Name: Estabelecer Entomopatógenos fúngicas como endófitos: Rumo Controle Biológico endofítico (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-04-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 14 s
Description: Aprenda métodos de inoculação para estabelecer Beauveria bassiana como endófito em feijoeiro comum (Phaseolus vulgaris). Este protocolo demonstra pulverização foliar e drenagem no solo para controle biológico de pragas agrícolas.

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A produção eo trabalho experimental aqui apresentados refletem a ajuda dedicado e entusiasta de Reynaldo Pareja. Financiado pelo Departamento Administrativo da Colômbia de Ciência, Tecnologia e Inovação (Colciencias) e por uma doação da Fundação Bill &amp; Melinda Gates através da Grande iniciativa Explorations Desafios.

1. Plantas <ol><li> Surface-esterilizar as sementes de feijão (cv. Calima) por imersão durante dois minutos em hipoclorito de sódio a 0,5%, e dois minutos em etanol a 70%. Enxaguar as sementes três vezes em água destilada estéril. </li><li> Avaliar o sucesso da sua esterilização através do plaqueamento de 100 ul de água de enxaguamento final em agar de batata dextroxe (PDA) meios de comunicação, e incubando a placa durante 10 dias a 25 ° C. Encerrar e reiniciar o experimento se algum crescimento é visto na placa. </li><li> Plantar as sementes, em grupos de três em vasos contendo uma mistura estéril de solo e areia numa proporção de 2:1. Transferir os vasos para uma câmara de crescimento a 25 ° C, ca. 50% UR e 12 horas de fotoperíodo. Uma semana após a germinação, eliminar os menos duas mudas vigorosas. De água cada 2-3 dias com água destilada estéril e fertilizar 10 e 20 dias após plantação, com uma solução de água de 6 g / L de fertilizante NPK 15-15-15. </li></ol> 2. Fungo <ol><li> Obter um commerformulação social de Beauveria bassiana cepa GHA (Mycotrol SE, Laverlam, Cali, Colômbia). </li><li> Para gerar uma cultura de um único esporo, suspender ca. um circuito de inoculação cheia de conídios em 1 ml de uma solução aquosa a 0,1% de Triton X-100 e vortex durante 10 seg. Em seguida, a placa 100 uL da suspensão em 2,5% de agar Noble e incubar durante 24 horas a 25 ° C. Transferir um único conídio germinando em um PDA placa contendo 100 milímetros e crescer até cobrir toda a placa (cerca de 3-4 semanas). </li><li> Sob condições estéreis, raspar o crescimento de fungos na superfície do meio e suspendê-lo em 10% de 0,1 ml estéril Triton X-100. Vortex durante um minuto. Em seguida, filtrar a suspensão através de uma gaze estéril para remover hifas e obter a suspensão de estoque. </li><li> Usar um hemocitómetro para estimar a concentração de conídios de a suspensão de estoque. Para facilitar a contagem de conídios, preparar uma diluição de 10 mil vezes em série das ações, cada vez que a transferência de 100 o ulf suspensão de conídios em 900 ul de 0,1% de Triton X-100, e vortex durante 10 segundos antes da diluição seguinte. </li><li> Para gerar o inóculo, ajustar a suspensão de pasta até uma concentração final de 10 8 conídios / ml, utilizando a fórmula: <img src="/files/ftp_upload/50360/50360eq1.jpg" alt="equação 1" fo:src="/files/ftp_upload/50360/50360eq1highres.jpg"/></li><li> Para avaliar a viabilidade de conídios, a placa 100 uL de uma diluição de 10.000 vezes em 2,5% de agar Noble e incubar durante 24 horas a 25 ° C. Então, inspecionar três grupos aleatórios de 100 conídios para estimar a germinação por cento. Considere um conídio germinado quando um tubo de germe visível superior a metade do diâmetro dos projectos de conídios a partir dele. Só use a suspensão quando a porcentagem de germinação média superior a 90%. </li></ol> 3. Inoculação <ol><li> Inocular plantas quando atingirem o estágio de primeiras folhas (cerca de 14 dias após o plantio). As plantas aquáticas para a capacidade do solo estéril com destilared água 24 horas antes da inoculação. </li><li> Para o método de pulverização da folhagem, utilizar um atomizador manual para aplicar a suspensão de conídios (tratamento) ou 0,1% de Triton X-100 (testemunha) para a superfície (superior) adaxial de folhas até atingirem a saturação. Cobrir a parte superior do vaso com folha de alumínio para evitar o escoamento de conídios ao solo. Após a pulverização, as plantas cobrir com um saco de plástico durante 24 horas para manter um elevado nível de humidade facilitando invasão de fungos. </li><li> Para o método de rega do solo, utilizar um cilindro graduado para aplicar 10 ml de suspensão de conídios (tratamento) ou 0,1% de Triton X-100 (testemunha) para a superfície do solo na base da planta. </li><li> Após a inoculação, as plantas retornar para as câmaras de crescimento organizando-os em um delineamento em blocos casualizados. Nada menos do que quatro blocos experimentais adicionais devem ser instalados para possibilitar a avaliação do crescimento das plantas, além de avaliações de colonização endofítica, no mesmo experimento. </li></ol> 4. Evaluations <ol><li> Avaliar a experiência um bloco de cada vez, a selecção dos blocos por ordem aleatória. Isto é particularmente importante para as experiências de grandes dimensões que não podem ser avaliados num único dia. </li><li> Antes de processamento de uma planta, medir e registar a sua altura a partir da base para o meristema apical. Então, arrancar com cuidado e lave em água corrente. </li><li> De cada planta amostra, dois folhetos, dois pedaços de raiz e dois pedaços de caule. Seleccionar amostras aleatoriamente a partir do folheto da primeira folha verdadeira da planta. Em seguida, obter duas amostras estaminais, 3 cm de comprimento cada, a partir do meio da planta e de perto da superfície do solo. Finalmente, obter duas amostras taproot, também 3 cm de comprimento cada, a partir do meio da raiz e a partir de 1 cm atrás da ponta da raiz. Colocar as amostras em três sacos de papel separados e etiqueta de forma adequada. </li><li> Depois de lavar e amostragem todas as plantas em um bloco, começar pelo processamento das folhas, raízes, em seguida, e, finalmente, as hastes. </li><li> Superfície esterilizar tquestões em um capuz de fluxo laminar estéril como em 1.1, acima. Lavar cada amostra três vezes por imersão em água destilada estéril e deixe secar em papel toalha estéril. Então, dissecar e descartar suas bordas exteriores, onde endófitos poderiam ter sido eliminado devido ao contato com desinfetantes. </li><li> Cortar a amostra cortada em seis seções, com média de 6x6 mm para as folhas e 6 mm de comprimento para caules e raízes. Placa das seis secções sobre uma placa de Petri 60 mm com meio BDA suplementado com o antibiótico tetraciclina, estreptomicina e penicilina a 2 mg / L de cada. Selar a placa com parafilme e incubadas no escuro a 25 ° C. Cada planta produz seis pratos, duas peças por planta. </li><li> Mude a água de enxágüe após o processamento de cada bloco de uma parte determinada planta. Antes de eliminar a água de lavagem utilizada chapa, uma amostra de 100 ul de meio BDA e incubar durante 10 dias a 25 ° C para avaliar o sucesso da esterilização. Se o crescimento de fungos se segue, não consideram as amostras correspondentes para análise. </li><li> Inspecionar as placas a cada 2-3 dias durante 20 dias para observar e registrar crescimento de fungos. Seções especiais sobre o consumo de plantas e transferência exibindo presença de endófitos fúngicos para placas contendo PDA fresco. Isto irá evitar a contaminação das secções de plantas vizinhas na placa original. </li><li> Registro B. bassiana crescimento das partes da instalação. Beauveria bassiana podem ser identificados por micélio branco característico denso tornando o creme a amarelo pálido na borda. Quando em dúvida, montar o espécime em uma gota de água e verifique sob um microscópio, procurando globosa conídios e em forma de ziguezague conidióforos, característica da espécie. </li><li> Use blocos experimentais adicionais para avaliar o impacto dos tratamentos sobre a biomassa da planta. Em primeiro lugar, mede a sua altura a partir da base para o topo do meristema apical. Então, cuidadosamente desenraizar e lavar as plantas em água da torneira e deixar secar a 45 ° C durante três dias, para determinar o seu peso seco. </li></ol>

<ol><li>Vega, F. E., Meyling, N. V., Luangsa-ard, J. J., Blackwell, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVega%2C+FE+%22Fungal+entomopathogens+in+Insect+Pathology%22">Fungal entomopathogens in Insect Pathology</a>. Vega, F. E., Kaya, H. K. , Elsevier. San Diego. 171-220 (2012).</li>
<li>Vega, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+pathology+and+fungal+endophytes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+invertebrate+pathology%22%5BJournal%5D)">Insect pathology and fungal endophytes.</a> Journal of invertebrate pathology. 98, 277-279 (2008).</li>
<li>Sasan, R. K., Bidochka, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+insect-pathogenic+fungus+Metarhizium+robertsii+%28Clavicipitaceae%29+is+also+an+endophyte+that+stimulates+plant+root+development%5BTitle%5D)+AND+%22American+journal+of+botany%22%5BJournal%5D)">The insect-pathogenic fungus Metarhizium robertsii (Clavicipitaceae) is also an endophyte that stimulates plant root development.</a> American journal of botany. 99, 101-107 (2012).</li>
<li>Elena, G. J., Beatriz, P. J., Alejandro, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metarhizium+anisopliae+%28Metschnikoff%29+Sorokin+promotes+growth+and+has+endophytic+activity+in+tomato+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+biological+research%22%5BJournal%5D)">Metarhizium anisopliae (Metschnikoff) Sorokin promotes growth and has endophytic activity in tomato plants.</a> Advances in biological research. 5, 22-27 (2011).</li>
<li>Bing, L. A., Lewis, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+Ostrinia+nubilalis+%28H%C3%BCbner%29%28Lepidoptera%3A+Pyralidae%29+by+endophytic+Beauveria+bassiana+%28Balsamo%29+Vuillemin%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+entomology%22%5BJournal%5D)">Suppression of Ostrinia nubilalis (Hübner)(Lepidoptera: Pyralidae) by endophytic Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin.</a> Environmental entomology. 20, 1207-1211 (1991).</li>
<li>Akello, J., Dubois, T., Coyne, D., Kyamanywa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endophytic+Beauveria+bassiana+in+banana+%28Musa+spp.%29+reduces+banana+weevil+%28Cosmopolites+sordidus%29+fitness+and+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Crop+protection%22%5BJournal%5D)">Endophytic Beauveria bassiana in banana (Musa spp.) reduces banana weevil (Cosmopolites sordidus) fitness and damage.</a> Crop protection. 27, 1437-1441 (2008).</li>
<li>Gurulingappa, P., Sword, G. A., Murdoch, G., McGee, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colonization+of+crop+plants+by+fungal+entomopathogens+and+their+effects+on+two+insect+pests+when+in+planta%5BTitle%5D)+AND+%22Biological%22%5BJournal%5D)">Colonization of crop plants by fungal entomopathogens and their effects on two insect pests when in planta.</a> Biological. 55, 34-41 (2010).</li>
<li>Akello, J., Dubois, T., Coyne, D., Kyamanywa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+endophytic+Beauveria+bassiana+on+populations+of+the+banana+weevil%2C+Cosmopolites+sordidus%2C+and+their+damage+in+tissue-cultured+banana+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Entomologia+experimentalis+et+applicata%22%5BJournal%5D)">Effect of endophytic Beauveria bassiana on populations of the banana weevil, Cosmopolites sordidus, and their damage in tissue-cultured banana plants.</a> Entomologia experimentalis et applicata. 129, 157-165 (2008).</li>
<li>Ownley, B. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beauveria+bassiana%3A+Endophytic+colonization+and+plant+disease+control%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+invertebrate+pathology%22%5BJournal%5D)">Beauveria bassiana: Endophytic colonization and plant disease control.</a> Journal of invertebrate pathology. 98, 267-270 (2008).</li>
<li>Ownley, B. H., Gwinn, K. D., Vega, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endophytic+fungal+entomopathogens+with+activity+against+plant+pathogens%3A+ecology+and+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22BioControl%22%5BJournal%5D)">Endophytic fungal entomopathogens with activity against plant pathogens: ecology and evolution.</a> BioControl. 55, 113-128 (2010).</li>
<li>Akello, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beauveria+bassiana+%28Balsamo%29+Vuillemin+as+an+endophyte+in+tissue+culture+banana+%28Musa+spp.%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+invertebrate+pathology%22%5BJournal%5D)">Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin as an endophyte in tissue culture banana (Musa spp.).</a> Journal of invertebrate pathology. 96, 34-42 (2007).</li>
<li>Gómez-Vidal, S., Lopez-Llorca, L. V., Jansson, H. B., Salinas, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endophytic+colonization+of+date+palm+%28Phoenix+dactylifera+L.%29+leaves+by+entomopathogenic+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Micron%22%5BJournal%5D)">Endophytic colonization of date palm (Phoenix dactylifera L.) leaves by entomopathogenic fungi.</a> Micron. 37, 624-632 (2006).</li>
<li>Posada, F., Vega, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+the+fungal+entomopathogen+Beauveria+bassiana+%28Ascomycota%3A+Hypocreales%29+as+an+endophyte+in+cocoa+seedlings+%28Theobroma+cacao%29%5BTitle%5D)+AND+%22Mycologia%22%5BJournal%5D)">Establishment of the fungal entomopathogen Beauveria bassiana (Ascomycota: Hypocreales) as an endophyte in cocoa seedlings (Theobroma cacao).</a> Mycologia. 97, 1195-1200 (2005).</li>
<li>Tefera, T., Vidal, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+inoculation+method+and+plant+growth+medium+on+endophytic+colonization+of+sorghum+by+the+entomopathogenic+fungus+Beauveria+bassiana%5BTitle%5D)+AND+%22BioControl%22%5BJournal%5D)">Effect of inoculation method and plant growth medium on endophytic colonization of sorghum by the entomopathogenic fungus Beauveria bassiana.</a> BioControl. 54, 663-669 (2009).</li>
<li>Posada, F., Vega, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inoculation+and+colonization+of+coffee+seedlings+%28Coffea+arabica+L.%29+with+the+fungal+entomopathogen+Beauveria+bassiana+%28Ascomycota%3A+Hypocreales%5BTitle%5D)+AND+%22Mycoscience%22%5BJournal%5D)">Inoculation and colonization of coffee seedlings (Coffea arabica L.) with the fungal entomopathogen Beauveria bassiana (Ascomycota: Hypocreales.</a> Mycoscience. 47, 284-289 (2006).</li>
<li>Akello, J., Dubois, T., Coyne, D., Kyamanywa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+Beauveria+bassiana+dose+and+exposure+duration+on+colonization+and+growth+of+tissue+cultured+banana+%28Musa+sp.%29+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Biological%22%5BJournal%5D)">The effects of Beauveria bassiana dose and exposure duration on colonization and growth of tissue cultured banana (Musa sp.) plants.</a> Biological. 49, 6-10 (2009).</li>
<li>Posada, F., Aime, M. C., Peterson, S. W., Rehner, S. A., Vega, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inoculation+of+coffee+plants+with+the+fungal+entomopathogen+Beauveria+bassiana+%28Ascomycota%3A+Hypocreales%29%5BTitle%5D)+AND+%22Mycological+research%22%5BJournal%5D)">Inoculation of coffee plants with the fungal entomopathogen Beauveria bassiana (Ascomycota: Hypocreales).</a> Mycological research. 111, 748-757 (2007).</li>
<li>Brownbridge, M., Reay, S. D., Nelson, T. L., Glare, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistence+of+Beauveria+bassiana+%28Ascomycota%3A+Hypocreales%29+as+an+endophyte+following+inoculation+of+radiata+pine+seed+and+seedlings%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+control%22%5BJournal%5D)">Persistence of Beauveria bassiana (Ascomycota: Hypocreales) as an endophyte following inoculation of radiata pine seed and seedlings.</a> Biological control. 61, 194-200 (2012).</li>
<li>Posada, F. J., Chaves, F. C., Gianfagna, T. J., Pava-Ripoll, M., Hebbar, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+the+fungal+entomopathogen+Beauveria+bassiana+as+an+endophyte+in+cocoa+pods+%28Theobroma+cacao+L.%29%5BTitle%5D)+AND+%22Revista+U.D.C.A.+actualidad+%26+divulgaci%C3%B3n+cient%C3%ADfica%22%5BJournal%5D)">Establishment of the fungal entomopathogen Beauveria bassiana as an endophyte in cocoa pods (Theobroma cacao L.).</a> Revista U.D.C.A. actualidad & divulgación científica. 13, 71-78 (2010).</li>
<li>Quesada-Moraga, E., Landa, B. B., Muñoz-Ledesma, J., Jiménez-Díaz, R. M., Santiago-Alvarez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endophytic+colonisation+of+opium+poppy%2C+Papaver+somniferum%2C+by+an+entomopathogenic+Beauveria+bassiana+strain%5BTitle%5D)+AND+%22Mycopathologia%22%5BJournal%5D)">Endophytic colonisation of opium poppy, Papaver somniferum, by an entomopathogenic Beauveria bassiana strain.</a> Mycopathologia. 161, 323-329 (2006).</li>
<li>Biswas, C., Dey, P., Satpathy, S., Satya, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+the+fungal+entomopathogen+Beauveria+bassiana+as+a+season+long+endophyte+in+jute+%28Corchorus+olitorius%29+and+its+rapid+detection+using+SCAR+marker%5BTitle%5D)+AND+%22BioControl%22%5BJournal%5D)">Establishment of the fungal entomopathogen Beauveria bassiana as a season long endophyte in jute (Corchorus olitorius) and its rapid detection using SCAR marker.</a> BioControl. , 1-7 (2011).</li>
<li>Bing, L. A., Lewis, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Occurrence+of+the+entomopathogen+Beauveria+bassiana+%28Balsamo%29+Vuillemin+in+different+tillage+regimes+and+in+Zea+mays+L.+and+virulence+towards+Ostrinia+nubilalis+%28H%C3%BCbner%29%5BTitle%5D)+AND+%22Agriculture%2C+ecosystems+%26+environment%22%5BJournal%5D)">Occurrence of the entomopathogen Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin in different tillage regimes and in Zea mays L. and virulence towards Ostrinia nubilalis (Hübner).</a> Agriculture, ecosystems & environment. 45, 147-156 (1993).</li>
<li>Akello, J., Sikora, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+acropedal+influence+of+endophyte+seed+treatment+on+Acyrthosiphon+pisum+and+Aphis+fabae+offspring+development+and+reproductive+fitness%5BTitle%5D)+AND+%22Biological%22%5BJournal%5D)">Systemic acropedal influence of endophyte seed treatment on Acyrthosiphon pisum and Aphis fabae offspring development and reproductive fitness.</a> Biological. 61, 215-221 (2012).</li>
<li>Reddy, N. P., Ali Khan, A. P., Devi, U. K., Sharma, H. C., Reineke, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+of+millet+crop+plant+%28Sorghum+bicolor%29+with+the+entomopathogenic+fungus+%28Beauveria+bassiana%29+to+combat+infestation+by+the+stem+borer%2C+Chilo+partellus+Swinhoe+%28Lepidoptera%3A+Pyralidae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Asia+Pacific%22%5BJournal%5D)">Treatment of millet crop plant (Sorghum bicolor) with the entomopathogenic fungus (Beauveria bassiana) to combat infestation by the stem borer, Chilo partellus Swinhoe (Lepidoptera: Pyralidae.</a> Journal of Asia Pacific. 12, 221(2009).</li>
<li>Quesada-Moraga, E., Muñoz-Ledesma, F. J., Santiago-Alvarez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+protection+of+Papaver+somniferum+L.+against+Iraella+luteipes+%28Hymenoptera%3A+Cynipidae%29+by+an+endophytic+strain+of+Beauveria+bassiana+%28Ascomycota%3A+Hypocreales%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+entomology%22%5BJournal%5D)">Systemic protection of Papaver somniferum L. against Iraella luteipes (Hymenoptera: Cynipidae) by an endophytic strain of Beauveria bassiana (Ascomycota: Hypocreales).</a> Environmental entomology. 38, 723-730 (2009).</li>
<li>Cherry, A. J., Banito, A., Djegui, D., Lomer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+the+stem-borer+Sesamia+calamistis+%28Lepidoptera%3B+Noctuidae%29+in+maize+following+seed+dressing%2C+topical+application+and+stem+injection+with+African+isolates+of+Beauveria+bassiana%5BTitle%5D)+AND+%22International+journal+of+pest+management%22%5BJournal%5D)">Suppression of the stem-borer Sesamia calamistis (Lepidoptera; Noctuidae) in maize following seed dressing, topical application and stem injection with African isolates of Beauveria bassiana.</a> International journal of pest management. 50, 67-73 (2004).</li>
<li>Gurulingappa, P., McGee, P. A., Sword, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endophytic+Lecanicillium+lecanii+and+Beauveria+bassiana+reduce+the+survival+and+fecundity+of+Aphis+gossypii+following+contact+with+conidia+and+secondary+metabolites%5BTitle%5D)+AND+%22Crop+protection%22%5BJournal%5D)">Endophytic Lecanicillium lecanii and Beauveria bassiana reduce the survival and fecundity of Aphis gossypii following contact with conidia and secondary metabolites.</a> Crop protection. 30, 349-353 (2011).</li>
<li>van Schoonhoven, A., Voysest, O. Common beans in Latin America and their constraints in Bean production problems in the tropics. Schwartz, H. F., Pastor-Corrales, M. A. , Second, CIAT. Cali. 33-57 (1989).</li>
<li>De Vos, M., Jander, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choice+and+no-choice+assays+for+testing+the+resistance+of+A.+thaliana+to+chewing+insects%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Choice and no-choice assays for testing the resistance of A. thaliana to chewing insects.</a> J. Vis. Exp. (15), e683(2008).</li>
<li>Parsa, S., Sotelo, G., Cardona, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+herbivore+resistance+mechanisms%3A+spittlebugs+on+Brachiaria+spp.+as+an+example%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Characterizing herbivore resistance mechanisms: spittlebugs on Brachiaria spp. as an example.</a> J. Vis. Exp. (52), e3047(2011).</li>
<li>Atamian, H., Roberts, P., Kaloshian, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+and+low+throughput+screens+with+root-knot+nematodes+Meloidogyne+spp%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">High and low throughput screens with root-knot nematodes Meloidogyne spp.</a> J. Vis. Exp. (61), e3629 (2012).</li>
</ol>

Os autores declaram que não têm interesses conflitantes financeiros.

Muitos fatores podem influenciar o resultado de um experimento específico para estabelecer um entomopatógeno fungos como um endófito. Os nossos resultados demonstram o método de inoculação é um deles. Fatores biológicos para experimentar com incluem a colheita de espécies ou de cultivares selecionadas e do fungo entomopatogênico tensão espécies ou isolar usado. Outros factores a considerar incluem a manipulação da concentração do inoculo, a idade da planta durante a inoculação, e as condições de crescimento da planta. Seria ideal para um método de inoculação de resultar em colonização planta sistémica por um fungo entomopatógeno 14,17,18,21. Em vez disso, parece que os métodos de inoculação tendem a favorecer um padrão específico de colonização local. No café, por exemplo, pulverizações foliares, ao passo que favorecem a colonização folha poções solo favorecem a colonização de raiz 17. Encontramos o mesmo padrão do feijoeiro comum. Finalmente, a escolha do método de inoculação deve serguiado pelo local pretendido do endófito dentro de uma planta, provavelmente combinando o nicho do herbívoro alvo ou patógeno de planta. Embora comumente usado detecção, endófito e quantificação com base em meios de cultura pode ser caro, difícil e sujeito a erros. Por exemplo, um total de 10.800 partes de plantas (plaqueadas em placas de Petri 1800) foram avaliados num ensaio de optimizar B. inoculações bassiana em banana 16. Destes, 4.496 seções foram colonizados por um suposto B. bassiana, conforme identificado principalmente pela morfologia das colónias. Claramente, uma verificação microscópica das espécies para cada colônia teria sido um passo desejável, mas inacessível. Por outro lado, as secções 1176 foram colonizados por outros fungos e foram descartados e tratados como dados perdidos 16. A probabilidade de existir, no entanto, que a B. bassiana era um concorrente pobres ou mais lento a crescer, e poderia ter eventualmente emergiu dessas seções se umtempo suficiente llowed. Portanto, os métodos de detecção de endofíticos baseados em culturas de mídia estão sujeitos a falsos positivos e falsos negativos. Por conseguinte, o desenvolvimento de uma detecção mais fiável e quantificação de métodos, por exemplo aquelas baseadas em reacção em cadeia de polimerase (PCR) 20,21,24, é bem justificado. O objetivo final para experimentos de inoculação deve ser desenvolver um tratamento eficaz que proporciona resistência sistêmica durável contra herbivoria e / ou doença. Um plausível, mas ainda não testados, a hipótese é a de que a extensão da colonização endofítica deve correlacionar-se positivamente com o grau de resistência mediada endófita. Um próximo passo natural após o refino métodos de inoculação, portanto, poderia ser a de examinar essa correlação. Vários protocolos de vídeo pode ajudar os pesquisadores a desenvolver um ensaio de resistência adequada para uma praga ou patógeno alvo 29-31. Em última análise, este ensaio é o que vai determinar o sucesso da inóculosmétodo ção, e do potencial para o controle biológico associado endofítica.

Entomopatógenos fungos são importantes reguladores das populações de insetos com potencial considerável como mycopesticides 1. Apenas recentemente, contudo, tem sido mostrado por fungos entomopatógenos a ocorrer como endófitos, ambos naturalmente e, em resposta a vários métodos de inoculação 2. A função ecológica da endofíticas entomopatógenos fúngicas permanece em grande parte desconhecida, mas alguns estudos têm implicado los no crescimento de plantas 3,4, resistência herbívoro 5-8, e resistência a doenças 9,10. O objetivo geral dos métodos apresentados aqui é a introdução de um entomopatógeno fungos como um endófito, em preparação para avaliações subseqüentes de controle biológico endofítica. Beauveria bassiana (Balsamo) Vullemin (Ascomycota: Hypocreales) é a mais estudada entomopatógeno fúngica endofítica 5-9,11-19, e está disponível como uma mycopesticide comercial. Métodos de inoculação testados para estabelecer <em&gt; B. bassiana como um endófito incluem poções solo 14,17, revestimentos de sementes 18 e 14 imersões, curativos radícula 13,15, de raiz e imersões rizoma, caule 11,16,18 injeções 17, pulverizações foliares 14,17,20 e sprays de flores 19. Utilizando estes métodos, os investigadores introduziram B. bassiana em 11 de banana, feijão 7, 13 cacau, café, 17, 7 milho, algodão 7, tamareira 12, juta 21, 20 papoula, abóbora 7, pinheiros radiata 18, 14 de sorgo, tomate e trigo 7 7. Evidências recentes sugerem que B. endofítica bassiana tem o potencial para proteger as plantas, não só a partir de pestes artrópodes 5-7,22-27, mas também de alguns agentes patogénicos de plantas 9. O feijão comum (Phaseolus vulgaris L.) está entre as culturas mais vulneráveis ​​a pragase doenças. Ele pode ser afetada por mais de 400 pragas e patógenos 200, cujo ataque é pensado para ser o fator mais limitante da produção de feijão em todas as regiões 28. Por conseguinte, o feijão comum pode ser uma colheita excelente modelo para estudar o espectro de controlo biológico endofítica por B. bassiana. Como um primeiro passo nesta direção, este artigo descreve pulverizações foliares e poções do solo como métodos de inoculação para introduzir B.bassiana como um endófito em feijoeiro.

<table><tbody><tr><td colspan="4">REAGENTS</td></tr><tr><td>Nome do Reagente/Material</td><td>Número</td><td></td>de catálogo da <td>empresa</td></tr><tr><td>Mycotrol SE </td><td>Laverlam</td><td>4167</td><td></td></tr><tr><td>Ágar nobre</td><td>Sigma</td><td>A5431-250G</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina G sal de sódio</td><td>Sigma</td><td>P3032-25MU</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri (100 x 15 mm)</td><td>Fisher</td><td>08-757-12</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri (60 x 15 mm)</td><td>Fisher</td><td>08-757-13A</td><td></td></tr><tr><td>Ágar dextrose de batata</td><td>Difco</td><td>213400</td><td></td></tr><tr><td>Alvejante regular (NaOCl)</td><td>CLOROX</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Sal de sulfato de estreptomicina</td><td>Sigma</td><td>S6501-25G</td><td></td></tr><tr><td>Tetraciclina</td><td>Sigma</td><td>T3258-25G</td><td></td></tr><tr><td>Marmelo triplo (NPK)</td><td>ABOCOL</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>X-100</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">EQUIPMENT</td></tr><tr><td>Gabinete de segurança biológica</td><td>NuAire</td><td>NU-425-600</td><td></td></tr><tr><td>Hemocitômetro</td><td>Fisher</td><td>02-671-10</td><td></td></tr><tr><td>Leica DM LB microscópio</td><td>Leica</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

estabelecer entomopatógenos fúngicas como endófitos: rumo controle biológico endofítico

Establishing Fungal Entomopathogens as Endophytes: Towards Endophytic Biological Control

Beauveria bassiana é um entomopatógeno fúngico com a capacidade de colonizar plantas endofíticamente. Como um endófito, B. bassiana podem desempenhar um papel na protecção de plantas a partir de herbivoria e doença. Este protocolo demonstra dois métodos de inoculação para estabelecer B. bassiana endofíticamente no feijão comum (Phaseolus vulgaris), em preparação para avaliações subseqüentes de controle biológico endofítica. As plantas são cultivadas a partir de sementes esterilizadas na superfície, durante duas semanas antes de receberem a B. bassiana tratamento de 10 8 conídios / ml (ou água) aplicado quer como uma pulverização foliar ou uma rega do solo. Duas semanas depois, as plantas são colhidas e suas folhas, caules e raízes são colhidas amostras para avaliar a colonização de fungos endofíticos. Para isso, as amostras foram individualmente superfície esterilizada, cortadas em secções múltiplas, e incubados em meio de batata dextrose ágar durante 20 dias. A mídia é inspecionado a cada 2-3 dias para observar o crescimento de fungos comoassociada com seções de plantas e registrar a ocorrência de B. bassiana para estimar a extensão da sua colonização endofítica. As análises de sucesso inoculação comparar a ocorrência de B. bassiana dentro de uma parte determinada planta (folhas, caules ou seja, ou raízes) entre os tratamentos e controles. Para além do método de inoculação, o resultado específico da experiência pode depender da espécie alvo ou variedade de culturas, as espécies de fungos entomopatógenos estirpe ou isolar utilizado, e as condições de crescimento da planta.

B. bassiana foi capaz de colonizar endofíticamente-p vulgaris, em resposta aos tratamentos com inoculação demonstrado (Figura 1). Ambas as pulverizações foliares e de solo poções resultou na colonização endofítica por B. bassiana, em mais de 80% das plantas tratadas (Figura 2). No entanto, a extensão da colonização depende da parte da planta avaliada eo método de inoculação utilizado. Folhas respondem melhor a inoculações de pulverização. Raízes, por outro lado, respondeu apenas a inoculações rega. Finalmente, caules responderam de forma semelhante para ambos os métodos de inoculação. B. bassiana não foi detectada em qualquer uma das secções de controlo de plantas. Independente do tratamento, outros endófitos que B. bassiana cresceu de 15% das secções de plantas avaliadas, mas eles foram dissecados a partir de placas de meios antes que pudessem invadir secções vizinhas e influenciar os resultados. Estações de tratamento e controle foram visivelmente indistinguíveis duas semanas após a inoculação. Não foram detectadas diferenças em seu peso seco e na sua altura. <img src="/files/ftp_upload/50360/50360fig1.jpg" alt="Figura 1"/> Figura 1. Os resultados representativos de inoculação sobre a colonização endofítica de plantas de feijão (Phaseolus vulgaris cv Calima.) Por Beauveria bassiana superior esquerdo:. Controle de placas com nenhum crescimento. Superior direito: endófito fúngica de uma seção planta contaminando placa inteira. Canto inferior esquerdo: B. bassiana crescente a partir de duas partes da instalação. Inferior direito: endofítico B. bassiana e conidióforos como visto sob um microscópio. <img src="/files/ftp_upload/50360/50360fig2.jpg" alt="Figura 2" fo:content-width="4.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50360/50360fig2highres.jpg"/> Figura 2. Efeito da inoculação na colonização endofítica de beaplantas n (Phaseolus vulgaris cv. Calima) por Beauveria bassiana, duas semanas após a inoculação com a estirpe. GHA colonização por cento representa o número de secções de plantas colonizadas, dividido pelo número de secções de cultura.

Este protocolo demonstra dois métodos de inoculação de introduzir o entomopatógeno fungos<em&gt; Beauveria bassiana</em&gt; Como um endófito em feijoeiro (<em&gt; Phaseolus vulgaris</em&gt;), Em preparação para avaliações subseqüentes de controle biológico endofítica.

Estabelecer Entomopatógenos fúngicas como endófitos: Rumo Controle Biológico endofítico

 Beauveria bassiana is a fungal entomopathogen with the ability to colonize plants endophytically. As an endophyte, B. bassiana may play a role in ...

Olá. Meu nome é Ush Parsa e sou entomologista da SEA no Centro Internacional de Agricultura Tropical. Eu sou ViiV Artiz, também do Centro Internacional de Agricultura Tropical, e sou Fernando Vega do Departamento de Agricultura dos Estados Unidos. O objetivo geral deste vídeo é demonstrar como facilitar e verificar o estabelecimento de um fungo como patógeno.Como um endófito, é comum na natureza encontrar um inseto ou um ácaro infectado com um fungo patogênico, e há uma longa história no uso desses fungos entomopatogênicos como pesticidas biológicos. Mais recentemente, fungos entomopatogênicos foram ocasionalmente encontrados infectando plantas, mas sem produzir quaisquer sintomas aparentes de sua presença. Essa descoberta indica seu potencial uso como endófitos protetores contra pragas agrícolas.Para explorar esse potencial, é essencial, em primeiro lugar, desenvolver um método de inoculação que estabeleça de forma confiável um patógeno fúngico como endófito em uma cultura-alvo. B. bassiana é um dos patógenos fúngicos mais estudados e está prontamente disponível comercialmente como um pesticida. Esse fungo já foi detectado como endófito em muitas espécies vegetais, incluindo banana, café e noz-moscada.Evidências recentes sugeriram que o B. bassiana tem potencial para proteger plantas não apenas contra pragas artrópodes, mas também contra alguns patógenos vegetais. Os mecanismos que explicam essa proteção de amplo espectro são pouco compreendidos. Ainda na área da válvula tic, podem oferecer perspectivas para culturas que não possuem resistência genética a uma praga ou patógeno, mas para culturas que normalmente sofrem ataques simultâneos de múltiplos inimigos, o caso comum de fas vulgaris é um exemplo primordial.Pode ser afetado por mais de 400 pragas e 200 patógenos, cujo ataque é considerado o fator mais limitante para a produção de feijão em diversas regiões. Por esta razão, acreditamos que o feijão-comum pode ser uma cultura promissora para examinar o potencial protetivo do Endo bbar. Como primeiro passo nessa direção, Arvid demonstra a eficácia de pulverizações foliares e aplicação no solo como métodos de inoculação para estabelecer o Bana como um endófito.As sementes de feijão-comum da variedade TOMA são esterilizadas na superfície por meio de imersão por dois minutos em hipoclorito de sódio a 0,5%, seguida por imersão por dois minutos em etanol a 70% e três lavagens em água destilada estéril para garantir o sucesso da esterilização. Uma amostra de cem microlitros da água de lavagem é plaqueada em uma placa de Petri de 100 milímetros com meio PDA e incubada no escuro por 10 dias a 25 graus Celsius. O experimento deve ser abortado e reiniciado se crescimento microbiano for observado nestes controles.Sementes são semeadas em grupos de três em vasos com 11,5 centímetros de largura, contendo uma mistura de solo e areia esterilizada por vapor na proporção de dois para um. As plantas são cultivadas em condições controladas a 25 °C, 50% de umidade relativa e um fotoperíodo de 12 horas com intensidade luminosa de 9.200 lux por semana após a germinação. As plantas são desbudas para uma por vaso para garantir vigor e eliminar competição.São irrigadas conforme necessário a cada dois ou três dias e fertilizadas 10 e 20 dias após o plantio com uma solução aquosa de fertilizante NPK a seis gramas por litro. Para garantir a uniformidade genética dos nossos fungos, os isolados devem ser obtidos a partir de culturas unicelulares canadenses. Se a fonte do fungo for um inseto com micoses, levamos o espécime para a cabine de fluxo laminar e utilizamos um alça de inoculação para transferir uma pequena amostra do fungo esporulado DYS para o meio PDA.Transferências subsequentes para novas placas de meio podem ser necessárias para remover contaminantes assim que um fungo-alvo crescer e esporular em um cultivo limpo. A pequena amostra de edia suspensa em um mililitro de uma solução aquosa de 0,1% de Triton X-100 e vortex tritton Exus é um agente tensoativo que reduz a tensão superficial da água e permite que a edia se disperse. Uma alíquota de 100 microlitros dessa suspensão é espalhada sobre uma placa de Petri de 100 milímetros contendo uma camada fina de 2,5% de ágar nobre, o que permitirá a visualização da edia em seu estereoscópio.A placa é incubada à temperatura ambiente por 24 horas no escuro, após o que um único meio de germinação de caneta é transferido para a placa de meio com PDA e deixado crescer por três a quatro semanas, até cobrir completamente a placa de meio e produzir esporos. Este método fornece um cultivo puro do fungo para experimentos subsequentes. Para esta demonstração, utilizamos um cultivo puro de Bavaria bassiana, uma linhagem GH HA, obtida a partir do produto comercial Microt.O inóculo é preparado em condições estéreis. Em uma cabine de fluxo laminar, utilizamos uma espátula estéril para raspar aproximadamente um grama do crescimento fúngico da superfície do meio e suspender em 10 mililitros de Triton X a 0,1% estéril. A suspensão é vortexada por um minuto e filtrada através de gaze estéril para separar a canadia da Hy-Vee. Este passo resulta em uma suspensão concentrada que precisa ser ajustada para uma concentração final de 10 elevado a oito cédias por mililitro para as inoculações.Primeiro, a concentração do estoque é estimada em uma diluição seriada que facilita a contagem de kedia. Em um hemocitômetro, 100 microlitros do estoque são diluídos em 900 microlitros de Triton X 0,1% e vortexados, resultando em uma diluição de um para dez. O procedimento é repetido seriamente mais três vezes para obter uma diluição de um para 10.000.Kédias estarão presentes em números extremamente elevados na primeira diluição e em números baixos que podem ser facilmente contados na última diluição. Cada uma das duas câmaras do citômetro de Hema é carregada com 10 microlitros da diluição um em 10.000 e colocada sob um microscópio para contagem de kédias. A área graduada do citômetro de Hema consiste em nove quadrados grandes, cada um contendo 100 nanolitros ou 0,0001 mililitros, respectivamente.Para estimar a concentração de ED na amostra, contamos e calculamos a média dos ED nos quatro grandes quadrados dos cantos de cada câmara e dividimos essa média por 0,0001. Multiplicando essa concentração pelo fator de diluição de 10.000, obtemos a concentração do estoque, agora utilizada para calcular o volume final ao qual o estoque deve ser ajustado. Para obter a inoculação de 10³⁸ ED por mililitro, aplicamos a fórmula.O volume final equivale ao volume do estoque multiplicado pela concentração do estoque dividido pela concentração final. Em nossa demonstração, o estoque precisa ser ajustado para um volume final de 195,5 mililitros para atingir a concentração desejada. Antes de usar o inóculo, é importante realizar um teste de germinação para avaliar a viabilidade do canal.Para este teste, colocamos 100 microlitros da diluição um em 10.000 em uma placa de Petri de 100 milímetros com 2,5% de ovo nobre ou meio de cultura. A amostra é espalhada sobre a superfície do meio com uma haste de vidro estéril e incubada no escuro a 25 graus Celsius por 24 horas. A viabilidade é avaliada ao microscópio pela estimativa do percentual de quias com tubo germinativo em crescimento.Para três amostras aleatórias de 100 canadenses, a suspensão canadense pode ser usada para inoculações apenas se a germinação média for superior a 90%. Nesta demonstração, observamos uma germinação média de 97%. Demonstraremos dois métodos de inoculação: pulverizações foliares e drenches de solo, ambos aplicados quando as plantas atingem o estágio da primeira folha verdadeira. Aproximadamente 14 dias após o plantio, o método de pulverização foliar é realizado com um atomizador manual, direcionando a suspensão cial à superfície adaxial ou superior das folhas até que fiquem saturadas. O topo de cada vaso é coberto com papel alumínio para evitar o escoamento da suspensão para o solo. Após a pulverização, cada planta é coberta com um saco plástico por 24 horas para manter níveis elevados de umidade, facilitando a invasão fúngica.O método de inoculação por rega do solo é realizado na capacidade de retenção de água do solo. Aproximadamente 24 horas após a irrigação das plantas até saturação do solo, 10 mililitros de uma suspensão cial são aplicados sobre a superfície do solo. Na base da planta controle, é aplicado Triton X a 0,1% esterilizado, da mesma forma que nos respectivos tratamentos correspondentes.As plantas são devolvidas às câmaras de crescimento e dispostas em delineamento de blocos completos casualizados, com três repetições por tratamento. Avaliamos o estabelecimento duas semanas após as inoculações, um bloco por vez. As plantas são cuidadosamente colhidas e lavadas individualmente em água corrente da torneira, proveniente de cada planta.Coletamos duas folíolos, duas amostras de raiz e duas amostras de caule. Os folíolos são selecionados aleatoriamente a partir da primeira folha verdadeira da planta e cortados em quadrados. Amostras com cerca de três centímetros de comprimento são obtidas da região mediana da planta e de perto da superfície do solo. Amostras da raiz principal com comprimento semelhante são obtidas da região mediana da raiz e a um centímetro atrás do ápice radicular.Cada amostra é individualmente esterilizada na superfície em uma cabine estéril com hipoclorito de sódio a 0,5% durante dois minutos, seguido por etanol a 70% por dois minutos e lavada três vezes com água destilada estéril antes de ser deixada secar. Em papel toalha estéril, a amostra esterilizada é então cuidadosamente dissecada para descartar sua borda externa, onde os endófitos podem ter sido eliminados devido ao contato com os desinfetantes. A amostra aparada é então cortada em seções menores com tamanho médio de seis por seis milímetros para folhas e seis milímetros de comprimento para caules e raízes.Os segmentos são semeados em placas de Petri de 60 milímetros contendo BDA suplementado com os antibióticos tetraciclina, estreptomicina e penicilina, cada um a dois miligramas por litro. Por fim, as placas são seladas com parafina e incubadas no escuro a 25 graus Celsius. A água de enxágue é trocada após o processamento de cada bloco, mas antes de uma amostra de 100 microlitros ser semada em uma placa de Petri de 100 milímetros, em meio BDA, e incubada por 10 dias a 25 graus Celsius para determinar se a serialização foi bem-sucedida.Se houver qualquer crescimento neste controle, o bloco é descartado e não é considerado para análise. As placas são inspecionadas a cada dois ou três dias durante 20 dias para observar e registrar o crescimento fúngico. Seções colonizadas das plantas são excisadas e transferidas individualmente para novas placas de meio de cultura para evitar a contaminação de seções vizinhas.O crescimento de B. bassiana é registrado com base em micélios brancos densos característicos, tornando-se creme a amarelo-pálido na borda. Quando houver dúvida, a amostra é montada em uma gota de água sobre um microscópio de luz e examinada quanto à presença de hifas globosas e em forma de zigue-zague, características da espécie, no mesmo dia em que a colonização é avaliada. Também estimamos o impacto de nossos tratamentos no crescimento das plantas.Primeiro, medimos a altura da planta desde a base até o topo do ponto de crescimento. Em seguida, desenterramos e lavamos cuidadosamente as plantas em água da torneira e as deixamos secar a 45 graus Celsius por três dias para medir seu peso seco. Para esta demonstração, realizamos o experimento completo duas vezes para obter resultados representativos.Os dois métodos de inoculação resultaram na colonização por Bana em mais de 80% das plantas tratadas. No entanto, a extensão da colonização dependeu da parte da planta avaliada e do método de inoculação utilizado. As folhas responderam melhor.As inoculações por pulverização nas raízes, por outro lado, responderam apenas às inoculações por imersão. Por fim, os caules responderam de maneira semelhante a ambos os métodos de inoculação. Bana não foi detectado em nenhuma das seções vegetais controladas, independentemente do tratamento, exceto por endofíticos Bana agrupados a partir de 15% das seções vegetais avaliadas, mas eles foram dissecados a partir das placas de meio antes que pudessem invadir seções vizinhas e influenciar nossos resultados.Plantas tratadas e controles eram indistinguíveis à vista duas semanas após as inoculações, e nenhuma diferença significativa foi detectada em seu peso seco e em sua altura. Muitos fatores podem influenciar um resultado específico de um experimento para estabelecer um patógeno endofítico como um efeito final. Como este vídeo demonstra, o método de inoculação é um desses fatores biológicos; outros fatores a considerar incluem a espécie ou cultivar da cultura selecionada e a escolha da espécie ou isolado do patógeno OMA; outros fatores a considerar para manipulação incluem a concentração do inóculo, a idade da planta durante as inoculações e as condições de crescimento da planta.O objetivo final desses experimentos deve ser desenvolver um tratamento eficiente que forneça resistência sistêmica duradoura contra INE ou doenças. Quando você estiver pronto para testar a resistência mediada por endófitos, recomendamos que assista a um vídeo que caracteriza os mecanismos de resistência herbácea, também publicado no Journal of Visualized Experiments. Esteja ciente de que endófitos são muito comuns em plantas e provavelmente influenciarão sua capacidade de estabelecer e detectar persistentemente um fungo patogênico-alvo como um endófito.Esperamos que você ache esta demonstração útil. Boa sorte com seus experimentos.

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioengenharia

Aqui, relatamos os diferentes estágios envolvidos no desenvolvimento baseado no conhecimento de um efetivo microssecticida, incluindo o isolamento, identificação, triagem e seleção do fungo entomopatogênico "melhor ajustado", Metarhizium anisopliae , para controle de pragas de insetos na agricultura .

Desenvolvimento de<em&gt; Metarhizium anisopliae</em&gt; Como um Mycoinsecticide: do isolamento ao desempenho do campo

Aqui apresentamos um protocolo baseado no sistema de isca mealworm (Tenebrio molitor)-isca que foi utilizado para isolar e selecionar fungos entomopatômicos (EPF) a partir de amostras de solo. Uma fórmula eficaz de número de conidia (ECN) é usada para selecionar EPF tolerante ao alto estresse com base em características fisiológicas para controle microbiano de pragas no campo.

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Fungos entomopatômicos ganharam importância como agentes de controle biológico de pragas de insetos agrícolas. Neste estudo, a produção em massa de um número suficiente de propagules infecciosos resilientes de isolados sul-africanos tanto de Metarhizium robertsii quanto de M. pinghaense para aplicação comercial contra pragas de insetos foi realizada com sucesso utilizando produtos agrícolas de grãos.

Produção em massa de Fungos Entomopatômicos, Metarhizium robertsii e Metarhizium pinghaense, para Aplicação Comercial Contra Pragas de Insetos

Colônias fúngicas entomopatômicas são isoladas de amostras de solo tropical usando isca tenebrio , isca de Galleria , bem como meio artificial seletivo, ou seja, ágar de dextrose de batata enriquecido com extrato de levedura suplementado com clorofenicol, tiaabzolendae e ciclohexmida (meio CTC).

Comparação de métodos para isolar fungos entomopatômicos de amostras de solo

Os nematoides entomopatômicos vivem em simbiose com bactérias e, juntos, infectam com sucesso insetos, minando seu sistema imunológico inato. Para promover pesquisas com base genética na infecção por nematoides, são descritos métodos de manutenção e manipulação genética de nematoides entomopatômicos.

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Devido à opacidade do solo, as interações entre seus micróbios constituintes não podem ser facilmente visualizadas com resolução celular. Aqui, são apresentadas duas ferramentas microfluidas, que oferecem novas oportunidades para investigar interações fúngicas-microbianas. Os dispositivos são versáteis e simples de usar, permitindo alto controle espesso e imagens de alta resolução no nível celular.

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O presente artigo tem como objetivo fornecer protocolos detalhados e adequados para o isolamento de fungos endofíticos associados a plantas, preservação a longo prazo de isolados, caracterização morfológica e extração de DNA total para posterior identificação molecular e análises metagenômicas.

Isolamento, caracterização e extração de DNA total para identificação de fungos endofíticos em plantas micoheterotróficas

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Avaliação do Efeito Afidicida de Fungos Entomopatogênicos Contra Insetos Partenogenéticos, Pulgão Mostarda, Lipaphis erysimi (Kalt.)

Aqui apresentamos um protocolo para obtenção de fungos entomopatogênicos de uma broca florestal e uma forma substitutiva de avaliar suas atividades entomopatogênicas usando um inseto modelo coleóptero. Este método é eficiente e conveniente para explorar recursos fúngicos entomopatogênicos de pragas de insetos perfuradores de madeira em florestas naturais.

Isolamento, Identificação Comportamental e Avaliação de Patogenicidade de Fungos Entomopatogênicos de uma Broca da Madeira Florestal

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Identificação guiada por bioensaio de produtos naturais para biocontrole por cromatografia em camada delgada - bioautografia direta

Um protocolo de bioensaio de folhas destacadas foi estabelecido para tripes de pimenta de criação massal usando um método de folhas destacadas modificado em recipientes de vidro contendo ágar, garantindo alta sobrevivência e desenvolvimento sincronizado. Este sistema permite a triagem eficiente da virulência de fungos entomopatogênicos contra larvas de 2ºínstar e fornece um suprimento confiável de tripes para avaliações de laboratório, estufa e campo.

Estabelecimento de um sistema de criação de tripes de pimenta (Scirtothrips dorsalis Hood) para triagem de virulência de fungos entomopatogênicos

Aprenda métodos de inoculação para estabelecer Beauveria bassiana como endófito em feijoeiro comum (Phaseolus vulgaris). Este protocolo demonstra pulverização foliar e drenagem no solo para controle biológico de pragas agrícolas.

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