Name: Entubação endotraqueal em Ratos Via Laringoscopia direta Usando um otoscópio (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 58 s
Description: Aprenda a intubação endotraqueal em camundongos usando laringoscopia direta com otoscópio. Esta técnica atraumática permite medições repetidas em experimentos crônicos de fisiologia respiratória.

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A Grant Mérito do Departamento de Assuntos de Veteranos e uma bolsa T32-HL098062 do NHLBI dos Institutos Nacionais de Saúde apoiaram este trabalho. Queremos agradecem o conselho de Randolph H. Hasting, MD, Ph.D. e os conselhos e apoio da Unidade de Medicina Veterinária do Sistema de Saúde VA San Diego.

1. Preparação animal <ol><li> Obter ratos que estão com mais de 8 semanas e mais de 20 g (camundongos menores podem ser entubado por um especialista). </li><li> Anestesia <ol><li> Injectar ratinhos com 20 mg / kg, cada uma, de cetamina e xilazina intraperitonealmente como uma pré-anestésica. (Esta dose é insuficiente para anestesiar totalmente o mouse, mas facilita a transferência, após intubação, a ventilação mecânica.) No entanto, o ajuste das doses podem ser necessárias de acordo com a resposta do anestésico, em consulta com o veterinário institucional.) </li><li> Induzir a anestesia em ratos com 3,5% de isoflurano / oxigênio em uma câmara de indução para 90-120 seg. </li><li> Observar a freqüência respiratória com cuidado. Deve diminuir progressivamente a não menos de 45 bpm. </li></ol></li></ol> 2. Preparação para intubação <ol><li> Remover o rato da câmara de indução e nuca com força. </li><li> Use uma pinça fina almofadadas a gently estender a língua da boca. </li><li> Manter extensão da língua, segurando a língua entre dois dedos e aplicar a força suave. </li><li> Puxe o mouse em cima da espéculo do otoscópio com um movimento vertical. </li><li> Olhe pela ocular do otoscópio enquanto scruffing firmemente e puxe o mouse para cima suavemente pela língua e da nuca. </li><li> Olhe atentamente para as cordas vocais. Eles devem ser facilmente visíveis neste momento. O aditus laryngis (a estrutura da abertura da laringe) deve parecer relativamente branco. Não deve haver movimento dos cordões, com cada respiração. Se os cabos não estão se movendo ou são mal visualizado, gire o animal um pouco e delicadamente hiperextensão do pescoço. </li><li> Com a mão dominante, segure a 20 G, 1 em cateter, com um comprimento de um centímetro do tubo PE10 se estende através da ponta do cateter, como um lápis e coloque-o ao lado do espéculo. O tubo de PE serve como um estilete ou vela. </li><li> Direcione a tubi PE10ng (estilete) através das cordas vocais e avançar o cateter de 20 G (tubo endotraqueal) sobre o tubo de PE, até o cubo está ao nível dos incisivos inferiores. Remover esta estilete rapidamente. </li><li> Delicadamente, levar o animal fora do espéculo e verificar a localização do tubo, colocando o animal em um ventilador mecânico com contínua isoflurano a 2% para manter a anestesia geral durante todo o experimento. Visualize ar expirado (bolhas) passando por uma armadilha PEEP para confirmar a intubação. Embora prótese esofágica pode resultar em algumas bolhas, não será tão pronunciados ou como consistente com a intubação endotraqueal. Além disso, observar um traçado da pressão das vias aéreas para desvios negativos (Figura 1). Estes confirmar o posicionamento adequado do tubo. Alternativamente, coloque uma pequena quantidade de água em tubos IV e conectá-lo ao tubo ET. Verificando o movimento de e para o mouse com a respiração 2. No caso da prótese esofágica, do prastreamento ressure revelará pressões significativamente mais elevados e sem desvios negativos. Embora ao final da expiração de CO 2 seria útil, tecnicamente isso seria muito difícil, dado os pequenos volumes correntes (~ 200 mL) e o equipamento para fazer isso seria muito caro. As técnicas simples descritas são inteiramente suficiente e muito menos dispendioso. Se a anestesia de isoflurano não está disponível, todos os procedimentos podem ser realizados utilizando cetamina 80-120 mg / kg em conjunto com xilazina 10-20 mg / kg de anestesia geral. </li></ol> 3. Técnica Alternativa: laringoscopia direta com a Técnica otoscópio é usado Prontamente para outros fins, principalmente para o direto instilação de substâncias estudo sobre o pulmão. <ol><li> Induzir a anestesia dos animais com isoflurano sozinho para este procedimento em 3,5% de 90-120 segundos na câmara de indução. </li><li> Nuca do animal com força na base do crânio e estender a língua suavementecom uma pinça fina. </li><li> Segurando a língua gentilmente, puxe o animal para cima sobre o espéculo (sem modificações) até que o animal não pode ser puxado para cima ainda mais. </li><li> As cordas vocais podem ser visualizados na maioria das vezes por esta técnica por si só, mas girar o animal e hiper-estendeu o pescoço para trazê-los em plena vista. </li><li> Avance uma pipeta de gel de carregamento contendo o instilado a glote e incutir o fluido. Porque o espéculo faz um selo com a hipofaringe o mouse irá aspirar qualquer líquido residual que não atravessa as cordas. Este é facilmente verificado pelo rhonchorous soa o rato torna agora quando a respiração até que o fluido é distribuído completamente nos pulmões. </li><li> Em alternativa, ligar PE10 tubagem para uma seringa de 0,5 ml contendo 50 ul de fluido com um bolus de ar atrás do líquido. Avançar o tubo PE cuidadosamente através das cordas vocais para 0,5 cm e descarregar o conteúdo para a via aérea lentamente. No entanto, o trauma ocasional para as vias aéreas inferiores ocorre ucantar esta técnica sem a melhor entrega da amostra. </li></ol>

<ol><li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).</li>
<li>Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+confirming+correct+endotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice.</a> Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).</li>
<li>Orebaugh, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Succinylcholine%3A+adverse+effects+and+alternatives+in+emergency+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Emerg.+Med%22%5BJournal%5D)">Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine.</a> Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).</li>
<li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+Laryngoscopy+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp.+Lab.+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).</li>
<li>Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+cardiac+electrophysiology+studies+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse.</a> Circulation. 94, 2641-2648 (1996).</li>
<li>Ewart, S. L., Gavett, S. H., Margolick, J., Wills-Karp, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclosporin+A+attenuates+genetic+airway+hyperresponsiveness+in+mice+but+not+through+inhibition+of+CD4%2B+or+CD8%2B+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cyclosporin A attenuates genetic airway hyperresponsiveness in mice but not through inhibition of CD4+ or CD8+ T cells.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 627-634 (1996).</li>
<li>Ewart, S. L., Mitzner, W., DiSilvestre, D. A., Meyers, D. A., Levitt, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Airway+hyperresponsiveness+to+acetylcholine%3A+segregation+analysis+and+evidence+for+linkage+to+murine+chromosome+6%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Airway hyperresponsiveness to acetylcholine: segregation analysis and evidence for linkage to murine chromosome 6.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 487-495 (1996).</li>
<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Lab. 41, 128-135 (2007).</li>
<li>Boll, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+single-breath-hold+micro-computed+tomography+of+thoracic+and+abdominal+structures+in+mice+using+a+simplified+method+for+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comput.+Assist.+Tomogr%22%5BJournal%5D)">High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation.</a> J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).</li>
<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li>
<li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+Rev.+Med.+Pharmacol.+Sci%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).</li>
<li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation%3A+description%2C+evaluation+and+comparison+with+transillumination%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Cont.+Top.+Lab.+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li>
<li>De Vleeschauwer, S. pI., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+invasive+lung+function+measurements+in+intubated+mice%3A+an+approach+for+longitudinal+lung+research%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research.</a> Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).</li>
<li>Singer, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left-sided+mouse+intubation%3A+description+and+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Lung+Res%22%5BJournal%5D)">Left-sided mouse intubation: description and evaluation.</a> Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).</li>
</ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Neste relatório nós descrevemos uma técnica simples e confiável para entubar ratos que é não traumática e pode ser usado repetidamente no mesmo animal. Esta técnica pode ser realizada com laboratório simples ou equipamentos médicos que podem ser comprados por uma módica quantia. A técnica de laringoscopia directa, originalmente relatado por Hastings e colegas 4, pode também ser usado para uma variedade de fins, mas principalmente para administrar com precisão as substâncias de ensaio para o trato respiratório...

O rato de laboratório suplantou praticamente todas as espécies como o principal modelo de mamíferos de biologia e pathobiology. O rato de laboratório é a menor espécie de mamíferos que tem sido clara e exaustivamente demonstrado ser de valor como um modelo da doença humana e provou inestimável em avanços de nossa compreensão da biologia humana e doenças. O tempo de gestação curto e substancialmente menor custo tem permitido o desenvolvimento e estudo de ratinhos nulos e transgénicos como uma ferramenta comum em pesquisa biomédica. No entanto, o tamanho do rato de laboratório média (20-25 g) tem limitado o seu estudo em estudos com base fisiológica ou cirurgicamente e, consequentemente, alguns investigadores estudar espécies de mamíferos maiores. Um impedimento ao uso de camundongos nestes estudos é a dificuldade encontrada com técnicas de intubação que permitiriam medidas fisiológicas ou extensos procedimentos cirúrgicos sob anestesia profunda. Traqueostomia 1 tem sido utilizado como um padrão de tehaver descrição prévia em vez de intubação, devido à maior facilidade de realizar esta técnica e habilidade modesto necessário. No entanto, a traqueostomia não é propício para estudos de cirurgia, crônicas ou de recuperação; Assim, é limitada a experiências agudas. A traqueostomia também pode ser uma variável de confusão na pesquisa em que a inflamação ou reflexos fisiológicos sensíveis são importantes. O nosso laboratório tem tentado a maioria das técnicas descritas por outros investigadores e encontrou-inadequada para uma variedade de razões. A traqueostomia é muito traumático e induz a sangramento e inflamação das vias aéreas. Muito mais problemático é que ele não pode ser viável repetido. Muitas técnicas relativamente não invasivos que requerem um investimento modesto em equipamentos não são suficientemente fiáveis. Outras técnicas exigem equipamentos caros que é difícil de justificar, sem saber se o equipamento irá trabalhar em um aplicativo específico. Assim, buscou-se desenvolver uma técnica não traumática que não necessitaram de mais than um pequeno investimento em equipamento especializado, pode ser conseguida rapidamente e de forma fiável, pode ser repetido em modelos crónicos, e poderia ser utilizada em um grande número de animais. Aqui nós relatamos tal técnica.

<table><tbody><tr><td>Cabeça do otoscópio operacional</td><td>Welch Allyn</td><td>21700</td><td>$188.98</td></tr><tr><td>Alça do otoscópio</td><td>Welch Allyn</td><td>71000</td><td>$112.20</td></tr><tr><td>Espéculo reutilizável</td><td>Welch Allyn</td><td>22002</td><td>$3.98</td></tr><tr><td>Fórceps fino</td><td>Miltex</td><td>18-779</td><td>$107.18</td></tr><tr><td>Suporte de grampo pequeno para segurar o otoscópio</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vaporizador de isoflurano (circuito múltiplo com manuseio de gases residuais a vácuo)</td> <td>Summit Medical</td><td></td> <td>$ 3.000</td></tr><tr><td>Flexivent (ventilador animal)</td> <td>SCIREQ</td><td></td> <td>$ 35.000</td></tr><tr><td>Cateter intravenoso (20 G, 1 pol)</td> <td>BD</td><td>381233</td> <td>$ 9,62</td></tr><tr><td>Tubo de polietileno (PE10) (0,011 em ID, 0,024 em OD) 100 pés</td><td>Intramedic, Clay-Adams</td><td>427401</td><td>$ 115,70</td></tr><tr><td>Cetamina 100 mg / ml (10 frasco de ml)</td><td>Butler</td><td>23061</td><td>$10.00</td></tr><tr><td>Xilazina (frasco de 100 ml)</td><td>Vedco</td><td>24105</td><td>$20.00</td></tr><tr><td>Isoflurano (frasco de 250 ml)</td><td></td><td></td><td>$15.00</td></tr><tr><td>Brometo de vecurônio 10 mg/10 ml</td><td>Pfizer</td><td>NDC 0069-0094-01</td><td>$15.00</td></tr></tbody></table>

entubação endotraqueal em ratos<em&gt; via</em&gt; laringoscopia direta usando um otoscópio

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Ratos, ambos do tipo selvagem e transgênica, são o modelo de mamíferos capital em pesquisa biomédica atualmente. Intubação e ventilação mecânica são necessários para experimentos com animais inteiros que necessitam de cirurgia sob anestesia profunda ou medidas de função pulmonar. A traqueostomia tem sido o padrão para entubar as vias aéreas nestes ratos para permitir a ventilação mecânica. A entubação orotraqueal foi relatado, mas não tem sido utilizada com sucesso em muitos estudos, devido à dificuldade técnica substancial ou uma necessidade de equipamento altamente especializado e caro. Aqui nós relatamos uma técnica de laringoscopia direta utilizando um otoscópio equipado com um espéculo 2,0 mm e com um cateter intravenoso 20 G como um tubo endotraqueal. Nós temos usado esta técnica extensivamente e de forma confiável para entubar e realizar avaliações precisas da função pulmonar em camundongos. Esta técnica tem se mostrado segura, com praticamente nenhuma perda de animais em mãos experientes. Além disso, esta técnicapode ser utilizado para estudos repetidos de ratinhos em modelos crónicos.

Intubação com a técnica acima é confiável e rápido. O posicionamento adequado do tubo endotraqueal é mais facilmente verificado observando borbulhamento de gases expirados a partir do membro expiratório submersa do circuito do ventilador (geralmente numa armadilha de PEEP) e desvios negativos sobre a pressão das vias respiratórias traçando (Figura 1). Os desvios negativos sobre o rastreamento de pressão nas vias aéreas são as mais confiáveis. Outros têm utilizado o movimento de uma pequena gota de fluid...

Nós desenvolvemos um método simples, confiável e relativamente barata para a intubação traqueal em ratos através de laringoscopia direta utilizando um otoscópio com um espéculo 2,0 mm. Esta técnica é não traumático e pode ser usado para as medições repetidas em experiências crónicas. Achamos superior à traqueostomia ou relatado anteriormente técnicas não cirúrgicas.

Entubação endotraqueal em Ratos<em&gt; Via</em&gt; Laringoscopia direta Usando um otoscópio

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

O objetivo geral deste procedimento é entubar com confiabilidade camundongos por via oral. Isso é realizado posicionando primeiramente o animal anestesiado com cuidado na orientação adequada. Em seguida, com o espéculo do otoscópio, as cordas vocais são visualizadas e o tubo endotraqueal é introduzido na garganta com o auxílio de um fio guia.Em seguida, o camundongo entubado é colocado em um ventilador para verificar a colocação adequada do tubo. Alternativamente, o otoscópio pode ser usado para administrar substâncias de teste no pulmão. Em última análise, é possível medir com precisão as relações pressão-volume no pulmão.As principais vantagens desta técnica em comparação com métodos existentes, como a traqueostomia, são sua rapidez, ausência de sangramento, ausência de trauma e a possibilidade de repetição. A demonstração visual desta técnica é essencial, pois os passos da intubação são difíceis de aprender e as instruções escritas têm pouco significado sem a visualização simultânea da anatomia e da mecânica da intubação. Para realizar uma intubação endotraqueal utilizando um otoscópio, primeiro segure pela nuca um camundongo anestesiado de oito semanas de idade e, em seguida, use pinças finas com almofada para suavemente estender a língua para fora da boca.Mantenha a extensão segurando a língua com pinça e aplicando força suave, e então levante o camundongo para dentro do espéculo do otoscópio com um movimento vertical. Olhe através da ocular do otoscópio enquanto continua segurando firmemente o dorso do animal e puxa suavemente o camundongo até o comprimento total do espéculo do otoscópio pela língua e pelo dorso. Observe cuidadosamente as pregas vocais, que devem ser facilmente visíveis e se mover com cada respiração na estrutura da abertura laríngea.As unidades anatômicas da laringe devem apresentar aparência relativamente branca. Se as cordas vocais não estiverem se movendo ou estiverem mal visualizadas, rotacione levemente o animal e estenda suavemente o pescoço. Em seguida, com a mão dominante, segure uma cânula de 20 gauge, de um polegada de comprimento, equipada com um segmento de um centímetro de tubo PE 10 que se estende pela ponta da cânula, segurando-a como se fosse um lápis.Em seguida, insira o cateter na lateral do espéculo. Direcione o tubo de PE 10 através das pregas vocais e avance o cateter sobre o tubo até que o conector esteja ao nível do incisivo inferior. Em seguida, remova o tubo rapidamente.Em seguida, transfira cuidadosamente o animal do espéculo para um ventilador mecânico e verifique a posição do tubo visualizando as bolhas de ar expirado passando pelo sistema de peep. Observe o traçado da pressão das vias aéreas em busca de deflexões negativas para confirmar a colocação adequada do tubo. Em caso de intubação esofágica, o traçado da pressão mostrará pressões significativamente mais altas e ausência de deflexões negativas.Alternativamente, coloque uma pequena quantidade de água em um trecho de tubo de soro e conecte o tubo ao cateter de entubação, verificando o movimento de entrada e saída no camundongo associado à respiração. Um uso alternativo do método do otoscópio é a administração de substâncias-teste ao camundongo. Utilize o espéculo para inserir uma pipeta de carregamento de gel até as pregas vocais e administre até 50 microlitros do tratamento de interesse.O camundongo aspirará o líquido através das cordas, verificado pelo ous. Sons respiratórios são ouvidos até que o fluido seja totalmente distribuído nos pulmões. Após administrar o tratamento, remova suavemente a pipeta e coloque o camundongo sobre uma placa aquecida.Alternativamente, coloque o animal dentro de uma gaiola sobre uma mesa aquecida com controle de temperatura. Quando o animal tiver se recuperado completamente, devolva-o à sua gaiola. A intubação por meio do otoscópio é confiável e rápida.Neste traçado representativo da pressão das vias aéreas, a linha azul reflete a pressão das vias aéreas e a linha vermelha reflete o traçado do volume corrente no camundongo imediatamente após a intubação. Os desvios negativos descendentes da curva de pressão indicam a geração de pressão intratorácica negativa no camundongo por esforço respiratório espontâneo e posicionamento adequado do tubo endotraqueal. Para esta curva pressão-volume representativa, o camundongo foi intubado com um cateter intravenoso de calibre 20, como demonstrado anteriormente, paralisado com pantônio e ventilado mecanicamente.As curvas ilustram que o cateter não apresenta vazamento até uma pressão de 30 centímetros de água e, portanto, pode ser utilizado para realizar medições precisas das relações pressão-volume no camundongo. Nesta figura, é apresentada uma curva representativa de resposta à dose. Neste experimento, o animal controle apresentou resposta mínima à metilcolina até 25 miligramas por mililitro, enquanto o camundongo imunizado e desafiado com albúmina demonstrou hiperrresposta ao tratamento.As medições foram realizadas com camundongos entubados com um cateter de calibre 20, conforme acabou de ser demonstrado, e foram indistinguíveis daquelas feitas em camundongos com traqueostomia por meio de laringoscopia direta. A administração quantitativa para o pulmão é tanto mais confiável quanto mais uniforme. Por exemplo, conforme ilustrado nesta imagem, a técnica de instilação direta pode ser usada para administrar com precisão o antígeno ao trato respiratório inferior em um modelo de inflamação alérgica.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como usar um otoscópio para realizar uma intubação laríngea direta em um camundongo.

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Medicina

Medidas repetidas de fisiologia respiratória dos roedores e amostragem de células inflamatórias nas vias aéreas são desejáveis, mas geralmente não é viável. Aqui nós descrevemos um método repetitivo para entubar camundongos por via oral, que permite medições repetidas de hiper-reatividade das vias aéreas e amostragem de células inflamatória das vias aéreas.

A reversível, método não-invasivo para medições de Resistência das Vias Aéreas e Amostragem Líquido da Lavagem Broncoalveolar em Ratos

Este artigo descreve um método striaghforward e eficiente de entubar ratos para medições de função pulmonar ou instilação pulmonar, que permite que os ratos a se recuperar e ser estudado em momentos posteriores. O procedimento envolve uma fonte de luz de fibra óptica de baixo custo que ilumina diretamente a traquéia.

Um método simples de intubação Lung Rato

A utilização de um modelo que simula a condição de doenças pulmonares em humanos é fundamental para o estudo da fisiopatologia e / ou etiologia de uma doença em particular e para o desenvolvimento da intervenção terapêutica. Aqui um método de intubação orotraqueal não invasivo que pode entregar diretamente materiais exógenos aos pulmões do rato é apresentado.

Não invasiva Intratraqueal intubação para estudar a Patologia e Fisiologia do Rato Lung

Este artigo apresenta um método rápido e simples para a administração de bleomicina diretamente na traquéia do mouse através de intubação. As principais vantagens deste método é que ele é altamente reprodutível, fácil de dominar, e não requer equipamento especializado ou tempos de recuperação longos.

Um método melhorado para rápida de intubação da traqueia em Ratos

Intubação endotraqueal em coelhos é um desafio devido à sua anatomia incomum. Aqui apresentamos uma técnica para direta intubação da traqueia usando um cateter de polipropileno como um guia. Este método utiliza suprimentos relativamente baratos, requer treinamento mínimo e pode ser realizado facilmente em qualquer ambiente clínico.

Intubação endotraqueal de coelhos utilizando um cateter guia de polipropileno

O objetivo deste artigo é descrever um método refinado de intubação do rato de laboratório. O método é não invasivo e, portanto, ideal para estudos que requerem monitoramento serial da função respiratória e/ou instilação de tratamentos no pulmão.

Intubação Orotraqueal Repetida em Camundongos

Um modelo cirúrgico de camundongo para criar lesão de reperfusão (RI) de isquemia pulmonar esquerda, mantendo a ventilação e evitando a hipóxia.

Um Modelo de Rato de Intubação Orotraqueal e Cirurgia de Reperfusão de Isquemia Pulmonar Ventilada

Neste trabalho, propomos um protocolo para a administração intratraqueal de lipopolissacarídeo (LPS) via intubação endotraqueal orofaríngea não invasiva. Este método minimiza o trauma do procedimento cirúrgico para o animal e entrega com precisão LPS para a traqueia e, em seguida, para os pulmões.

Instilação não invasiva de lipopolissacarídeo intratraqueal em camundongos

Este protocolo descreve uma abordagem de laringoscopia transoral em série para camundongos e ratos que permite imagens de vídeo em close-up e desobstruídas da laringe durante a respiração e deglutição usando um regime anestésico otimizado e técnicas de manipulação endoscópica finamente ajustadas.

Laringoscopia murina minimamente invasiva para imagens de perto do movimento laríngeo durante a respiração e a deglutição

Aqui apresentamos um procedimento padronizado para intubação endotraqueal via traqueotomia seguida de toracotomia em ratos, com o objetivo de aumentar a precisão e reprodutibilidade de aplicações de não sobrevivência que requerem ventilação invasiva e exposição de órgãos torácicos em modelos in vivo de ratos.

Intubação endotraqueal via traqueotomia e subsequente toracotomia em ratos para aplicações de não sobrevivência

Este protocolo apresenta como o posicionamento ideal de um mouse e a inserção de um otoscópio baseado em câmera por via transoral permitem a visualização da glote, intubação rápida com trauma tecidual mínimo e entrega consistente de líquido aos pulmões.

Metodologia aprimorada para administração de líquido ao pulmão de camundongo: intubação usando um otoscópio de consumidor

Aprenda a intubação endotraqueal em camundongos usando laringoscopia direta com otoscópio. Esta técnica atraumática permite medições repetidas em experimentos crônicos de fisiologia respiratória.

Entubação endotraqueal em Ratos

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