Name: Isolamento de microrganismos do solo nativas com potencial para romper as biodegradáveis Palha filmes plásticos usados na agricultura (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-05-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 38 s
Description: Aprenda a isolar fungos e bactérias nativas do solo que colonizam e degradam filmes plásticos biodegradáveis usados na agricultura. Este método ajuda pesquisadores a estudar a biodegradação microbiana.

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Dr. Stephen Alderman, Dr. David Leaf e Erin Macri é reconhecido agradecimento por ajuda com microscopia. Esta pesquisa foi financiada através de uma doação da Iniciativa de Pesquisa NIFA Specialty Crops, USDA SCRI-SREP Grant Award No. 2009-02484. Briana Kinash, Kevin Kinloch, Megan Leonhard Joseph McCollum, Maria McSharry e Nicole Pálido prestou assistência técnica excelente e discussões atenciosas.

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Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

O procedimento aqui descrito representa uma técnica de primeira passagem para o isolamento de potenciais degradadores BDM partir do solo, e foi utilizado com sucesso o isolamento de fungos de BDMs enterrados no solo, durante sete meses. Fungos cresceram quando reinoculados em material de BDM fresco do mesmo tipo, que indica que os fungos isolados eram efectivamente colonizadores, e que as películas não foram inibidoras para o crescimento fúngico. Isolamento de fungos plástico de degradação e bactérias potencialmente pod...

Degradação tem sido historicamente considerada um atributo indesejável de polímeros plásticos, porque quebra reduz a vida útil do produto e durabilidade. Recentemente, a consciência dos problemas ambientais apresentados por resíduos de plástico no meio ambiente natural 1,2,3 fez plásticos biodegradáveis ​​uma alternativa atraente para materiais plásticos convencionais. A degradação (definida como alterações estruturais, a fragmentação e redução do peso molecular, a integridade e força 4,5) ocorre através de uma série de eventos, incluindo ambos os processos abióticos (tensão térmica, foto-oxidação, a hidrólise, a erosão ea tensão mecânica), e degradação biológica 6. Enquanto os processos abióticos pode alterar o tamanho do fragmento e as características dos plásticos, os microorganismos são necessários para a sua mineralização final a água e dióxido de carbono (em condições aeróbicas) e / ou metano (sob condições anaeróbicas). Um nicho substancial paraplásticos biodegradáveis ​​existe na agricultura, onde coberturas de plástico são usados ​​para impedir o crescimento de ervas daninhas, para manter a humidade do solo e para aumentar a temperatura do solo 7,8. Centenas de milhares de hectares nos Estados Unidos só são cobertos com coberturas de plástico nove, incluindo coberturas compostas de plástico biodegradável. Após uma época de cultivo, as opções para a eliminação de coberturas biodegradáveis ​​(BDMs) incluir a eliminação em aterro, incineração para recuperação de energia 10, a degradação via compostagem, ou degradação no solo após o preparo 11. Destes, o destino menos trabalhoso é arar BDMs no solo, mas sem degradação eficiente e mineralização durante os meses de não-colheita (geralmente no inverno), fragmentos de plástico podem permanecer e interferir com equipamentos agrícolas durante o cultivo e plantio de primavera, e persistem no ambiente onde elas impactam significativamente fauna, flora e microbiota 1,2,3,10. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Apesar de muitos produtos de plástico, incluindo filmes de cobertura para solos agrícolas, de trazer o rótulo &quot;biodegradável&quot; ou &quot;compostável&quot;, na prática, a degradação e mineralização pode ser muito ineficiente e / ou muito incompleto para decomposição no solo a ser um alternativa viável para a eliminação destes produtos. Por exemplo, os polietilenos oxobiodegradáveis ​​conseguida apenas 12,4% mineralização após um ano de resistência e três meses subsequentes em 58 ° C do composto e menos do que metade dessa quantidade de mineralização ocorreu quando a temperatura do composto foi de 25 ° C 12. No inverno, a temperatura do solo na maioria dos locais seria menor do que qualquer uma dessas temperaturas, presumivelmente resultando em ainda menor atividade microbiana e, conseqüentemente, menor mineralização. Além de diminuir as taxas de degradação, mau uso do termo &quot;biodegradável&quot; levou a desconfiar destes produtos por parte dos consumidores 13,14, incluindo aqueles na indústria agrícola. A biodegradação é a conversãode polímeros para o dióxido de carbono (e / ou metano) e água 14 por microrganismos que ocorrem naturalmente 4. Portanto, a biodegradação deve ser medido quimicamente, a associação física dos microorganismos com um substrato não implica a degradação microbiana do material. Como parte de um esforço para examinar o uso sustentável dos BDMs na agricultura, este estudo centrou-se na descoberta de microrganismos nativos de solos agrícolas que colonizam e degradar BDMs comercialmente disponíveis. Métodos de ensaio normalizados foram publicados para medir quimicamente a composição de plásticos biodegradáveis ​​por meios abióticos e biológicos 15,16,17. No entanto, estes métodos não resolvem degradação de plásticos por espécies microbianas individuais ou fornecer métodos para o seu isolamento. A metodologia aqui se assemelha mais de perto os métodos padronizados para avaliar plásticos para a resistência à ruptura microbiana após a inoculação de amostras com os esporos dos fungos18,19. Quando as formulações são conhecidos de plásticos e uma fonte de matéria-prima está disponível, o plástico em pó pode ser suspensa em meio à base de agar e degradação determinadas pela visualização de zonas de compensação 13. Este método já foi utilizado anteriormente para identificar microorganismos que degradam polímeros, tais como o poliuretano 20, poli-(butileno succinato-co-adipato) 21, e poli (ácido láctico) 22. Um processo semelhante envolve a suspensão de plástico em pó puro em meio líquido, onde o plástico é a única fonte de carbono 20,23. Embora estes métodos possuem a vantagem de um sistema definido, mal eles imitam degradação in situ de BDMs. Em primeiro lugar, a área de superfície é distribuído de forma diferente, porque BDMs não são dispersos em pequenas partículas por toda a matriz do solo, mas sim, vendidos e usados ​​como filmes. Em segundo lugar, a composição química do BDMs é diferente a partir de polímeros puros. BDMs geralmente conter aditivos tais comoagentes de enchimento, plastificantes, e corantes, e estes aditivos poderão afectar o crescimento microbiano e, portanto, a taxa de mineralização. Por esta razão, e porque a composição de certos filmes comerciais neste estudo foram, película plástica, na sua forma proprietária campo pronta foi utilizada para o isolamento de fungos e bactérias. Para simplificar, os métodos abaixo descritos são apenas para os fungos, com as modificações observadas onde apropriado para isolamentos bacterianos. Em um estudo recente 24, três BDMs comercialmente disponíveis e um filme experimental foram usados ​​em locais agrícolas em três diferentes regiões dos Estados Unidos para um período de crescimento, e posteriormente colocadas em mesh (250 mícron) malas e enterrado por um inverno no solo nos mesmos locais. Os 250 mícron aberturas de malha permitir hifas fúngicas penetrar, excluindo a maioria das raízes e fauna do solo e minimizar a invasão do solo 25,26. Materiais de nylon saco de evitar a degradação do solo. Após escavação, fungal isolados foram recuperados a partir de pedaços BDM e avaliada para crescimento em meio mínimo, sem uma fonte de carbono, excepto para o agar e de 5 cm x 5 cm quadrados de superfície de película desinfestadas BDM novo, não utilizado, que foi pré-autoclavado. A maioria dos filmes plásticos usados ​​como não pode ser esterilizado, sem perda da integridade, assim luz UV foi utilizado para matar as células microbianas que residem nos plásticos. ISO 19 846 recomenda-desinsectização superfície em 70% de etanol e subsequente secagem, mas se utilizar este método, deve-se assegurar que nenhum componente ou aditivo da película é afectada negativamente pelo etanol. Desde BDMs presumivelmente são fabricados para suportar a luz solar, os raios UV foi escolhida como método de descontaminação. Os isolados que cresciam em pedaços BDM melhor do que em meio mínimo sozinho foram seleccionados para estudo posterior. Agar, um polissacárido produzido por algas marinhas, é utilizado para solidificar meios microbianos porque ele normalmente não é utilizado por metabolicamente agricolamente e não medicamentemicroorganismos capazes, no entanto, ágar-hidrolisantes enzimas têm sido isolados a partir de bactérias e bactérias marinhas 27 hidrolisável agar também foram isoladas a partir do solo 28. BDM polímeros e ágar É esperado que sejam substratos raras para enzimas secretadas pelos fungos do solo, o que não evoluíram em ambientes que contêm esses polímeros, como potenciais fontes de nutrientes, mas ambos os substratos estão presentes na placa de bioensaio aqui descritas (Passo 7). Fungos que utilizam BDMs agar, mas não como uma fonte de carbono pode ser diferenciado a partir de fungos, que utilizam apenas de ágar, por meio da comparação do crescimento em meio solidificado com ágar contendo i) sem adição de fonte de carbono, excepto ágar (controlo negativo), ii) filmes BDM (experimental) e iii) a glicose (controle positivo). O crescimento de todas as amostras é esperado em meio mínimo e glicose; fungos não proveniente de glicose contendo placas poderão não ser capazes de crescer em meio mínimo específico utilizado na experiência. Potengiai BDM degradadores deve crescer em agar solidificado meio mínimo + filme BDM melhor do que crescem em meio solidificado com ágar mínimo sozinho. Os fungos crescem em placas de meio mínimo de agar são-degradadoras ou oligotrophs, e também devem crescer no ágar relacionado com BDM filmes em placas de bioensaio, mas não nas próprias películas (a menos que por acaso também degradam polímeros BDM). Para eliminar a possibilidade de ver o crescimento microbiano devido à utilização de ágar e não da BDMs, seguimos o nosso ensaio inicial para a colonização BDM em placas de agar com um bioensaio em meio de caldo definida (Passo 9). BDM peças representada a fonte de carbono conhecida apenas nos tubos de bioensaios. Após a triagem inicial, e sobre reviver stocks glicerol dos isolados, alguns formados micélio escasso, mas visível em meio líquido definido contendo nenhuma fonte de carbono conhecido. Estes resultados sugerem que alguns dos isolados foram adquiridos oligotrophs - organismos que crescem por varrimento muito pequenas quantidades de carbono, azoto e outros nutrientes dissolvidos, quer em meio aquoso ou que existe como materiais voláteis no ar 29,30,31. Identificação das espécies através de análise de DNA ribossomal 18S apoiado este ponto de vista, como muitos dos isolados correspondentes gêneros de fungos relatado anteriormente para expor oligotrofia 32. Oligotrophs, que são vulgarmente saprófitas, requerem um amplo leque de capacidades metabólicas para a utilização do substrato numa gama de ambientes de 30. Assim, não é de estranhar que os mesmos fungos isolados de nós BDMs (presumivelmente exigindo capacidades enzimáticas incomuns) demonstraram capacidades oligotróficas, e foram capazes de crescer em traços de contaminantes, como óleos de pele de impressões digitais, poeira ou traço voláteis no ar. Devido ao isolamento de oligotrophs, concluiu-se que o crescimento sobre uma superfície BDM por si só não pode ser usada para inferir a ruptura de BDM. Os métodos descritos aqui refletem os nossos esforços para screen colonizadores BDM nativas de solos agrícolas para a quebra BDM bona fide.

<table><tbody><tr><td>Ágar Batata Dextrose</td><td>Becton Dickinson</td><td>8X05491</td><td></td></tr><tr><td>Ágar</td><td>Fisher</td><td>BP 1423-2</td><td></td></tr><tr><td>Cloranfenicol</td><td>Acros Organics</td><td>200-287-4</td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldeído</td><td>Electon Microscopy Sciences</td><td>16216-10</td><td>Peneira</td></tr><tr><td>Molecular Tóxica</td><td>Fisher</td><td>M-8892</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Pharmco-Aaper</td><td>E200</td><td></td></tr><tr><td>Contrex</td><td>Decon Labs, Inc.</td><td>5204</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>Pechiney Plastic Packaging</td><td>S37440</td><td></td></tr><tr><td>Sais minerais para tampões e meios</td><td>Fisher</td><td>Vários</td><td>Vários fornecedores vendem esses reagentes</td></tr></tbody></table>

isolamento de microrganismos do solo nativas com potencial para romper as biodegradáveis ​​palha filmes plásticos usados ​​na agricultura

Isolation of Native Soil Microorganisms with Potential for Breaking Down Biodegradable Plastic Mulch Films Used in Agriculture

Fungos nativas em solos agrícolas que colonizaram mulch (BDM) filmes biodegradáveis ​​disponíveis comercialmente foram isolados e avaliados quanto ao potencial de degradar plástico. Normalmente, quando as formulações são conhecidos de plásticos e uma fonte de matéria-prima está disponível, o plástico em pó pode ser suspensa em meio à base de agar e degradação determinadas pela visualização de zonas de compensação. No entanto, esta abordagem pouco imita degradação in situ de BDMs. Primeiro, BDMs não são dispersas na forma de partículas pequenas em toda a matriz do solo. Em segundo lugar, BDMs não são vendidos comercialmente como polímeros puros, mas sim como filmes contendo aditivos (por exemplo agentes de enchimento, plastificantes e corantes) que podem afectar o crescimento microbiano. Os procedimentos aqui descritos foram usados ​​para os isolados obtidos a partir de filmes de cobertura do solo enterrado. Isolados fúngicos adquiridos de BDMs escavados foram testados individualmente para o crescimento em pedaços de novos BDMs desinfestadas estabelecidas sobre meio definido contendo nenhuma fonte de carbono eXCEPT ágar. Os isolados que cresciam em BDMs foram ainda testados em meio líquido onde BDMs foram a única fonte de carbono adicionado. Depois de aproximadamente 10 semanas, colonização e degradação BDM foram avaliadas por microscopia eletrônica de varredura. Isolados foram identificados através da análise de seqüências de genes de RNA ribossômico. Este relatório descreve métodos para isolamento de fungos, bactérias, mas também foram isolados utilizando esses métodos, substituindo os meios adequados para as bactérias. Nossa metodologia deve ser útil para os estudos que investigam quebra de filmes plásticos intactos ou produtos para os quais matérias-primas plásticas são desconhecidos ou não disponível. No entanto, nossa abordagem não fornece um método quantitativo para comparar as taxas de degradação da BDM.

Em um estudo recente 24, quatro repetições cada uma das três BDMs comercialmente disponíveis rotulados como &quot;biodegradáveis&quot;, além de um filme experimental e um controle de plástico convencional, foram colocadas sobre o solo como cobertura morta para a produção de tomate, na primavera de 2010, em Mount Vernon, WA, Knoxville, TN, e Lubbock, TX. No outono de 2010, quadrados BDM filme foram cortadas de cada resistido bagaço, em quatro parcelas de replicar, e do solo nativa removida imediatamente abaixo...

Filmes plásticos rotulados como &quot;biodegradável&quot; estão disponíveis comercialmente para uso agrícola como coberturas. Preparo representa um método de eliminação atraente, mas a degradação sob condições de campo é mal compreendida. O objetivo deste estudo foi desenvolver métodos para isolar fungos de solo nativo e bactérias que colonizam filmes mulch plástico após o enterro de campo.

Isolamento de microrganismos do solo nativas com potencial para romper as biodegradáveis ​​Palha filmes plásticos usados ​​na agricultura

Fungi native to agricultural soils that colonized commercially available biodegradable mulch (BDM) films were isolated and assessed for potential to ...

O objetivo geral do experimento a seguir é isolar fungos e bactérias do solo que colonizam e degradam filmes de cobertura biodegradável. Isso é alcançado primeiramente incubando filmes de cobertura biodegradável em sacos de malha no solo por tempo suficiente para permitir uma colonização substancial por microrganismos nativos do solo. Após a incubação, as coberturas são extraídas e submetidas ao método de diluição em placas, o que resulta em colônias isoladas individuais de cada tipo cultivável de microrganismo intimamente associado.Em seguida, os microrganismos isolados são repicados em superfícies frescas, em coberturas orgânicas desinfetadas e biodegradáveis, bem como em placas de ágar com ou sem fonte de carbono. Para comparar o crescimento, os resultados são posteriormente confirmados em meio líquido. Os resultados mostram colonização e/ou degradação por certos isolados, com base em microscopia eletrônica de varredura, e podem ser verificados por cromatografia de exclusão por gel.Não se esqueça de que trabalhar com isolados fúngicos e bacterianos não identificados pode ser perigoso, e precauções devem sempre ser tomadas durante este procedimento, como o uso de luvas, vedação de tubos e placas de cultura, e atuar dentro de uma cabine de segurança biológica. Após incubação de pedaços de cobertura morta no solo e preparação do meio e reagentes de acordo com o protocolo descrito, corte novos pedaços de cobertura morta em quadrados de 4,25 centímetros para descontaminar os pedaços. Autoclave-os se isso não alterar ou degradar os materiais; para pedaços de cobertura morta não autosterilizáveis, como os feitos de plástico, utilize outros métodos apropriados.Após preparar uma câmara de segurança biológica de acordo com o protocolo descrito, coloque os pedaços de cobertura morta em fileiras dentro da cabine descontaminada e incube-os sob luz ultravioleta por duas horas, utilizando uma pinça esterilizada e limpa, começando pela fileira frontal e avançando em direção à traseira, para evitar colocar as mãos e os braços sobre as superfícies recém-descontaminadas. Vire os pedaços de cobertura morta, colocando o lado desinfestado voltado para baixo sobre uma área limpa, exposta à luz ultravioleta, mas que anteriormente não teve contato com a cobertura morta. Após duas horas de tratamento com UV em cada lado, novamente trabalhando da frente para o fundo.Use pinças estéreis para remover os pedaços de cobertura morta da cabine de segurança biológica e colocá-los em recipientes secos e estéreis tampados, como béqueres cobertos com papel alumínio. Armazene-os em temperatura ambiente, no escuro e sob uma cabine de transferência estéril. Utilizando técnica asséptica, posicione os pedaços de cobertura morta desinfestados com UV sobre a superfície das placas de ágar, apoiando primeiro um canto e, com cuidado, deixando o restante do quadrado rolar até entrar em contato com o ágar.Para filmes não permeáveis à água, coloque quatro gotas de 10 microlitros de meio mínimo semissólido e fundido sobre os cantos dos pedaços de cobertura morta, fornecendo uma fonte de água e nutrientes para a colonização inicial de plásticos hidrofóbicos. Não toque a superfície dos pedaços de cobertura morta. Com a ponta da pipeta, as gotas endurecerão formando esferas.Incube as placas tampadas na posição vertical durante a noite à temperatura ambiente para solidificar. Em seguida, armazene as placas com o lado do ágar voltado para cima, no escuro, a quatro graus Celsius. Todos os materiais necessários para os bioensaios estão agora preparados e você está pronto para iniciar o isolamento de fungos potencialmente degradadores de cobertura morta a partir de pedaços de cobertura enterrados no solo.Retire os sacos de malha do solo e remova os pedaços de cobertura morta dos sacos. Utilize uma espátula e pinça estéreis para remover cuidadosamente o solo em excesso da cobertura morta, sem perturbar o solo aderido à superfície. Corte o filme de CDB em pedaços quadrados de um centímetro até que 0,5 gramas de material sejam recuperados.Para cada transferência de amostra replicada, transfira 0,5 gramas de pedaços de cobertura morta e solo aderido para tubos de cultura de 25 mililitros contendo 9,5 mililitros de PBS. Adicione 0,5 gramas de solo aos tubos controle somente de solo ou às amostras onde a cobertura morta está completamente degradada, a fim de romper quaisquer biofilmes e destacar as células dos pedaços de cobertura morta. Agite os tubos por 30 segundos em velocidade alta, em seguida sonique-os em banho-maria por 10 minutos e volte a agitá-los.Isso deve gerar uma suspensão homogênea de células microbianas associadas aos fragmentos de cobertura morta. Para uma diluição seriada das amostras, prepare um tubo de cultura com 4,5 mililitros de PBS estéril e encha três poços de uma placa de poços profundos com 450 microlitros de PBS por amostra, provenientes dos tubos originais de suspensão.Transfira 0,5 mililitros para os 4,5 mililitros de PBS estéril para obter uma diluição de 5,0 vezes 10 à potência negativa três após vórtex em alta velocidade por 30 segundos; adicione 50 microlitros a 450 microlitros de PBS na placa de 96 poços e misture pipetando suavemente para cima e para baixo 10 vezes, repetindo até que diluições de até 5,0 vezes 10 à potência negativa seis estejam concluídas. Utilize hastes de vidro curvadas e esterilizadas ao fogo para espalhar uniformemente 100 microlitros de cada uma das diluições sobre a superfície de ágar em placas de PDA que contêm cloranfenicol para inibir o crescimento bacteriano. Armazene as placas na posição vertical por 30 minutos para permitir que o líquido seja absorvido.Em seguida, feche as placas com parafina para evitar que esporos escapem de isolados não identificados. Incube as placas invertidas a 20 graus Celsius, no escuro, por cinco dias, para permitir que fungos de crescimento rápido e lento formem colônias dentro de uma cabine de segurança biológica. Examine as placas de diluição em busca de colônias isoladas individuais utilizando um palito estéril.Toque suavemente uma colônia e, em seguida, toque as placas de meio mínimo fúngico, meio mínimo fúngico com plástico e meio mínimo com glicose, nessa ordem, para inocular pérolas de ágar sobre filmes de plástico. Esfregue o palito de dente suavemente na superfície do ponto de ágar e depois passe-o sobre o filme de plástico. Repita a inoculação a partir da mesma colônia fonte até haver quatro.Faça estrias replicadas em cada placa após incubação das placas a 20 graus Celsius no escuro por cinco dias. Compare as placas para identificar isolados que crescem melhor em pedaços de cobertura morta do que em meio mínimo contendo nenhum carbono adicional além do ágar. Esses são potenciais degradadores de cobertura morta.O meio GMM deve apresentar o maior crescimento, pois é uma placa controle positivo em que o meio contém glicose. Os isolados do solo podem não estar completamente puros neste momento, portanto utilize um palito estéril para raspar o inóculo do fungo que está colonizando a forragem e realizar o repique para isolamento em ágar batata dextrose, em seguida feche a placa e incube por cinco dias. Após a incubação de cinco dias, colônias isoladas individuais terão surgido.Confirme que essas novas colônias purificadas apresentam colonização de cobertura morta no bioensaio em placa semelhante à observada com os isolados originalmente potencialmente impuros. Uma vez que degradadores potenciais de cobertura morta tenham sido identificados pelo bioensaio em placa, verifique utilizando um bioensaio em meio líquido neste ensaio confirmatório final, mesmo na ausência de agar sob a cobertura morta. Os fragmentos são verdadeiramente a única fonte de carbono para o crescimento microbiano neste meio rigorosamente preparado, iniciando o ensaio com um fragmento de cobertura morta desinfestado na superfície em meio fúngico isento de qualquer outro carbono adicionado, para cada replicata de um isolado microbiano.Prepare três tubos para inoculação. Um, um tubo experimental com cinco mililitros de meio mínimo aqui rotulado como FMM contendo um fragmento de material vegetal de tamanho predeterminado. Dois, um controle negativo com cinco mililitros de meio mínimo sem fonte de carbono.E três, um controle positivo com cinco mililitros de líquido contendo glicose. Aqui rotulado como GMM. Adicionalmente, prepare um tubo em duplicata contendo meio mínimo com cada tipo de cobertura morta a ser testada, mas não o inocule.Este tubo controle revelará qualquer crescimento microbiano resultante de contaminação após o cultivo e a coleta de esporos frescos. De acordo com o protocolo descrito, em uma cabine de transferência estéril, inocular os tubos de cultura previamente preparados com um milhão de esporos ou células leveduriformes, vedar as tampas e incubar ao escuro, sem agitação, a 20 graus Celsius. Observar as amostras semanalmente quanto ao crescimento.O crescimento micelial de fungos em pedaços de cobertura morta pode ser visível na primeira semana após a inoculação, especialmente nas bordas dos pedaços de cobertura morta. Para monitorar o crescimento de leveduras planctônicas, utilize leituras de densidade óptica a 600 nanômetros, pois fungos filamentosos tendem a se ligar diretamente aos pedaços de cobertura morta. Avalie o crescimento a olho nu e confirme por microscopia de luz e/ou microscopia eletrônica de varredura, utilizando apenas controles em meio mínimo. Procure por finos filamentos brancos minúsculos que sejam pequenos demais para registrar uma alteração na densidade óptica.Utilizando métodos espectrofotométricos. Use uma pipeta Pasteur para aspirar o sobrenadante e observá-los por microscopia de contraste de interferência diferencial após isolar três isolados potenciais de degradação de mulch no ensaio bioativo em placa, provenientes tanto de um mulch celulósico denominado Weed Guard Plus, que foi nosso controle positivo, quanto de um mulch plástico à base de amido chamado Biore.Eles foram incubados no bioensaio líquido durante 68 dias e colhidos antes de serem submetidos à microscopia eletrônica de varredura. Como esperado, hifas fúngicas foram observadas em todas as amostras, exceto em XX e YY, onde células em forma de bastonete foram observadas nos isolados sobre a nossa cobertura morta controle de celulose.Nenhum crescimento foi observado nos controles apenas com FMM, conforme mostrado aqui nos controles não inoculados; os elementos de traqueídeos do resíduo de cobertura morta com barreira contra ervas daninhas eram detectáveis apenas como pequenas marcas em forma de cratera dispostas em fileiras em algumas das fibras, embora hifas fúngicas tenham sido observadas nas três amostras inoculadas do nosso controle de cobertura de celulose. Os elementos traqueais foram claramente visíveis apenas nas amostras SS, sugerindo que a digestão do material celulósico revelou os elementos traqueais lignificados subjacentes; o isolado SS foi identificado preliminarmente, utilizando o DNA ribossomal 18S, como um membro do gênero Soda, dentro da ordem Sodales; para a cobertura plástica à base de amido, isolados: nenhum crescimento significativo foi observado nos controles apenas com meio mínimo; únicas partículas brancas visíveis ao agitar os tubos de cultura dos isolados VV e ZZ foram observadas utilizando microscopia de contraste de interferência diferencial para o isolado vv.O espécime era uma massa de esporos, presumivelmente residual da inoculação inicial. Para o isolado zz. A massa era composta por uma malha solta de hifas, com aproximadamente 0,2 milímetros de diâmetro, o que sugere que o inóculo original de esporos havia germinado, mas não havia crescido além da massa aqui representada.Como visto aqui nos controles não inoculados da Universidade Nacional para a cobertura plástica à base de amido, observa-se uma textura irregular. A identidade das estruturas brancas é desconhecida, mas elas estão ausentes em um filme colonizado pelo isolado VV mostrado aqui. Tanto as partículas brancas quanto as saliências desapareceram em um filme colonizado pelo isolado zz.Além disso, a última amostra mostrou ocorrência uniforme de fissuras entre os isolados da superfície do BDM. VV e ZZ foram identificados preliminarmente por meio do DNA ribossômico em s como Penicillium e ACE dentro da ordem de hypo, respectivamente. Embora este método possa fornecer informações sobre a biodegradação de mulches plásticos na indústria agrícola, ele também pode ser aplicado a qualquer outro plástico cuja biodegradação no ambiente seja questionável.Por exemplo, plásticos que podem acabar no ambiente marinho. São aqueles utilizados pela indústria alimentícia? Eu.

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Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Comece com um digestor anaeróbico, um reator selado e livre de oxigênio semeado com um lodo sintético que imita os sólidos depositados das águas residuais.O lodo contém micróbios anaeróbios mesófilos, uma comunidade microbiana mista.Esses micróbios prosperam em temperaturas moderadas e impulsionam a digestão da matéria orgânica do lodo.Misture continuamente o lodo para sustentar a atividade bacteriana e promover a digestão.Mais tarde, adicione bioplásticos, que são polímeros biodegradáveis, ao...

Digestão anaeróbia de bioplásticos para produção de biogás

A poluição afeta todos os biomas. Os ambientes marinhos têm sido particularmente impactados, especialmente os recifes de corais, um dos ecossistemas mais sensíveis da Terra. A bioremediação é a capacidade dos organismos para degradar contaminantes. Aqui, descrevemos metodologias para isolar e testar micróbios que apresentam capacidade de bioremediação e potenciais características probióticas para corais.

Prospecção de cepas microbianas para desenvolvimento de bioremediação e probióticos para pesquisa e preservação de metaorganismos

Aqui, apresentamos um protocolo de triagem da biodiversidade do solo para procurar cepas fúngicas envolvidas na degradação de materiais recalcitrantes. Primeiro, as cepas fúngicas capazes de crescer em ácidos húlicos ou lignocelulose são isoladas. Sua atividade é então testada tanto em ensaios enzimáticos quanto em poluentes como hidrocarbonetos e plásticos.

Isolamento e Triagem da Biodiversidade do Solo para Fungos Envolvidos na Degradação de Materiais Recalcitrantes

Mostramos a formação e caracterização dimensional de micro e nanoplásticos (MPs e NPs, respectivamente) utilizando um processo stepwise de moagem mecânica, moagem e análise de imagens.

Formação de Micro e Nano-Plásticos de Filmes plásticos agrícolas para emprego em estudos de pesquisa fundamental

Aqui é apresentado um método para extrair microplásticos do solo e identificar seus tipos de polímeros. O método foi otimizado para execução, aplicabilidade e custo-benefício. Ele estabelece uma base científica para padronizar o método analítico para identificar microplásticos em solos.

Separação e identificação de microplásticos convencionais de solos agrícolas

A técnica iChip faz uso de um dispositivo de isolamento in-situ simples e barato que aumenta as taxas de descoberta de novos microrganismos do solo. Novos microrganismos podem ser usados para estudos adicionais relativos ao microbioma do solo ou descoberta de produtos naturais, entre outras aplicações.

Isolamento de microrganismos do solo usando a tecnologia iChip

Um método para quantificar micro e nanoplásticos originários de tereftalato de adipato de polibutileno no solo usando espectroscopia de ressonância magnética nuclear é descrito aqui. Essa técnica melhora a metodologia existente porque se estende à quantificação de nanoplásticos e pode ser facilmente adaptada para o processamento de amostras ambientais a granel.

Quantificação de Micro e Nanoplásticos à Base de Polibutileno Adipato Tereftalato do Solo Usando Espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear de Prótons

Este protocolo descreve o projeto e o uso de um chip de isolamento (iChip) para o cultivo in situ de micróbios recalcitrantes do solo em seu ambiente natural. Também descreve o cultivo in situ de bactérias do solo produtoras de antimicrobianos. O protocolo pode ser adaptado para recuperar bactérias de diversos nichos com outras propriedades desejáveis.

In situ Isolamento e Cultura de Bactérias Recalcitrantes do Solo usando um Chip de Isolamento (iChip)

Este vídeo mostra um procedimento para isolar protoplastos intactos a partir de tecidos de 14 dias de idade, mudas de Arabidopsis. Dado que o protoplastos isolados permanecem intactos por pelo menos 96h e são isoladas de mudas, em vez de um mês de idade plantas maduras, esse procedimento agiliza ensaios exigindo protoplastos intactos.

Isolamento de Protoplastos de tecidos de 14 dias de idade, mudas de Arabidopsis thaliana</em

Nós descrevemos um método para o protocolo de análise de GC-Based dos derivados aldonitrile acetato de glucosamina e ácido murâmico extraído do solo. Para elucidação do mecanismo química, também apresentar uma estratégia para confirmar a estrutura do derivado e os fragmentos de iões formados mediante ionização de electrões.

GC baseado em detecção de ácido Aldononitrile Glucosamina e Murâmicos Acetato derivatizados à determinação do resíduo microbiana em solo

Aprenda a isolar fungos e bactérias nativas do solo que colonizam e degradam filmes plásticos biodegradáveis usados na agricultura. Este método ajuda pesquisadores a estudar a biodegradação microbiana.

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