Name: Avaliar as diferenças na capacidade competitiva do esperma em Drosophila (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 34 s
Description: Aprenda a avaliar a capacidade competitiva do esperma em Drosophila melanogaster usando cruzamentos duplos e marcadores genéticos visíveis. Este método permite comparar o desempenho reprodutivo entre diferentes genótipos masculinos.

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Os autores agradecem a NSF (MCB-1157876) para o financiamento. Agradecemos também a Alberto Civetta, John Roote e dois revisores anônimos por seus comentários.

Experimentos em pequena escala deve ser realizada para se familiarizar com todo o processo. 1. Coleta de fêmeas e machos virgens Naïve A versão mais simples do experimento descrito é composto por quatro tipos de cruzamentos iniciais, que envolvem a seguinte combinação de adultos: a) w 1.118 indivíduos, a fim de coletar fêmeas virgens, b) Oregon-R indivíduos, a fim de recolher os machos de referência ingênuos, c ) P {sw} machos homozigotos e fêmeas virgens de uma linha de controle que leva a organização do tipo selvagem de Sdic a fim de recolher os machos experimentais ingênuos (Tipo I), ed) P {sw} machos homozigotos e Sdic-sw-exclusão de transporte de fêmeas virgens a fim de recolher os machos experimentais ingênuos que levam a deficiência Sdic-sw (Tipo II). <ol><li> Configurar vários frascos contendo 8-10 fêmeas e 5 machos cada. Permitir que as mulheres para colocarovos e transferir os adultos a novos frascos a cada 3-5 dias. Use garrafas em vez de frascos, se necessário e use sempre alimentos frescos. O número de ampolas requeridas dependerão do número de tipos de machos experimentais em estudo e o número de indivíduos considerados necessários para detectar diferenças (Tabela 1). Mais de 10 fêmeas por frasco pode resultar em excesso de população durante o crescimento das larvas, o que pode provocar variações na fertilidade da progenitura. Guardar os frascos a 25 ° C numa câmara de temperatura controlada. </li><li> Iniciar a coleta de fêmeas e machos virgens ingênuas nos dias 11 º e 12 º depois de configurar as cruzes iniciais. O período de espera varia em função da temperatura; menores temperaturas resultam em maior tempo de retardamento do desenvolvimento do conjunto de indivíduos. Outro fator que afeta o momento de eclosão é o tipo de meio. Alimentos nutritivos, como meio de fubá, o fermento 29, garante o bom desenvolvimento do adultosistema reprodutivo, o que facilita o acasalamento. Colete unmated voa cada 4-6 horas. Ao coletar, anestesiar moscas através da introdução de CO 2 para dentro do frasco, toque as moscas para baixo, e sexo-los sob microscópio estereoscópico (Figura 2). Coloque as moscas desejados em diferentes frascos por sexo e fenótipo e rotular os frascos adequadamente. </li></ol> Nota 1. Rotina de coleta começa pela manhã, descartando os adultos que surgiram durante a noite anterior. Recolhe fêmeas e machos virgens naive uma ou duas vezes durante o dia. Tipicamente, D. melanogaster os machos tornam-se sexualmente maduros 8 horas após a eclosão a 25 ° C 30. Se as moscas são mantidas sob 12:12 h de luz / escuridão ciclos, espera-se dois picos de eclosão: durante o primeiro 1-2 horas após a luz é acesa, e durante a 2 horas antes que a luz é desligada. Eclosão ocorre dentro de 24 horas após o escurece pupa. Nota 2. Não mais do que 10 fêmeas should ser colocado no mesmo frasco para evitar a superlotação. Isso também limita a perda de fêmeas no caso de terem de ser descartadas por pelo menos um deles não é virgem. Nota 3. A fim de recolher o número apropriado de fêmeas e machos virgens ingênuas em um curto período de tempo, as seguintes medidas podem ser adotadas. Configure 15-20 frascos de w 1118 para experimentos envolvendo dois tipos de homens experimentais (Tabela 1). Polvilhe levemente a superfície da mídia e adicionar algumas pelotas de fermento biológico seco para facilitar a oviposição. Transfira os pais, pelo menos quatro vezes em dias consecutivos. Para aumentar a superfície disponível para a fase de pupa em cada frasco, inserir papel multi-dobrada (7 x 5 cm) durante o 4 º ou 5 º dia após os pais são transferidos para um outro frasco (Figura 3). Se o número de adultos emergidos a partir do cruzamento inicial não é suficiente, espere mais alguns dias e recolher indivíduosals de frascos criado em datas diferentes. Plano para realizar os experimentos ao longo de vários dias consecutivos para igualar a carga de trabalho. 2. Experimentos Double-acasalamento A Figura 4 mostra os principais passos envolvidos nas experiências de dupla acoplamento realizadas em 14. <ol><li> Na manhã do dia 1, criou o primeiro acasalamento. Os machos Oregon-R são os primeiros a acasalar no ensaio ofensa. <ol><li> Usando o aspirador, configurar frascos contendo outubro 4-05 dias de idade, de olhos brancos w fêmeas virgens 1118 e 10 de olhos vermelhos Oregon-R machos virgens de cada um. Duas a três frascos são criados por dia durante 5 dias consecutivos. O número de frascos a ser configurado pode variar, dependendo do número de indivíduos disponíveis. Permitir que as moscas se acasalar por 2 horas. </li><li> Descartar Oregon-R machos e fêmeas em cada lugar um novo frasco utilizando um aspirador (Figura 5). Identificação de sexo pode ser conseguida por meio de inspecção visual de algunsdiferenças morfológicas (Figura 2). Rotular cada frasco adequadamente e deixar a mulher no frasco por 2 dias (doravante &quot;v1&quot;). </li></ol></li><li> No dia 3, configure o segundo acasalamento. Selecção dos machos e transversais definidos, deve ser realizado de forma aleatória, de modo a minimizar qualquer tendência potencial para qualquer um dos tipos de machos experimentais. <ol><li> Duas horas antes da luz é desligada, transferir novamente a fêmea em um novo frasco com um aspirador. Rotular o novo frasco adequadamente (a seguir &quot;v2&quot;). </li><li> Introduzir três machos experimentais 5-6 dia de idade do mesmo genótipo em V2. </li><li> Repita 2.2.1 e 2.2.2 para cada fêmea. </li><li> No dia 4, duas horas antes direito a luz é ligado (ou seja, não mais do que 12 horas após a 2.2.1), descarte homens usando o aspirador. </li></ol></li><li> No dia 6, transferir cada fêmea novamente em um novo frasco. Rotular os novos frascos de forma adequada (a seguir &quot;v3&quot;). </li><li> No dia 10, descartar a 1118 w </sup&gt; fêmeas. </li><li> Examine as progênies em v2 e v3. A primeira inspecção é realizada após 13-15 dias após a fêmea é introduzida V2 (ou V3), por exemplo, no dia 17 após a primeira ovipositar começou fêmea em V2. A segunda inspeção é realizada exatamente após 17 dias. Este período de tempo representa um limite temporal, superior de segurança, que garante não de segunda geração no mesmo frasco. Duas inspecções evitar a superlotação, facilitando a contagem de progênie. <ol><li> No Dia 17, v1 inspecionar e garantir que não são descendentes de olhos vermelhos presente, se não marcar o frasco adequadamente. Presença de progenitura de olhos em branco indicam que a mulher não era virgem no momento do acoplamento inicial, enquanto nenhuma progénie indica que o acasalamento com o de referência ou os machos experimentais não ocorrem. </li><li> No dia 17, realizar a primeira inspeção de v2. Anesthetize surgiu progênie em v2 com CO 2 e classificá-los por cor dos olhos e sexo. Números recordes de progênie filhas de primeiro e segundoond homens. Figura 6 mostra os fenótipos esperados na progênie de cada esquema de acasalamento. Nesta experiência em particular 14, apenas a descendência feminina pode ser atribuído inequivocamente como desejado pela referência ou os machos experimentais e, portanto, apenas a informação de filhas podem ser usados ​​para calcular P 2. Se com outros marcadores a paternidade de descendência masculina pode ser atribuído inequivocamente, progenitura contagens de ambos os sexos, pode ser usado nos cálculos a jusante. Descarte a descendência, mas manter v2 para segunda inspecção. </li><li> No dia 20, proceder como no 2.5.2 com a prole recém-surgido em v2 e, em seguida, descartar o frasco. </li><li> No dia 20, inspecionar a descendência surgiu em v3 pela primeira vez e siga o passo 2.5.2. </li><li> No dia 23, proceder como no 2.5.3 com a prole recém-surgido em v3. </li></ol></li></ol> Nota 1: Devido ao efeito de inflar potencial na pontuação P que a poligamia pode ter (2.2.2 e 2.2.3), o acasalamentopode ser limitado a um determinado período de tempo. O período de tempo dependerá da frequência remating relacionado com o genótipo do sexo feminino e masculino usados. A probabilidade de acoplamento múltiplo é especialmente reduzido durante o período nocturno 11. Nota 2: Não adicione pelotas leveduras vivas, porque isso pode causar problemas devido ao potencial de crescimento excessivo da levedura quando o número de moscas adultas é baixo. 3. Análise de Dados <ol><li> Contagem de progênie gravadas devem ser organizados de forma adequada para a inspeção visual e fácil análise eficiente, com um pacote estatístico adequado (por exemplo, JMP da SAS Institute) ou ferramentas baseadas em web livre (eg <a href="http://www.vassarstats.net/" target="_blank">http://vassarstats.net/</a> ). </li><li> Capacidade competitiva do esperma. Adicionar contagens de v2 e v3. Moscas fêmeas que deram origem a nenhum ou muito limitada progênie (por exemplo, &lt;10), morreu durante o procedimento, ou estavam apenas com êxito inseminaçãoted por um dos dois machos são considerados como não informativo e são excluídos de qualquer análise estatística jusante (2.5.1 e na Tabela 2). Calcular a pontuação P 2 para cada fêmea informativo. </li><li> Testar se existem diferenças estatisticamente significativas nos valores de P 2 entre os machos experimentais comparados. Isso pode ser feito usando paramétrico (HSD de Tukey, por exemplo) ou testes não paramétricos (por exemplo, aço-Dwass) dependendo de vários fatores, incluindo a assimetria da distribuição dos valores de P 2 ea dependência entre a variância ea média. A transformação angular é normalmente aplicado em proporções, tal como P 2, antes da utilização de testes paramétricos 31. </li><li> As diferenças de acasalamento (opcional). Para cada tipo macho experimental, calcular o número de fêmeas acasaladas duplamente e aqueles que só acoplado com o primeiro macho (o macho de referência no ensaio de ataque e o macho experimental no defense ensaio). Usando um teste exato bicaudal de Fisher (disponível em <a href="http://www.langsrud.com/fisher.htm" target="_blank">http://www.langsrud.com/fisher.htm</a> ), determinar se existem diferenças estatisticamente significativas entre os dois tipos de homens experimentais. </li><li> Distribuição por sexo (opcional). Para cada homem experimental, utilize o teste do qui-quadrado para determinar se a proporção entre os sexos na progênie de cada um se desvia do sexo feminino a partir da proporção 1:1 esperada. </li></ol>

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</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Nós descrevemos o projeto experimental para avaliar as diferenças na contribuição relativa de organismos geneticamente distinto D. melanogaster machos à progênie em experimentos controlados duplo-acasalamento 7,8. Isto foi realizado no contexto de um factor genético hipótese de influenciar a capacidade competitiva do esperma e que tenha sido ilustrada no ensaio de ataque, embora um procedimento semelhante aplica-se ao ensaio de defesa (Figura 1). Esta concepção experimental pode ser ...

Desde Geoff Parker observou a prevalência de competição do esperma nos insetos e suas implicações evolucionárias 2, uma onda de estudos em Drosophila e outras espécies têm tentado lançar alguma luz sobre este fenômeno em muitos níveis diferentes. Alguns exemplos de áreas de interesse foram o levantamento de sua variação em populações naturais 9,10, sua arquitetura genética e relevância de fatores genéticos subjacentes 11-14, e seu papel na condução de co-evolução entre os sexos 15,16. Em D. melanogaster fêmeas, a capacidade limitada dos órgãos de armazenamento de esperma especializados, um par de espermateca e receptáculo seminal 6,17, contribui para a competição do esperma de diferentes homens. Aproximadamente 1.500 esperma são transferidos durante o acasalamento à fêmea, mas apenas ~ 500 podem ser acomodados nos órgãos referidos 18,19. No laboratório, controlada acasalamento dupla experimentos envolvendo um homem de referência e um ou mais machos de juros têm sido amplamente utilizados para avaliar a capacidade competitiva do esperma 7,8. A capacidade competitiva de esperma é estimada como a percentagem de crias desejado pelo macho experimental nas experiências de acasalamento-duplo ao longo da descendência total, ou seja, que tanto do sexo masculino de referência e experimental. A capacidade competitiva de esperma compreende dois componentes, cada um deles avaliada num ensaio separado. No ensaio de ataque, a capacidade do esperma do homem experimental para deslocar o esperma do primeiro macho, ou seja, o macho de referência, é avaliada. Por outro lado, no ensaio de defesa, a capacidade do esperma do homem experimental para resistir deslocamento ou para reduzir o sucesso da fertilização do espermatozóide referência é avaliada. Dependendo do tipo de ensaio, a defesa ou ofensa, capacidade competitiva de esperma é estimado através dos pontos P 1 ou P 2, respectivamente. P1 e P 2 só pode assumir valores entre 0 e 1. Os valores intermediários são geralmente interpretados como evidência indireta de esperma de mistura, o que sugere um cenário fisiológico que envolve a competição do esperma direto. Seguindo o mesmo raciocínio, valores extremos pode ser interpretado como evidência de forte diferencial esperma capacidade competitiva. Estudos anteriores mostraram que a P 2 em D. melanogaster é acima de 0,8, como o aumento do tempo decorrido entre os dois cruzamentos prolonga 7. Este mesmo modelo experimental foi usado em outras espécies de Drosophila, P 2 ser a estatística utilizada em estudos para avaliar a capacidade competitiva de esperma 20. Para a maioria das espécies, os valores das duas estirpes testadas P é superior a 0,6 21. No entanto, vários outros mecanismos não relacionados à concorrência directa entre espermatozóides de diferentes machos podem produzir notas idênticas (ver discussão). Dprogenitura istinguishing desejado pelos primeiros ou segundos machos é possível através do uso de marcadores facilmente identificáveis. Em estudos iniciais, um dos machos foi irradiada com doses subletais de, por exemplo, raios X, que praticamente todos os óvulos fertilizados por esperma irradiado não eclodiram 7. Posteriormente, as mutações que alteram a pigmentação dos olhos ou forma de asa foram os marcadores mais usados. Os exemplos do anterior são as mutações pv (castanho) 9, CN (cinábrio) e 22 W (branco) 23, enquanto que a mutação CY (encaracolado) 24 corresponde ao segundo tipo de fenótipos, alguns destas mutações foram combinadas no mesmo indivíduo, por exemplo, cn bw. Em menor medida, isoenzimas 25 e 26,27 microssatélites com padrões de herança conhecidos também têm sido utilizados. O delineamento experimental para testar as diferenças decapacidade competitiva esperma descrito aqui segue essencialmente o de Clark et al. 9. Os resultados obtidos a partir desses experimentos dar informações apenas sobre a paternidade diferencial dos tipos masculinos experimentais sob escrutínio. Ensaios que também fazem provisão para diferenças pós-fertilização na aptidão 14,28 e técnicas de visualização de esperma 24 permitir diferenças de P 1 (ou P 2) marca a ser interpretado como diferenças na competência do esperma. A Figura 1 descreve a lógica tanto da ofensa e os ensaios de defesa. Para ilustrar a logística do processo, uma ofensa experimento realizado em D. melanogaster 14, será explicada em detalhe. Este ensaio ofensa particular foi usado para testar um efeito mensurável do multigene família cadeia intermediária dynein específico Sperm (Sdic) sobre a capacidade competitiva do esperma. Todos os Estados-s desta família multigene residem em conjunto no cromossomo X. Homens Knockout foram geradas, suprimindo o cluster Sdic. Porque o segmento excluído também incluiu o essencial curto asa gene (sw) eo objetivo do estudo foi avaliar a relevância de Sdic, os homens portadores da deleção Sdic-sw foram resgatados por uma cópia transgênica do sw (simbolizado como P {sw} , que também realizado um mini-gene repórter de branco) no cromossoma 2. Cor dos olhos foi usado como um marcador visível para identificação de paternidade. Todas as moscas estavam num fundo branco mutante com a excepção daqueles a partir da estirpe de Oregon-R, que foram usadas como referência para os machos.

<table><tbody><tr><td>Tubo de látex âmbar</td><td>VWR</td><td>62996-473</td><td>1/4 polegada ID, 1/6 polegada</td></tr><tr><td>Parede 1 ml graduado XL pontas de filtro USA</td><td>Scientific</td><td>1126-7810</td><td>Qualquer ponta de pipeta de 1 ml pode ser usada, mas pontas semitransparentes e longas são melhores como um receptor de mosca. Se forem usadas pontas de filtro, retire e descarte o filtro usando uma agulha depois que a ponta da ponta for aparada</td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Sigma</td><td>P-7793</td><td></td></tr><tr><td>Tecido</td><td></td><td></td> de malha <td>Stereomicroscope fino e liso</td></tr><tr><td>Leica</td><td></td><td>S6D</td><td></td></tr><tr><td>CO2 Tanque</td><td>Airgas</td><td>CD-50</td><td>Use FlyNap (Carolina Biological Supply Company) como alternativa se CO2 não estiver disponível</td></tr><tr><td>Válvula de pé FlyStuff, sistema completo</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-121C</td><td>Não é necessário se FlyNap for usado</td></tr><tr><td>Frascos de plástico</td><td>Genesee Scientific</td><td>32-109</td><td>Vem com bandejas de papelão que podem ser reutilizadas para segurar frascos</td></tr><tr><td>Bolas de algodão</td><td>Fisher Scientific</td><td>AS-212</td><td></td></tr><tr><td>Levedura seca ativa</td><td>Estrela</td><td></td> Vermelha <td>Encontrado em supermercados em geral</td></tr><tr><td>Marcadores</td><td></td><td></td> Sharpie <td>Cores diferentes podem ser usadas para marcar diferentes genótipos</td></tr></tbody></table>

avaliar as diferenças na capacidade competitiva do esperma em<em&gt; drosophila</em

Assessing Differences in Sperm Competitive Ability in Drosophila

A competição entre os machos conspecíficas para fertilizar os óvulos é um dos mecanismos de selecção sexual, isto é, selecção que opera sobre a maximização do número de eventos de acasalamento bem-sucedido em vez de maximizar a sobrevivência e viabilidade 1. Competição do esperma representa a competição entre os machos depois da cópula com a mesma fêmea 2, no qual o esperma são coincidentes no tempo e no espaço. Este fenómeno tem sido relatada em diversas espécies de animais e plantas 3. Por exemplo, selvagens capturados D. fêmeas melanogaster geralmente contêm esperma 2-3 4 machos. Os espermatozóides são armazenados em órgãos especializados, com capacidade de armazenamento limitada, o que pode levar à concorrência directa do esperma de diferentes homens 2,5. Comparando esperma capacidade competitiva de machos diferentes de interesse (tipos masculinos experimentais) foi realizada por meio de experimentação controlada double-acasalamentots no laboratório 6,7. Resumidamente, uma única fêmea está exposto a dois machos diferentes consecutivamente, um macho experimental e uma referência masculina cross-acasalamento. O mesmo esquema de cruzamento é seguida usando outros tipos masculinos experimentais, facilitando assim a comparação indireta da capacidade competitiva de seu esperma através de uma referência comum. A fração de indivíduos filhas de os experimentais e de referência do sexo masculino é identificado por meio de marcadores, o que permite estimar a capacidade competitiva de espermatozóides usando expressões matemáticas simples 7,8. Além disso, a capacidade competitiva do esperma pode ser estimado em dois cenários diferentes dependendo se o macho experimental é o segundo ou primeiro a mate (ataque e defesa ensaio, respectivamente) 9, que se supõe ser o reflexo de diferentes atributos de competência. Aqui, descrevemos uma abordagem que ajuda a interrogar o papel dos diferentes fatores genéticos que supostamente sustentam tele fenômeno da capacidade competitiva do esperma em D. melanogaster.

A Tabela 2 resume algumas características marcantes de dois experimentos de ofensa (Ensaios 1 e 2), em que D. melanogaster machos experimentais com e sem (tipo I e II, respectivamente), um cluster Sdic funcional são comparados 14. Depois de levar em conta as diferentes incidências encontradas com algumas repetições 58-83% das mulheres foram encontrados para ser informativo e, portanto, as contagens de paternidade de seus descendentes poderiam ser usados ​​para o cálculo de P...

Diferencial esperma capacidade competitiva entre<em&gt; Drosophila</em&gt; Homens com genótipos diferentes pode ser verificada através de experimentos double-acasalamento. Cada uma dessas experiências envolve um dos homens de interesse e um homem de referência. Marcadores facilmente identificáveis ​​na progênie permitem inferir da fração de indivíduos filhas de cada macho.

Avaliar as diferenças na capacidade competitiva do esperma em<em&gt; Drosophila</em

Competition among conspecific males for fertilizing the ova is one of the mechanisms of sexual selection, i.e. selection that operates on maximizing the ...

O objetivo geral do experimento a seguir é testar as diferenças na capacidade competitiva dos espermatozoides entre machos de drosophila, melanogaster com genótipos distintos. Isso é realizado por meio do rastreamento de marcadores genéticos visíveis que identificam a paternidade da prole de uma fêmea acasalada com dois machos diferentes. No ensaio, as fêmeas são inicialmente permitidas acasalar com um macho de referência e, em seguida, com um macho experimental. A fração da prole gerada pelo macho experimental é inferida mediante a análise da coloração dos olhos da prole.Os resultados comparam indiretamente a capacidade competitiva do esperma de machos experimentais por meio do desempenho relativo em comparação ao esperma de machos de referência. Esses métodos podem ajudar a responder perguntas fundamentais nas áreas de genética e evolução em biologia, como avaliar o impacto de um fator genético na capacidade competitiva do SPR, demonstrando este procedimento serão S e estudantes de graduação do nosso laboratório. O seguinte protocolo ilustra a análise de um fator genético chamado sic, que supostamente codifica uma proteína envolvida na motilidade espermática.Inicie preparando de 15 a 20 frascos, adicionando a cada frasco. Polvilhe levemente o meio com alguns comprimidos secos de levedura ativa. Para facilitar a posição.Use sempre um meio nutritivo fresco, como um meio de milho com levedura. Em seguida, adicione a cada frasco oito a 10 fêmeas, mas não mais que isso, e adicione cinco machos. A identificação sexual pode ser realizada pela inspeção visual de algumas diferenças morfológicas.Armazene os frascos a 25 graus Celsius e transfira os adultos para novos frascos a cada três a cinco dias, no mínimo. Transfira os adultos em dias alternados para obter o melhor resultado. Mantenha os frascos contendo ovos para colher a prole.O número de frascos necessários dependerá do número de tipos experimentais de machos no estudo e do número estimado de indivíduos necessários para poder estatístico. Quatro ou cinco dias após os pais serem transferidos para fora de um frasco, aumente a superfície disponível para pupação no frasco inserindo um papel multifolheado no meio. Examine os frascos em busca de pupas escurecidas quando estiverem visíveis.Essas moscas emergirão em 24 horas, 11 a 12 dias após o cruzamento ter sido inicialmente montado. Comece a coletar fêmeas virgens e machos ingênuos desses frascos. Pela manhã cedo, descarte as moscas que emergiram durante a noite.Em seguida, uma ou duas vezes ao dia em intervalos de quatro a seis horas, colete as moscas dos frascos, anestesie-as introduzindo dióxido de carbono no frasco. Então, bata suavemente no frasco para agrupar as moscas e separe-as por sexo sob o microscópio estereoscópico. Coloque as moscas desejadas em frascos diferentes conforme o sexo e o fenótipo, rotulando adequadamente os frascos.Não carregue os frascos com mais de 10 indivíduos potencialmente. Fêmeas virgens estabelecem um ciclo claro-escuro de 12 horas a cada 12 horas nas moscas para regular seu horário de oclusão em seu benefício. Os horários de pico de oclusão ocorrem uma a duas horas após o amanhecer subjetivo e duas horas antes da luz ser desligada.Existem duas versões deste experimento. Elas são referidas como o ensaio de ataque e o ensaio de defesa. Esta seção descreve como realizar o ensaio de ataque na manhã do primeiro dia, montando o primeiro acasalamento usando um aspirador.Um aspirador consiste em um pedaço de tubo ligado à ponta de uma pipeta com uma barreira que mantém as moscas aspiradas na ponta. O orifício da ponta é alargado. Para as moscas, prepare frascos contendo dez fêmeas virgens com quatro ou cinco dias de idade.Com 10 machos de referência ingênuos, monte dois a três frascos desse tipo diariamente durante cinco dias consecutivos. Para cada frasco, permita que as moscas acasalem por duas horas, descarte então os machos de referência e transfira cada fêmea para um novo frasco usando um aspirador, rotulando cada frasco como V1 e deixando a fêmea no frasco por dois dias. No terceiro dia, realize o segundo acasalamento com machos ingênuos do outro genótipo para cada fêmea.Duas horas antes do crep&uacute;sculo subjetivo, utilize um aspirador para transferir a f&ecirc;mea para um novo frasco com machos experimentais de tr&ecirc;s, cinco ou seis dias de idade e do mesmo gen&oacute;tipo. Rotule os frascos com o gen&oacute;tipo dos machos e identifique o novo frasco como V dois. Na manh&atilde; seguinte ser&aacute; o dia quatro.Duas horas antes do amanhecer subjetivo das moscas, descarte os machos utilizando o aspirador. No sexto dia, transfira cada fêmea para outro novo frasco rotulado V três. No décimo dia, descarte as fêmeas no 17º dia.Inspecione os vial V um dos descendentes. Determine se a fêmea era virgem ou não no momento do acasalamento com o macho de referência e se acasalou com o macho de referência. No mesmo dia, inspecione os descendentes dos vial V dois, derrubando as moscas com dióxido de carbono.Classifique-os por cor dos olhos e sexo. Em seguida, registre o número de descendentes gerados pelo primeiro e pelo segundo macho. Neste experimento, apenas a prole feminina pode ser atribuída de forma inequívoca ao macho de referência ou ao macho experimental.Em outros experimentos, diferentes marcadores genéticos poderiam ser utilizados para determinar também a paternidade da prole macho. Descarte a prole inspecionada, mas mantenha os frascos V2 por um segundo. Na inspeção do dia 20, registre a paternidade da prole dos frascos V2 pela segunda vez e realize a primeira inspeção da prole emergida dos frascos V3.Três dias depois, no dia 23, inspecione a prole emergida em V três. Novamente, as contagens de prole registradas devem ser organizadas adequadamente para facilitar a inspeção visual e permitir uma análise eficiente com um pacote estatístico para cada fêmea, bem como para as contagens de V dois e V três. Para calcular o número total de prole gerada pelo macho de referência e pelo macho experimental, calcule a pontuação P dois para cada fêmea como a proporção da prole gerada pelo macho experimental em relação à prole proveniente de ambos os machos, experimental e de referência.Algumas fêmeas devem ser excluídas da análise. Primeiro, aquelas sem prole ou com prole muito limitada; segundo, fêmeas que morreram durante o procedimento; e terceiro, fêmeas que foram inseminadas com sucesso apenas por um dos dois machos. Busque diferenças estatísticas nos valores P dois.Entre os tipos experimentais de machos, utilize testes paramétricos ou não paramétricos com base na assimetria da distribuição do valor P dois e na dependência entre a variância e a proporção média. Os dados geralmente não apresentam distribuição normal. A transformação arco seno, também conhecida como transformação angular, pode ser aplicada aos valores originais de P dois antes de um teste T de Student ou um teste ANOVA, ou simplesmente utilize testes não paramétricos, como o de Wilcoxon, em experimentos de duas ofensas com drosophila melanogaster.Machos experimentais foram testados, um com e outro sem um agrupamento ESIC funcional. No total, de 58% a 83% das fêmeas foram informativas. Machos sem um agrupamento ESIC funcional apresentaram escores P dois significativamente menores em comparação com machos que possuíam o agrupamento esic intacto.Isso indica que o agrupamento SIC aumenta a capacidade competitiva dos espermatozoides. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como realizar experimentos de acasalamento duplo, para que possa detectar as diferenças na capacidade competitiva dos espermatozoides entre machos mutantes e machos controle.

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Biology

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