Name: Rastreamento seletiva de fibras no nervo auditivo embrionário aviária Vestibulococlear (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-18T12:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 27 s
Description: Aprenda a técnica de rastreamento seletivo de fibras auditivas no nervo vestibulococlear de embriões de galinha usando microinjeção de corante fluorescente. Este método permite visualizar projeções do gânglio acústico com alta resolução.

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Os autores gostariam de agradecer ao Dr. Candace Hsieh para sugestões e assistência com técnicas de imagem e Doris Dr. Wu para a perícia no pinto anatomia do ouvido interno durante a embriogênese. Este trabalho foi financiado pela NSF IOS-0642346, NIH T32-DC010775, NIH T32-GM008620, NIH R01-DC010796, e GAANN DOE P200A120165.

1. Preparar os instrumentos de dissecação seguinte e Reagentes <ul><li> Fluido cerebrospinal artificial (aCSF; 130 mM de NaCl, 3 mM KCl, 1,2 mM de KH 2 PO 4, 20 mM de NaHCO3, 3 mM de HEPES, 10 mM de glicose, 2 mM de CaCl2, 1,3 mM MgSO4) infundida continuamente com 95% de O 2/5% CO 2, à temperatura ambiente. Para a perfusão, encher a 2/3 de 500 ml de boca larga frasco Nalgene com um buraco perfurado na tampa. Tanque vai ser ligado a um tubo de um borbulhador de vidro haste, que penetra o aCSF através do orifício na tampa do frasco. Regule a pressão para se obter um fluxo constante de bolhas que alcançam de cerca de 1/3 do líquido, mas não são suficientemente forte para provocar salpicos sobre o aro. Submerge 5 ml frascos de vidro (até 6) para dentro do frasco de Nalgene para separar amostras individuais uns dos outros e da turbulência do fluxo de gás. ACSF oxigenado deve ser, pelo menos, 20 min antes de qualquer incubação de tecidos. </li><li> Prato de dissecação pequeno silicone (35 mm x 10milímetro revestido Petri usando Sylgard elastômeros Kit) com dois pinos de dissecação colocados em poliestireno hexagonal pequena (47 fundo mm) pesam barco. </li><li> Dois ponta fina fórceps, um tip-fórceps curvo, numa proveta de 50 ml, e um recipiente para resíduos de tecidos. </li><li> Puxado micropipeta de vidro (1,2 OD / 0,9 ID) quebrado de aproximadamente 20-50 uM de abertura na ponta e preenchido com rodamina dextran amina (RDA, MW = 3000, Invitrogen) em uma solução de 6,25% com 0,4% de Triton X-100 em PBS . Anexar por tubos bem para picospritzer e estabilizar a micromanipulador. </li></ul> 2. Micro dissecção para revelar papila basilar no E8 4,5 <ol><li> Com pinças curvas, corte E8 embrião logo abaixo do tronco, colocando a cabeça diretamente sobre silicone revestido prato dissecção dentro pesar barco. </li><li> A utilização de pinos de dissecação, posicionar a cabeça com uma vista ventral de modo que o ouvido do lado de juros é um pouco visível, o cabeça ligeiramente inclinada dorsalmente e apontando 10-30 graus de distância da center (Figura 2A). Imediatamente proteger a cabeça com pinos. Se bilateral traçado é desejada, a cabeça do centro em 0 graus, ou uma visão completa ventral para que ambos os lados podem ser acessados. Da mesma forma, para uma injeção do lado esquerdo, fixar a cabeça de -10 a -30 graus do centro para o lado esquerdo é acessível. </li><li> Usando o copo de 50 ml, transferir 30 ml de aCSF oxigenado para o prato, totalmente submergindo o tecido. </li><li> Agarre cuidadosamente e descascar para baixo a mandíbula inferior utilizando uma pinça de ponta fina, em seguida, remover a pálpebra inferior do lado de interesse. </li><li> Remover o tecido vascular sobrejacente, incluindo qualquer paladar restante e garganta. Estes tecidos moles deverão descascar revelar a superfície lisa de desenvolver chondrocranium com as artérias vertebrais distintas na sua superfície. Até este ponto, a massa branca característica otoconial deve ser visível. </li><li> Dissecar cuidadosamente a pele ao redor do meato externo, cartilagem da articulação da mandíbula e do ouvido médio, deixando o emner ouvido intacto. Use a pinça para gentilmente cortar estas estruturas cartilaginosas. </li><li> Remover artérias vertebrais e acúmulo de sangue através de um movimento de varredura suave com as pontas finas fórceps. Sangue pode obscurecer vista e de coagulação pode ligar a abertura pipeta de injeção. </li><li> O ducto coclear com epitélio sensorial adjacente (papila basilar) e gânglio acústico encontra-se directamente por baixo do chondrocranium 6 e pode ser visualizada como uma projecção semelhante a dedo alongado que se prolonga a partir do ouvido interno ventralmente, com a ponta distal-mais (vértice) próximo do anterior linha média 5. Pode haver um pequeno agrupamento de sangue (vermelho) do dissecação e / ou calcificações otolíticos (branco) no vértice do ducto coclear (Figura 2B), que pode auxiliar na visualização. No ápice é a mácula lagenar, um adesivo sensitivo pensado para ser da função vestibular 7,8. </li></ol> 3. Rotulagem seletiva de CN VIII Auditivo Fibras <ol><li&gt; Coloque a pipeta de injeção perto da superfície do embrião na região da papila do ducto coclear e basilar. </li><li> Lentamente baixar a micropipeta a primeira punção do crânio. Esta região craniana é mais fino do que áreas adjacentes e requer menos força para penetrar. A micropipeta deve agora ser dentro do ducto coclear. Opcional: uma pequena injecção de rastreio corante pode ser feita aqui para ajudar a visualizar a papila basilar. </li><li> Sem reposicionar o micropipeta, continue baixando até ele apenas violações da fronteira profunda do ducto coclear (Figura 1). Realizar uma injecção e repetir em várias regiões ao longo do comprimento da papila basilar (Figuras 2C, 2D), excluindo a extremidade mais proximal onde a lagena vestibular está localizado. Com o picospritzer definido entre 10-30 psi, várias injeções são feitas. O volume do fluido injectado varia de corante, e depende do grau de rotulagem desejada. Cada injecção deverá resultar num corante fluorescente-laponto Beled de aproximadamente 200-400 um de diâmetro (Figura 2D). </li><li> Uma vez que a injecção está completa, utilize uma pinça para transecção da amostra acima do tronco cerebral e da utilização de uma pipeta de transferência para colocar a porção de caudal para um pequeno frasco dentro do recipiente de aCSF continuamente perfundidos com 95% O2 / 5% de CO 2. </li><li> Para cada embrião, 20-30 min para permitir a transferência de corantes, em função da distância do centro de rastreio desejado. </li><li> Remover o tecido e se preparar para cortes histológicos. No exemplo mostrado aqui, o tecido é imerso em paraformaldeído a 4% (em 1X PBS) durante a noite, de sacarose a 30% (em 1X PBS) durante a noite. </li></ol> 4. Contracoloração e Análise <ol><li> Contracoloração é útil para ajudar a orientar o observador a localização anatômica, bem como identificar as regiões de interesse particular. Um contracorante eficaz nesta preparação é de imunomarcação de neurofilamento (Figuras 1, 3B, 3E), o que fortemente l comabels axônios e permite a demarcação de vias axonais no SNC. </li><li> Análise deveria ser realizada por toda a região marcada, tal como as saliências podem estender várias centenas de microns ou mais ao longo do eixo rostro-caudal. Alguns exemplos de análises básicas são: taxas de erro de segmentação de tempo, e / ou alterar os padrões de divergência de projecção. RDA axónios marcados são visualizados no sistema nervoso periférico e central, com alta resolução (Figuras 3A, 3D). </li></ol>

<ol><li>Groves, A. K., Fekete, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shaping+sound+in+space%3A+the+regulation+of+inner+ear+patterning%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Shaping sound in space: the regulation of inner ear patterning.</a> Development. 139, 245-257 (2012).</li>
<li>Pflieger, J. F., Cabana, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+vestibular+primary+afferents+and+the+vestibulospinal+projections+in+the+developing+and+adult+opossum%2C+Monodelphis+domestica%5BTitle%5D)+AND+%22Anatomy+and+Embryology%22%5BJournal%5D)">The vestibular primary afferents and the vestibulospinal projections in the developing and adult opossum, Monodelphis domestica.</a> Anatomy and Embryology. 194, 75-88 (1996).</li>
<li>Molea, D., Rubel, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Timing+and+topography+of+nucleus+magnocellularis+innervation+by+the+cochlear+ganglion%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Timing and topography of nucleus magnocellularis innervation by the cochlear ganglion.</a> The Journal of Comparative Neurology. 466, 577-591 (2003).</li>
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<li>Milo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genomic+analysis+of+the+function+of+the+transcription+factor+gata3+during+development+of+the+mammalian+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Genomic analysis of the function of the transcription factor gata3 during development of the mammalian inner ear.</a> PloS One. 4, e7144(2009).</li>
<li>Fritzsch, B., Eberl, D. F., Beisel, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+bHLH+genes+in+ear+development+and+evolution%3A+revisiting+a+10-year-old+hypothesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+Molecular+Life+Sciences+%3A+CMLS%22%5BJournal%5D)">The role of bHLH genes in ear development and evolution: revisiting a 10-year-old hypothesis.</a> Cellular and Molecular Life Sciences : CMLS. 67, 3089-3099 (2010).</li>
<li>Jahan, I., Kersigo, J., Pan, N., Fritzsch, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurod1+regulates+survival+and+formation+of+connections+in+mouse+ear+and+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+and+Tissue+Research%22%5BJournal%5D)">Neurod1 regulates survival and formation of connections in mouse ear and brain.</a> Cell and Tissue Research. 341, 95-110 (2010).</li>
<li>Huang, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brn3a+is+a+transcriptional+regulator+of+soma+size%2C+target+field+innervation+and+axon+pathfinding+of+inner+ear+sensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Brn3a is a transcriptional regulator of soma size, target field innervation and axon pathfinding of inner ear sensory neurons.</a> Development. 128, 2421-2432 (2001).</li>
<li>Jones, J. M., Warchol, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+the+Gata3+transcription+factor+in+the+acoustic+ganglion+of+the+developing+avian+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Expression of the Gata3 transcription factor in the acoustic ganglion of the developing avian inner ear.</a> The Journal of Comparative Neurology. 516, 507-518 (2009).</li>
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</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Estudos sobre o desenvolvimento precoce do nervo VIII têm sido limitada, em parte, devido à dificuldade em identificar os axônios embrionárias resultantes de gânglios distinto múltipla. Vários estudos exploraram os sinais moleculares orientadores auditivo e vestibular célula sensorial e destinos de células ganglionares durante o desenvolvimento precoce, 5,11,12 mas os processos que regulam a inervação central têm ainda a ser determinado. Relatórios de projeções das células ganglionares acústicas normalmente d...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente / Material </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> Poliestireno Pesar </td><td> Fisher Scientific </td><td> 02-202-101 </td><td></td></tr><tr><td> Prato de Petri, 35 X 10 mm </td><td> Fisher Scientific </td><td> 50820644 </td><td> Use para fazer prato dissecção de silicone </td></tr><tr><td> Sylgard Kit elastômero de silicone </td><td> Instrumentos de Precisão mundo </td><td> SYLG184 </td><td> Brasão Petri para fazer prato dissecção </td></tr><tr><td> Pinos de dissecação </td><td> Vário </td><td></td><td> Embrião mantém no local durante a dissecção </td></tr><tr><td> NaCL </td><td> Vário </td><td></td><td> parte da receita aCSF </td></tr><tr><td> KCl </td><td> Vário </td><td></td><td> parte da receita aCSF </td&gt; </tr><tr><td> KH 2 PO 4 </td><td> Vário </td><td></td><td> parte da receita aCSF </td></tr><tr><td> NaHCO3 </td><td> Vário </td><td></td><td> parte da receita aCSF </td></tr><tr><td> Glicose </td><td> Vário </td><td></td><td> parte da receita aCSF </td></tr><tr><td> CaCl 2 </td><td> Vário </td><td></td><td> parte da receita aCSF </td></tr><tr><td> MgSO4 </td><td> Vário </td><td></td><td> parte da receita aCSF </td></tr><tr><td> Recipiente para aCSF. Sugerem translúcido boca larga frasco de Nalgene, 500 ml (16 onças) com tampa. </td><td> CPLabSafety </td><td> QP-PLC-03717 </td><td> Abertura do orifício na parte superior da tampa para haste de vidro bubling penetrar líquido </td></tr><tr><td> Vazio 5 ml frasco de vidro ou frasco transparente e comparável </td><td> Farmacêutica americana Partners, Inc </td><td> 6332300105 </td><td&gt; Utilização durante a incubação aCSF para manter as amostras separadas umas das outras e do fluxo de borbulhamento </td></tr><tr><td> Tanque de carbogénio (95% O2 / 5% CO 2) ligada a um tubo de borbulhador </td><td> Vário </td><td></td><td> Anexar por tubulação para borbulhador haste de vidro para perfusão aCSF </td></tr><tr><td> Vidro tronco borbulhador </td><td> Vário </td><td></td><td> Para infundir carbogênio em aCSF </td></tr><tr><td> Curvo-ponta fórceps </td><td> Instrumentos de Precisão mundo </td><td> 501008 </td><td> Para remover a cabeça do embrião do ovo </td></tr><tr><td> Dois bem-ponta fórceps </td><td> Instrumentos de Precisão mundo </td><td> 501985 </td><td> Para micro-dissecção </td></tr><tr><td> 50 ml Proveta </td><td> vário </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Rodamina Dextran Amine (RDA) </td><td> Invitrogen </td><td> vário </td><td> Fluorescente axônio traçador </td></tr><tr><td> Triton X-100 </td><td> ICN Biomedicals </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Solução salina tamponada com fosfato, (1X PBS) </td><td> Vário </td><td></td><td> Reagente de laboratório padrão </td></tr><tr><td> Fina parede capilares de vidro, 1,2 OD, 0,9 ID 4 &quot;(100 mm) de comprimento </td><td> Instrumentos de Precisão mundo </td><td> TW120F-4 </td><td> Carregar com a RDA. Cada capilar faz duas micropipetas de vidro </td></tr><tr><td> Agulha / Pipetar extrator </td><td> David Kopf Instruments </td><td> Modelo 720 </td><td> Configurações usadas: Calor 16,4, 2,2 Solenóide </td></tr><tr><td> Picospritzer </td><td> Parker Instrumentation </td><td> vário </td><td> Anexar por tubos de vidro fino para micropipeta </td></tr><tr><td> Micromanipulador </td><td> Narishige </td><td> vário </td><td></td></tr><tr><td> Microscópio de dissecção com fluorescência </td><td> Vário </td><td></td><td></td&gt; </tr><tr><td> Paraformaldeído a 4% </td><td> Vário </td><td></td><td> Reagente de laboratório padrão </td></tr><tr><td> anticorpo anti-neurofilamento, opcional </td><td> Millipore </td><td> AB1991 </td><td> Siga o protocolo recomendado pelo fabricante histológica </td></tr><tr><td> Criostato e materiais associados para seccionamento </td><td> Leica </td><td> vário </td><td></td></tr><tr><td> Microscópio de epifluorescência para imagiologia </td><td> Zeiss, vários </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

rastreamento seletiva de fibras no nervo auditivo embrionário aviária vestibulococlear

Selective Tracing of Auditory Fibers in the Avian Embryonic Vestibulocochlear Nerve

O pintainho embrionário é um modelo largamente utilizado para o estudo das projecções periféricas e centrais de células ganglionares. No sistema auditivo, rotulagem seletiva de axônios auditivos dentro do nervo craniano VIII aumentaria o estudo do centro de desenvolvimento circuito auditivo. Esta abordagem é difícil porque múltiplos órgãos sensoriais do ouvido interno, contribuir para o nervo VIII 1. Além disso, os marcadores que distinguem de forma confiável auditivo versus grupos vestibulares de axónios no interior do nervo VIIIth aviária ainda têm de ser identificados. Vias auditivas e vestibulares não podem ser distinguidas funcionalmente em embriões precoces, como sensoriais evocadas respostas não estão presentes antes dos circuitos são formados. Centralmente projetando axônios VIII foram traçadas em alguns estudos, mas auditivo rotulagem axônio foi acompanhada de rotulagem de outros componentes do nervo VIII 2,3. Aqui, nós descrevemos um método para o rastreio anterógrada do gânglio acústico para selectivamente labeaxónios auditivas l dentro do nervo VIIIth desenvolvimento. Em primeiro lugar, após o esvaziamento parcial da região cefálica anterior de um embrião de pinto com 8 dias de imersão em fluido cerebrospinal artificial oxigenado, o ducto coclear é identificado por anatómicas. Em seguida, uma micropipeta de vidro fino puxado está posicionado para injectar uma pequena quantidade de rodamina dextran amina na região adesiva e profunda adjacente onde as células ganglionares acústicos estão localizados. Dentro de 30 minutos após a injeção, os axônios auditivas são rastreados centralmente na parte posterior do cérebro e posteriormente pode ser visualizado a seguir à preparação histológica. Este método proporciona uma ferramenta útil para estudos do desenvolvimento da formação periférica de circuito auditivo central.

Os componentes do nervo VIII e a anatomia do nervo em si são complexas e tortuosas (Figuras 1, 3). Seletivamente o rastreio fibras resultantes a partir de células do gânglio acústicos, os segmentos do nervo VIII, bem como aferentes auditivos primários dentro do tronco cerebral podem ser rastreados de forma limpa e distinguidos dos seus homólogos vestibulares (Figuras 2, 3). Do mesmo modo, esta técnica pode ser utilizada para estudar as projecções periféricas das células ganglionares acú...

Aqui descrevemos uma técnica de microdissecção seguido de injeção de corante fluorescente no gânglio acústico de embriões de galinha cedo para rastreamento seletivo das fibras auditivas axônios no nervo e rombencéfalo.

Rastreamento seletiva de fibras no nervo auditivo embrionário aviária Vestibulococlear

The embryonic chick is a widely used model for the study of peripheral and central ganglion cell projections. In the auditory system, selective labeling ...

O objetivo deste procedimento é rastrear seletivamente as fibras auditivas do sistema nervoso periférico ao sistema nervoso central em um embrião. Isso é realizado primeiramente mediante uma secção em microdose para expor o crânio cartilaginoso ventral e identificar o ducto coclear aviano. O segundo passo consiste em realizar uma microinjeção nas células do gânglio acústico subjacente e em seus axônios.Em seguida, a amostra é incubada em LCR artificial oxigenado por 20 minutos para permitir a transferência do DIA. Finalmente, um preparo histológico e o corte do tecido permitem a visualização microscópica das projeções centrais do gânglio acústico. As principais vantagens desta técnica em relação aos métodos existentes são que ela possibilita o rastreamento seletivo do nervo oitavo.Fibras auditivas com alta resolução permitem uma rápida transferência de corante em tecido vivo e possibilitam experimentações em estágios precoces de desenvolvimento. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na área de pesquisa auditiva. Por exemplo, quais são as moléculas que orientam os axônios em direção aos seus alvos centrais?Ou como a circuitaria responde a lesão ou exposição otot

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Whole-cell patch-clamp gravações de dendritos do nervo auditivo fibra no interior da fita sinapse das células ciliadas da cóclea de mamíferos.

Gravações pós-sinápticos em Dendrites aferente entrar em contato com células ciliadas da cóclea: Release multivesiculares Monitoramento em uma fita Synapse

Este vídeo demonstra o processo de preparação de fatias de cérebro em forma de cunha em um ambiente de laboratório. Usando um vibratome, uma fatia em forma de cunha do cérebro de um camundongo é trabalhada com espessura variável. Esta fatia contém a raiz nervosa auditiva posicionada na extremidade mais espessa, enquanto os neurônios relacionados à audição estão localizados na extremidade mais fina.

Preparando fatias cerebrais em cunha para visualizar neurônios auditivos

Como as redes neuronais são estabelecidas no cérebro embrionário é uma questão fundamental no desenvolvimento da neurobiologia. Aqui nós combinamos uma técnica de eletroporação com novas ferramentas genéticas, como Cre / Lox-plasmídeos e sistema de transposição de DNA PiggyBac mediada no hindbrain aviária para rotular interneurons dorsal e rastrear suas projeções axonais e metas sinápticas em diferentes estágios de desenvolvimento.

Eletroporação do rombencéfalo rastrear Trajetórias axonal e Metas Synaptic no embrião de galinha

Apresentamos um método que descreve o isolamento e a cultura de explantes cocleares da orelha interna embrionária de camundongos.  Também demonstramos um método para transferência de genes em explantes cocleares por meio de eletroporação de onda quadrada. A cultura de explantes in vitro, juntamente com a técnica de transferência de genes, permite que os pesquisadores estudem os efeitos da alteração da expressão gênica durante o desenvolvimento.

Cultura da embrionárias mouse cocleares explantes e Gene Transferência de Eletroporação

O órgão auditivo medeia a audição. Aqui apresentamos um método de micro-eletroporação in ovo modificado otimizado para estudar a proliferação e diferenciação de células progenitoras auditivas no órgão auditivo de galinhas em desenvolvimento.

A transferência de genes para o frango auditivo órgão por<em&gt; In Ovo</em&gt; Micro-eletroporação

Os neurônios auditivos de tronco encefálico de aves e mamíferos são especializados para codificação neural rápida, um processo fundamental para funções auditivas normais. Esses neurônios surgem de precursores distintos do antígeno cervical embrionário. Apresentamos técnicas que utilizam eletroporação para expressar genes no colo de embriões de frango para estudar a função genética durante o desenvolvimento auditivo.

Em Ovo Electroporation no Brainstem Auditivo da Galinha

Aqui apresentamos um protocolo para a obtenção de fatias de tronco cerebral auditiva não coronal do embrião de frango para a investigação de propriedades tonotópicas e trajetórias de desenvolvimento dentro de uma fatia de tronco cerebral. Essas fatias incluem seções sagita, horizontal e horizontal/transversal que abrangem regiões tonotópicas maiores dentro de um plano de fatia individual que as seções coronais tradicionais.

Fatiando o tronco auditivo de frango embrionário para avaliar gradientes tonotópicos e microcircuitos

Usamos técnicas padrão de resposta ao tronco cerebral (ABR) e aplicamos-as a galinhas filhotes, um modelo aviário precoce para função auditiva. O protocolo descreve detalhadamente as técnicas de preparação animal e aquisição da ABR, com etapas que podem se traduzir em outros modelos aviários ou roedores.

Avaliação da Resposta Auditiva do Brainstem em Filhotes de Frango

O pintinho é um organismo modelo econômico, acessível e amplamente disponível para uma variedade de estudos. Aqui, uma série de protocolos é detalhada para entender os mecanismos moleculares subjacentes ao desenvolvimento e regeneração do ouvido interno das aves.

In Ovo e Ex Ovo Métodos para estudar o desenvolvimento do ouvido interno aviário

Usando a eletroporação do ovo , desenvolvemos um método para transfectar seletivamente o ouvido interno auditivo e o núcleo coclear em embriões de galinha para alcançar uma derrubada específica do grupo celular da proteína de retardo mental X frágil durante períodos discretos de montagem do circuito.

Dissecando a Função Autônoma Celular da Proteína de Retardo Mental do X Frágil em um Circuito Auditivo por Eletroporação In Ovo

São apresentados métodos que fornecem instruções detalhadas para dissecar, dissociar, cultivar e registrar patch-clamp dos neurônios do gânglio vestibular e do gânglio espiral da orelha interna.

Isolamento e Cultivo de Somatas Vestibulares e Gangliões Espirais de Roedores Neonatais para Gravações de Patch-Clamp

Aprenda a técnica de rastreamento seletivo de fibras auditivas no nervo vestibulococlear de embriões de galinha usando microinjeção de corante fluorescente. Este método permite visualizar projeções do gânglio acústico com alta resolução.

Rastreamento seletiva de fibras no nervo auditivo embrionário aviária Vestibulococlear

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