássio, utilize inibidores específicos, como paridina quatro amino, hetero potto, toina ou cloreto de tetraetilamônio. As soluções estoque devem ser preparadas em solução extracelular de banho e aplicadas diretamente na proximidade mais próxima possível da célula por meio de uma micropipeta. Após as gravações de linha de base.Deve-se permitir um período de equilíbrio de dois a três minutos antes de iniciar as gravações após a aplicação do fármaco. Ao final, analise os dados offline utilizando o software P clamp 10.3 ou software comparável. Esta figura mostra um cardiomiócito ventricular exemplar corado com DPI e LOR 4 88 Phin. E aqui estão os traçados exemplares da gravação de patch clamp de célula inteira.Esta figura mostra um cardiomiócito atrial exemplar corado com DPI e ficina conjugada a um fluorocromo. E aqui estão os traços exemplares da gravação do clamp de patch de célula inteira. Uma vez dominada, esta técnica pode ser realizada em mais ou menos uma hora e meia, se for executada corretamente. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como isolar cardiomiócitos atriais e ventriculares de camundongos geneticamente modificados.

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Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Descrevemos o isolamento de miócitos atriais humanos, que podem ser utilizados para a intracelular de...

Isolamento de miócitos atriais humanos para Medições Simultâneas de Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Transitórios e correntes de membrana

Aqui, descrevem o isolamento de cardiomyoctyes ratinho adulto usando um sistema de perfusão de Langendorff. As células resultantes são Ca2 +-tolerantes, electricamente quiescente e podem ser cultivadas e transfectadas com lentivírus para manipular a expressão de genes ou vírus adeno-. A sua funcionalidade, também pode ser analisada utilizando o sistema de MMSYS e técnicas de fixação de membranas.

Isolamento, cultura e caracterização funcional de rato adulto Cardiomyoctyes

Cardiomiócitos individuais de camundongos selvagens e mutantes podem ser isolados do coração para estudar sua contratilidade e transientes de cálcio. Isso permite caracterizar a contribuição da disfunção celular para a disfunção cardíaca por qualquer causa.

Isolamento e Fisiológica Análise de rato Cardiomyocytes

O conhecimento atual sobre a base celular de doenças cardíacas se baseia principalmente em estudos em modelos animais. Aqui nós descrevemos e validar um novo método para obter simples cardiomiócitos viáveis ​​a partir de pequenas amostras cirúrgicas do miocárdio ventricular humano. Miócitos ventriculares humanos podem ser usados ​​para estudos eletrofisiológicos e testes de drogas.

Isolamento e caracterização funcional de Ventricular Humano cardiomiócitos a partir de amostras cirúrgicas frescos

Aqui, descrevemos um procedimento otimizado, Langendorff-baseado para o isolamento de célula única cardiomyocytes atrial de um modelo do rato de metabólica relacionadas com síndrome de insuficiência cardíaca com fração de ejeção preservada. Uma regulação manual da pressão intraluminal de cavidades cardíacas é implementada para render funcionalmente intactos miócitos apropriados para estudos de acoplamento excitação-contração.

Isolamento dos Cardiomyocytes Atrial de um modelo do rato de metabólicas relacionadas com síndrome de insuficiência cardíaca com fração de ejeção preservada

Este protocolo é usado para isolar cardiomiócitos atriais únicos do coração do rato adulto usando uma abordagem de digestão do pedaço. Esta aproximação é usada para isolar os miócitos atrial direito ou esquerdos que podem ser usados para caracterizar a electrofisiologia atrial do miócitos em estudos da remendo-braçadeira.

Isolamento de miócitos atriais de camundongos adultos

Apresentado é um protocolo para o isolamento de cardiomiócitos ventriculares humanos e animais de fatias miocárrias cortadas por vibratome. Altos rendimentos de células tolerantes ao cálcio (até 200 células/mg) podem ser obtidos a partir de pequenas quantidades de tecido (&lt;50 mgs). O protocolo é aplicável ao miocárdio exposto à isquemia fria por até 36 h.

Isolamento de Cardiomiócitos Ventriculares Humanos de fatias de miocárdio cortadas por vibratome

Um método é descrito para o isolamento simultâneo de miócitos e não miócitos tanto da atria quanto dos ventrículos de um único coração de rato adulto. Este protocolo resulta em rendimentos consistentes de miócitos cardíacos altamente viáveis e não miócitos e detalha condições ideais de cultura específica celular para fenotipagem e análise in vitro.

Isolamento simultâneo e cultura de miócitos atrial, miócitos ventriculares e não-miócitos de um coração de rato adulto

Modelos murinos permitem estudar os principais mecanismos da arritmogênese. Para isso, cardiomiócitos de alta qualidade são necessários para a realização de medidas de patch-clamp. Aqui, é descrito um método para isolar miócitos murinos atriais e ventriculares via perfusão retrógrada de Langendorff baseada em enzimas, que permite medidas simultâneas de transientes de cálcio e corrente de cálcio tipo L.

Isolamento de miócitos murinos atrial e ventricular de alta qualidade para medidas simultâneas de Ca2+ transitórios e corrente de cálcio tipo L

Este protocolo descreve modificações do método Langendorff, incluindo a profundidade da cannulação de aorta para isolamento simultâneo de miócitos atrial e ventricular de camundongos adultos.

Modificações do Método Langendorff para Isolamento Simultâneo de Miócitos Atrial e Ventricular de Camundongos Adultos

Aprenda a isolar cardiomiócitos atriais e ventriculares de camundongos geneticamente modificados para estudos eletrofisiológicos. Este protocolo utiliza técnica de patch clamp para investigar canais de potássio Kv em cardiologia.

Isolamento e gravações de canais Kv em Murino cardiomiócitos atriais e ventriculares

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