Name: Preparação de primário neurônios para visualizar Neuritos num Estado Frozen-hidratado Usando Cryo-Electron Tomografia (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-12T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 59 s
Description: Aprenda a preparar neurônios primários de rato em grades de microscopia eletrônica para visualização por criomicroscopia eletrônica. Este método preserva a ultraestrutura dos neuritos em estado hidratado congelado para análise 3D de alta resolução.

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Esta pesquisa foi suportada pelos NIH bolsas (PN2EY016525 e P41GM103832). SHS foi apoiado por uma bolsa do Programa do Centro Keck WM Interdisciplinar de Biociências de Formação da Costa do Golfo Consórcios (NIH Grant No. T32EB009379) Formação de Pós-Graduação Interdisciplinar Nanobiologia. SHS dissecado, cresceu e vitrificados DRG e células do hipocampo; coletadas crio-EM e dados crio-ET de DRG e axônios do hipocampo; reconstruído e cor-anotada a série de inclinação. MRG dissecado e desde as células do hipocampo no laboratório do MNR. SC assistida em anotação série de inclinação. SHS foi treinado por CW sobre como dissecar e crescer neurônios. SHS, WCM e WC concebeu os experimentos. SHS preparou o manuscrito com a entrada de outros autores. Este vídeo foi filmado no Centro de Imaging and Cellular NanoAnalytics (C-CINA) do Biozentrum de tele Universidade de Basel. C-CINA está integrada no Departamento de Ciência e Engenharia Biosystems (D-BSSE) da ETH Zürich, localizada em Basileia, Suíça.

1. Preparar pratos com EM Grids para Galvanização primárias Neurônios <ol><li> Examine a integridade do carbono perfurado nas grades EM ouro usando um microscópio de luz com ampliação de pelo menos 25X. Certifique-se que buracos de carbono são&gt; 98% intacto. </li><li> Para chapeamento neurônios primários, use um bico de Bunsen para inflamar-esterilizar as grades EM e ao mesmo tempo torná-los hidrofílico. Use uma pinça para pegar a grade EM pelas bordas, e não a área em grade central. CUIDADO: Nunca deixe um bico de Bunsen aceso autônoma, e não use luvas ou pinças com componentes de plástico durante a execução destes passos: <ol><li> Antes de acender o bico de Bunsen, definir os ajustes de ar e gás para uma posição minimamente aberto. </li><li> Acenda o bico de Bunsen usando uma pederneira atacante ou butano isqueiro. </li><li> Modifique os ajustes de ar e gás para conseguir uma chama interior pequeno, azul dentro de um mais alto, mais leve chama azul / violeta. A ponta da chama interior é a parte mais quente da chama. O botão sobSob o queimador ajusta a quantidade de gás que entra no tubo do queimador, enquanto o tambor do queimador pode ser rodado para ajustar a quantidade de ar que entra no queimador. Virando o horário de ajuste do ar diminui o ar (resultando em uma chama roxa) e anti-horário aumenta o ar (resultando em uma chama amarela). </li><li> Com uma pinça de metal (sem peças de plástico) para manter a grade EM, passá-la rapidamente através da chama duas vezes, voltados para o lado de carbono para cima. O lado de carbono aparece mais mate (menos brilhante) e com mais de uma tonalidade acinzentada que o outro lado. </li><li> Transferir imediatamente a rede (lado do carbono para cima) para o centro do prato de fundo de vidro colocadas dentro de 10 cm do bico de Bunsen. Use uma grade EM por prato (Figura 1). Só use pratos com fundo de vidro que são pré-esterilizado, ou seja, através de irradiação gama. </li></ol></li><li> Use um microscópio de luz para verificar a integridade da rede (buracos de carbono intacta), enquanto ainda mantém a grade EM dentro do-bott vidroprato om (para evitar contaminação). Ao aplicar qualquer substância no grid ou qualquer coisa que vai entrar em contato com os neurônios, utilize procedimento estéril e pontas de pipetas estéreis. </li><li> Num capuz de cultura de tecidos usando o procedimento de estéril, aplicar 250 ul da substância de revestimento apropriado, lentamente e com cuidado para a área central de vidro da placa de Petri. Certifique-se que a substância de revestimento apropriado abrange toda a grade de EM. <ol><li> Para os neurónios do hipocampo, usar poli-L-lisina (PLL, 1 mg / ml) como a substância de revestimento, preparado tal como anteriormente descrito 19. Note-se que são necessários 250 ul por grelha EM, por prato, de modo que a escala em lotes de acordo. Para gânglio da raiz dorsal (DRG) neurônios, use uma mistura gelatinosa de proteína secretada pela Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) células de sarcoma de rato (ver Tabela de Materiais e reagentes) como a substância de revestimento, preparar o seguinte. Note-se que são necessários 250 ul por grelha EM, por prato, de modo que a escala em lotes de acordo. <ol><li> Descongelar um frasco de estoqueda mistura de proteínas segregadas por gelatinoso Engelbreth-Holm-Swarm (EHS), as células de sarcoma de rato durante a noite a 4 ° C. </li><li> Manter frio a mistura gelatinosa proteína secretada por Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) células de sarcoma de rato, e todos os componentes utilizados para tornar a solução, isto é, mantendo-as em gelo. </li><li> Enquanto sobre gelo, dilui-se esta mistura de proteína gelatinoso em meio Neurobasal para dar uma diluição de 1:20 (ou seja, diluir 500 uL da mistura de proteína gelatinoso em 10 ml de Neurobasal). </li><li> Divide diluída mistura proteína gelatinoso em aliquotas de 1 mL e imediatamente armazenar quaisquer alíquotas adicionais a -20 ° C. </li><li> Aplicar 250 mL por grade EM, por prato, conforme descrito na Seção 1.4. </li></ol></li></ol></li><li> Cobrir a placa de Petri, com o seu topo e incubar (ou com PLL em amostras de hipocampo, ou com a mistura de proteína gelatinoso para espécimes DRG) durante 1 hora à temperatura ambiente, na capa de cultura de tecido. </li><li> Aspiclassificar todos PLL (para amostras de hipocampo) ou a mistura de proteína gelatinosa (para amostras de DRG) dos pratos. Para fazer isso, use o sistema de vácuo na capa de cultura de tecidos. Utilizar uma ponta de pipeta estéril, ligada ao tubo de vácuo. Evite o contato direto com a grade de EM. </li><li> Usar uma pipeta de deslocamento de ar ajustável para aplicar cuidadosamente 250 ul de PBS estéril (solução salina tamponada com fosfato) para a grelha de EM na área central de vidro de cada caixa de Petri, de tal modo que a grelha de EM é totalmente coberto pela PBS. Em seguida, aspirar o PBS de cada prato. Repita 3x. </li><li> Permitir que os pratos com grelhas EM secar sob o capuz de cultura de tecidos durante 15 min. Certifique-se de que estão completamente secos, marcando sob o microscópio de luz na sala de cultura do tecido. Certifique-se de que não haja bolhas de umidade na grade. Se assim for, cuidadosamente aspirado ao lado da grelha de EM para eliminar esta humidade adicional. A grade revestida deve ser usado imediatamente para chapeamento os neurônios. </li></ol> 2. Preparação e Plating primária Neurônios na EM Grids <ol><li> Para placa neurônios primários, primeiro dissecar, trypsinize (usando 2,5% de tripsina) e triturar dissociar a hipocampo (ou gânglio da raiz dorsal de 18 dias de idade embriões de ratos) em células individuais, como descrito anteriormente 19. <ol><li> Triturar é um termo comum usado por neurobiologists para descrever dissociação aglomerados de células em células individuais, particularmente por utilização de uma pipeta de vidro com uma ponta polida ao fogo. O resultado é conseguido com cuidado e lentamente desenho e liberar as células, para cima e para baixo, várias vezes (~ 30), por meio da pipeta. </li></ol></li><li> Siga os procedimentos como descritos anteriormente para dissecção DRG e isolamento de células 24, tomando nota de utilizar 0,25% de tripsina (em HBSS) para isolar os neurônios DRG de ratos, ao invés de usar as enzimas sugeridas (papaína, a colagenase / Dispase), que são mais adequados para rato neurônios DRG. </li><li> Calcule o número de neurônios isolados (ou seja, utilizando um hemocitômetro)e usar este valor para calcular o volume adequado de células para aplicar a cada prato para obter uma concentração de 50.000 células / ml por placa. O volume máximo a aplicar é de 250 mL. Note que isto só preenche a área de vidro central, e não todo o prato. </li><li> Incubar os pratos durante 30 minutos em uma incubadora de CO 2 a 37 ° C. Permitir células para recuperar e aderir. </li><li> Lentamente, adicionar 1,5 ml de meio aquecido para cada prato, tomando cuidado para não perturbar a grade EM. O tipo de mídia depende do tipo celular (hipocampo ou DRG). <ol><li> Preparar os meios de comunicação apropriada para quer neurónios do hipocampo 19 ou neurónios do gânglio da raiz dorsal 24, que é para ser aquecido num banho de água a 37 ° C antes de usar. Incubar os pratos durante a noite na incubadora de CO 2. </li><li> Para os neurônios do hipocampo, alterar a mídia no dia seguinte. Mude metade dos media a cada dois dias em diante, durante 14 dias. Aqueça a mídia em um 37 ° C banho de água antes do uso. </li&gt; <li> Para os neurónios DRG, o dia seguinte dissecação / chapeamento, preparar um material fresco de meios de comunicação com um agente anti-mitótico (uridina e 5 &#39;-fluoro-2&#39;-desoxiuridina) fazer uma solução estoque de 10 mM de cada um, separadamente, usar um definitivo concentração de 10 uM para cada. Retirar metade dos meios de DRG (875 mL) e adicionar 875 mL de meio fresco com o agente anti-mitótico. <ol><li> Para neurônios DRG, a cada dois dias para a primeira semana, alternativo mudando media entre a mídia anti-mitóticas e mídia DRG padrão. Para a segunda semana, altere mídia DRG padrão a cada dois dias. </li></ol></li></ol></li></ol> 3. Vitrificação Neurônios na EM Grids <ol><li> Preparar o equipamento e todos os materiais para congelar e armazenar as grelhas EM ouro à temperatura criogénica: um dispositivo de vitrificação com uma câmara de humidade 17, uma pinça fina especializados pontos para a máquina de vitrificação, pinças ponto longo plana, Dewar (s) de azoto líquido (LN 2), crecipiente oolant, caixa de armazenamento rede EM, papel de filtro sem cálcio. </li><li> Inicie o dispositivo de vitrificação. Ajuste a umidade para 100% e temperatura de 32 ° C. Na seção &quot;Console&quot;, defina o tempo blot para zero segundos. Isso permite que o manual borrando através da janela lateral de câmara de umidade da máquina de vitrificação. </li><li> Manuseie o papel de filtro sem cálcio com luvas, mergulhá-los de tal forma que três trabalhos são empilhados. Corte a pilha em 0,5 centímetros de largura tiras que são ~ 2 cm de comprimento. Dobrá-los a um ângulo de 90 ° de tal forma que um dos lados do papel tem de 0,5 cm x 0,5 cm da face (Figura 2). Com uma pinça, retire o papel do meio e colocá-lo em outro papel de filtro isento de cálcio até o uso. </li><li> Coloque o botão de armazenamento de rede no porta-botão dentro da câmara de vitrificação. Encher a câmara interior do recipiente do líquido de arrefecimento com azoto líquido e esperar até completa evaporação. Encha a câmara externa do the recipiente de líquido de arrefecimento com azoto líquido até atingir uma temperatura estável para prosseguir para o passo seguinte. Encher a câmara interior com elevado grau de pureza de etano gasoso que irá condensar a um estado líquido no interior da câmara refrigerada. </li><li> Mova o prato (s) da incubadora para um grande prato de 100 mm de poliestireno para o transporte para a sala de vitrificação, se não nas imediações. Use a pinça de vitrificação especializados para escolher com cuidado a grade EM do prato. Observe que lado os neurónios estão crescendo na grelha EM; posição importa para a próxima etapa. Usar o bloqueio de deslizamento preto sobre as pinças para bloquear com segurança as pinça sobre a grelha de EM. </li><li> Inserir a pinça para dentro da máquina de vitrificação de tal modo que o lado da grade de EM em que os neurónios são aderidas caras para a esquerda, para longe do orifício da máquina de vitrificação de abertura lateral. Recolha os pinças especializados na máquina de vitrificação. </li><li> Coloque o recipiente do líquido de arrefecimento no suporte apropriadoda máquina de vitrificação. Deve ser preenchido com LN adequada 2 e etano líquido. Usando o comando de tela apropriada da máquina de vitrificação, levante a câmara de líquido refrigerante para cima até que ele seja liberado com a parte inferior da câmara de umidade. </li><li> Com as pinças ponto plana, agarrar uma extremidade do papel de filtro de tal forma que o lado mais curto (os 0,5 cm x 0,5 centímetros da face) é perpendicular às pinças. Esse cara vai entrar em contacto directo com a grade EM para secar (Figura 2B). Insira cuidadosamente o papel de filtro para o lado buracos de câmara de umidade da máquina de vitrificação (Figura 2A). Estável segurar o papel contra a grade de EM (o lado virado para longe da amostra) por 10 segundos. Descarte o papel depois e imediatamente mergulhe-congelar as amostras no etano líquido usando a automação da máquina de vitrificação. </li><li> Transferir cuidadosamente sua grade EM frozen-hidratado a uma das vagas em uma dasbotões de armazenamento de rede. Repita o processo para as redes EM adicionais nos pratos. Os botões de armazenamento grade EM utilizados nesses experimentos pode armazenar vários grades EM congelados hidratado. </li></ol> 4. Coleção de imagens, Processamento e Anotação <ol><li> Prossiga para coletar 2-D microscopia eletrônica e / ou 3-D inclinação série 5 das neurites, utilizando um microscópio crio-eletrônico de sob uma condição de baixa dose. As imagens de 2-D foi concebido para avaliar a qualidade da rede em termos de espessura do gelo e as áreas possíveis de ser útil para o 3-D série de inclinação. <ol><li> Neste caso, todas as imagens foram coletadas usando uma câmera CCD 4k x 4k acoplada a um microscópio de 200 kV elétron equipado com um único titular tilt nitrogênio líquido transferência crio, a 20k ampliação microscópio em um alvo underfocus de 7 mM e amostragem de 4,4 Å / pixel. </li><li> Para obter uma tomografia 3D da amostra, tirar uma série de imagens de projeção, enquanto progressivamente a inclinação do al amostraong um eixo do microscópio eletrônico de transmissão (TEM). Dados os ângulos de inclinação e outras configurações experimentais, existem vários softwares diferentes disponíveis para coletar automaticamente a série de inclinação 5. A série de inclinação 3-D mostrado aqui foram coletados no mesmo microscópio usando semi-automatizado software aquisição série de inclinação 26 em uma faixa de -60 ° a 60 ° em incrementos de 5 ° com uma dose cumulativa de ~ 60 E / A 2. </li></ol></li><li> Reconstruir a série de inclinação das neurites, utilizando software de processamento de imagem 21, tal como anteriormente descrito para outras amostras de 5,29. </li><li> Cor-anotar as características 3-D de neurites pelo primeiro segmentando o tomograma e criação de um modelo de superfície utilizando um software de processamento de imagem 3-D, conforme descrito anteriormente 5. </li></ol>

<ol><li>Al-Amoudi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryo-electron+microscopy+of+vitreous+sections%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Cryo-electron microscopy of vitreous sections.</a> EMBO J. 23, 3583-3588 (2004).</li>
<li>Benzing, W. C., Mufson, E. J., Armstrong, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alzheimer%27s+disease-like+dystrophic+neurites+characteristically+associated+with+senile+plaques+are+not+found+within+other+neurodegenerative+diseases+unless+amyloid+beta-protein+deposition+is+present%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Alzheimer's disease-like dystrophic neurites characteristically associated with senile plaques are not found within other neurodegenerative diseases unless amyloid beta-protein deposition is present.</a> Brain Res. 606, 10-18 (1993).</li>
<li>Binks, B. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBinks%2C+BP+%22Modern+characterization+methods+of+surfactant+systems%22">Modern characterization methods of surfactant systems</a>. , Marcel Dekker. New York, New York, USA. (1999).</li>
<li>Briggman, K. L., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+neural+circuit+reconstruction+with+volume+electron+microscopy+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Towards neural circuit reconstruction with volume electron microscopy techniques.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 16, 562-570 (2006).</li>
<li>Chen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+cryotomography+of+bacterial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Electron cryotomography of bacterial cells.</a> J. Vis. Exp. (39), e1943(2010).</li>
<li>DiFiglia, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aggregation+of+huntingtin+in+neuronal+intranuclear+inclusions+and+dystrophic+neurites+in+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Aggregation of huntingtin in neuronal intranuclear inclusions and dystrophic neurites in brain.</a> Science. 277, 1990-1993 (1997).</li>
<li>Dubochet, J., Chang, J. J., Freeman, R., Lepault, J., McDowall, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frozen+aqueous+suspensions%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">Frozen aqueous suspensions.</a> Ultramicroscopy. 10, 55-61 (1982).</li>
<li>Fernández-Busnadiego, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insights+into+the+molecular+organization+of+the+neuron+by+cryo-electron+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Electron+Microsc%22%5BJournal%5D)">Insights into the molecular organization of the neuron by cryo-electron tomography.</a> J. Electron Microsc. 60, 137-148 (2011).</li>
<li>Frey, T. G., Perkins, G. A., Ellisman, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+tomography+of+membrane-bound+cellular+organelles%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Biophys.+Biomol.+Struct%22%5BJournal%5D)">Electron tomography of membrane-bound cellular organelles.</a> Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 35, 199-224 (2006).</li>
<li>Garvalov, B. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Luminal+particles+within+cellular+microtubules%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell.+Biol%22%5BJournal%5D)">Luminal particles within cellular microtubules.</a> J. Cell. Biol. 174, 759-765 (2006).</li>
<li>Grünewald, K., Cyrklaff, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure+of+complex+viruses+and+virus-infected+cells+by+electron+cryo+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Structure of complex viruses and virus-infected cells by electron cryo tomography.</a> Curr. Opin. Microbiol. 9, 437-442 (2006).</li>
<li>Gu, J., Bourne, P. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGu%2C+J+%22Structural+bioinformatics%22">Structural bioinformatics</a>. , Wiley-Blackwell. Hoboken, New Jersey, USA. (2009).</li>
<li>De Hoop, M. J., Meyn, L., Dotti, C. G. Culturing hippocampal neurons and astrocytes from fetal rodent brain. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDe+Hoop%2C+MJ+%22Cell+Biology%3A+A+Laboratory+Handbook%22">Cell Biology: A Laboratory Handbook</a>. 1, W.H. Freeman. New York, New York, USA. (1998).</li>
<li>Denk, W., Horstmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serial+Block-Face+Scanning+Electron+Microscopy+to+Reconstruct+Three-Dimensional+Tissue+Nanostructure%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy to Reconstruct Three-Dimensional Tissue Nanostructure.</a> PLoS Biol. 2, e329(2004).</li>
<li>Fink, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+regulation+of+neurite+extension+and+synapse+formation+by+the+beta+but+not+the+alpha+isoform+of+CaMKII%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Selective regulation of neurite extension and synapse formation by the beta but not the alpha isoform of CaMKII.</a> Neuron. 39, 283-297 (2003).</li>
<li>Jacob, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+matrix+granules%3A+their+behavior+during+changing+metabolic+situations+and+their+relationship+to+contact+sites+between+inner+and+outer+mitochondrial+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc.+Res.+Tech%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial matrix granules: their behavior during changing metabolic situations and their relationship to contact sites between inner and outer mitochondrial membranes.</a> Microsc. Res. Tech. 27, 307-318 (1994).</li>
<li>Jensen, G. J., Briegel, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+electron+cryotomography+is+opening+a+new+window+onto+prokaryotic+ultrastructure%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Struct.+Biol%22%5BJournal%5D)">How electron cryotomography is opening a new window onto prokaryotic ultrastructure.</a> Curr. Opin. Struct. Biol. 17, 260-267 (2007).</li>
<li>Ibiricu, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryo+Electron+Tomography+of+Herpes+Simplex+Virus+during+Axonal+Transport+and+Secondary+Envelopment+in+Primary+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathog%22%5BJournal%5D)">Cryo Electron Tomography of Herpes Simplex Virus during Axonal Transport and Secondary Envelopment in Primary Neurons.</a> PLoS Pathog. 7, e1002406(2011).</li>
<li>Kaech, S., Banker, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Culturing+hippocampal+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Culturing hippocampal neurons.</a> Nat. Protoc. 1, 2406-2415 (2006).</li>
<li>Koning, R. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryo+electron+tomography+of+vitrified+fibroblasts%3A+microtubule+plus+ends+in+situ%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Struct.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cryo electron tomography of vitrified fibroblasts: microtubule plus ends in situ.</a> J. Struct. Biol. 161, 459-468 (2008).</li>
<li>Kremer, J. R., Mastronarde, D. N., McIntosh, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Computer+visualization+of+three-dimensional+image+data+using+IMOD%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Struct.+Biol%22%5BJournal%5D)">Computer visualization of three-dimensional image data using IMOD.</a> J. Struct. Biol. 116, 71-76 (1996).</li>
<li>Lotharius, J., Brundin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathogenesis+of+Parkinson%27s+disease%3A+dopamine%2C+vesicles+and+alpha-synuclein%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Pathogenesis of Parkinson's disease: dopamine, vesicles and alpha-synuclein.</a> Nat. Rev. Neurosci. 3, 932-942 (2002).</li>
<li>Lucić, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiscale+imaging+of+neurons+grown+in+culture%3A+from+light+microscopy+to+cryo-electron+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Struct.+Biol%22%5BJournal%5D)">Multiscale imaging of neurons grown in culture: from light microscopy to cryo-electron tomography.</a> J. Struct. Biol. 160, 146(2007).</li>
<li>Malin, S. A., Davis, B. M., Molliver, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+dissociated+sensory+neuron+cultures+and+considerations+for+their+use+in+studying+neuronal+function+and%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Production of dissociated sensory neuron cultures and considerations for their use in studying neuronal function and.</a> 2, 152-160 (2007).</li>
<li>Marsh, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lessons+from+tomographic+studies+of+the+mammalian+Golgi%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">Lessons from tomographic studies of the mammalian Golgi.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1744, 273-292 (2005).</li>
<li>Mastronarde, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+electron+microscope+tomography+using+robust+prediction+of+specimen+movements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Struct.+Biol%22%5BJournal%5D)">Automated electron microscope tomography using robust prediction of specimen movements.</a> J. Struct. Biol. 152, 36-51 (2005).</li>
<li>Medalia, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organization+of+actin+networks+in+intact+filopodia%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Organization of actin networks in intact filopodia.</a> Curr. Biol. 17, 79-84 (2007).</li>
<li>Medalia, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macromolecular+architecture+in+eukaryotic+cells+visualized+by+cryoelectron+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Macromolecular architecture in eukaryotic cells visualized by cryoelectron tomography.</a> Science. 298, 1209-1213 (2002).</li>
<li>Meyerson, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+molecular+structures+of+HIV+envelope+glycoproteins+using+cryo-electron+tomography+and+automated+sub-tomogram+averaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Determination of molecular structures of HIV envelope glycoproteins using cryo-electron tomography and automated sub-tomogram averaging.</a> J. Vis. Exp. (58), e2770(2011).</li>
<li>Nakatomi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+Hippocampal+Pyramidal+Neurons+after+Ischemic+Brain+Injury+by+Recruitment+of+Endogenous+Neural+Progenitors%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Regeneration of Hippocampal Pyramidal Neurons after Ischemic Brain Injury by Recruitment of Endogenous Neural Progenitors.</a> Cell. 110, 429-441 (2002).</li>
<li>Peachey, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+Microscopic+Observations+on+the+Accumulation+of+Divalent+Cations+in+Intramitochondrial+Granules%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell.+Biol%22%5BJournal%5D)">Electron Microscopic Observations on the Accumulation of Divalent Cations in Intramitochondrial Granules.</a> J. Cell. Biol. 20, 95-111 (1964).</li>
<li>Raza, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aging+is+associated+with+elevated+intracellular+calcium+levels+and+altered+calcium+homeostatic+mechanisms+in+hippocampal+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Lett%22%5BJournal%5D)">Aging is associated with elevated intracellular calcium levels and altered calcium homeostatic mechanisms in hippocampal neurons.</a> Neurosci. Lett. 418, 77-81 (2007).</li>
<li>Scroggs, R. S., Fox, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+current+variation+between+acutely+isolated+adult+rat+dorsal+root+ganglion+neurons+of+different+size%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Calcium current variation between acutely isolated adult rat dorsal root ganglion neurons of different size.</a> J. Physiol. 445, 639-658 (1992).</li>
<li>Squire, L. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSquire%2C+LR+%22Fundamental+neuroscience%22">Fundamental neuroscience</a>. , Academic Press. Amsterdam; Boston. (2003).</li>
<li>Sulzer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+hit+hypotheses+for+dopamine+neuron+loss+in+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Multiple hit hypotheses for dopamine neuron loss in Parkinson's disease.</a> Trends Neurosci. 30, 244-250 (2007).</li>
<li>Tapia, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+expression+of+glycine+and+GABA%28A%29+receptors+in+developing+spinal+cord+neurons.+Effects+on+neurite+outgrowth%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Early expression of glycine and GABA(A) receptors in developing spinal cord neurons. Effects on neurite outgrowth.</a> Neuroscience. 108, 493-506 (2001).</li>
</ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Nós mostramos que ratos neurônios embrionários (gânglio da raiz dorsal e hipocampo) podem ser cultivadas em microscopia eletrônica de ouro (EM) grades e congelado em gelo vítreo fina o suficiente para as suas neurites a ser fotografada usando 2-D crio-EM e 3-D crio- ET. Enquanto neurites hipocampo foram previamente visualizados utilizando crio-ET 8,10,18,23, um protocolo detalhado para a replicação suficiente de sucesso utilizando dispositivos comercialmente disponíveis tem faltado. Além disso, enquanto a pes...

Neurónios estabelecer o essencial circuitos complexos para a função dos sistemas nervosos central e periférico, através da elaboração de dendrites e axónios receber informação, muitas vezes muito demorado, para se comunicar com os neurónios a jusante. Crescimento de neurites desempenha um papel fundamental durante o desenvolvimento embrionário e na diferenciação e manutenção de neurites neuronal suporta criticamente a função do sistema nervoso. Processos neuriticos também apresentam criticamente em lesões neuronais e de regeneração, bem como distúrbios do sistema nervoso. O estudo da arquitetura neuronal é crucial para entender tanto o cérebro normal e doente. Felizmente, existem sistemas de cultura de células neuronais fisiologicamente relevantes que podem recapitular estruturas celulares complexos e heterogêneos. Com base na elucidação de plataformas experimentais sólidos, estratégias eficazes de visualização que permitem análises qualitativas e quantitativas da morfologia neuronal são necessários. Especialmente útil seriaser uma metodologia detalhada que fornece uma plataforma consistente para a visualização de neurites, ambos os axônios e dendritos em escala nanométrica. Microscopia tradicional elétron requer o uso de solvente orgânico durante a desidratação e incorporação de resina, o que pode induzir distorções nas amostras de seu verdadeiro estado. Até à data, a maioria das caracterizações estruturais em escala nanométrica são baseados em células ou tecidos maiores, que são submetidos a tais produtos químicos - limitando, assim, a interpretação dos resultados 4,9,25. Além disso, para a penetração do feixe de electrões, de corte é necessária para que os organismos celulares ou saliências que apresentam uma espessura superior a 1 um 12. Finalmente, os resultados de tecido seccionados ou branqueado no conjunto de conjuntos de dados discretos específico slice, tornando complicada a definição da característica alongada de neurites. Mesmo para crio-EM, em que o corte de um espécime congelado hidratado é possível, o método apresenta compressão ArtifAtos 1. Nos últimos anos, os pesquisadores aprenderam a crescer neurônios do hipocampo diretamente em grades e EM-los em etano líquido para visualizar posteriormente neurites usando crio-ET 8,10,18,23 de congelamento flash. No entanto, tais estudos ou usar um dispositivo feito sob medida 10,23, ou detalhes de falta na etapa mata-borrão para a geração de gelo vítreo suficientemente fina para visualização rotina 8,18. Por exemplo, um estudo recomenda o uso de 30-40 segundos para secar a grade EM 10, no entanto, este valor não é otimizado para uso geral, mas é específico para esse dispositivo de congelamento mergulho feito por encomenda. Usando um dispositivo feito sob medida, em vez de um comercialmente disponível um 17 para a manutenção de umidade antes de mergulhar de congelamento da amostra pode representar um obstáculo para a reprodutibilidade generalizada. Embora esses estudos têm sido inovador em visualizar neurites por crio-ET, demos um passo à frente para explorar a applicability de crio-ET para uma variedade de amostras (neuronais do hipocampo e do gânglio da raiz dorsal, neurónios). Além disso, discute-se ambos os resultados ótimos e subótimos, bem como os possíveis artefatos que se pode encontrar usando crio-ET para tais espécimes. Definindo uma técnica detalhada para a preservação e visualizar neurites inteiros em escala nanométrica em um estado quase nativo iria aumentar a capacidade para mais pesquisadores para realizar estudos ultra-estruturais. Para este efeito, descrevem um protocolo eficaz e detalhado usando equipamentos disponíveis comercialmente para preparar a não fixadas, os neurónios não-coradas para visualizar as neurites. Este é um primeiro passo importante para detalhar a ultra-estrutura das neurites saudáveis ​​e estabelecer as bases para a compreensão do que estão presentes em modelos de doenças do sistema nervoso diferenças estruturais. Desde crio-ET pode resolver não corrigidos, características neurite não coradas em 3-D em escala nanométrica, o método, será possível, como nunca serantes de definir a arquitetura neuritic 12.

<table><tbody><tr><td>Dumont #7 Pinças</td><td>Microscopia Eletrônica Ciências</td><td>72803-01</td><td>Para manuseio de grades EM</td></tr><tr><td>Pratos de fundo de vidro</td><td>MatTek Corp.</td><td>P35G-1.5-10C</td><td>Para amostras em crescimento</td></tr><tr><td>Grelhas de microscopia eletrónica</td><td>Quantifoil</td><td>Holey Carbon, Au 200, R 2/2</td><td>Para amostras em crescimento</td></tr><tr><td>Papel de filtro sem cálcio</td><td>Whatman</td><td>1541-055</td><td>Para amostras de blotting</td></tr><tr><td>Pinças longas de ponta plana grande</td><td>Excelta Corporation</td><td>E003-000590, 25-SA</td><td>Para amostras de blotting&nbsp;</td></tr><tr><td>Dispositivo de vitrificação e pinças</td><td>FEI</td><td>Vitrobot Mark III</td><td>Para congelar amostras</td></tr><tr><td>Caixas de armazenamento Minigrid</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>160-40</td><td>Para armazenar grades EM</td></tr><tr><td>Suporte de transferência criogênica</td><td>Gatan</td><td>626 Suporte de transferência criogênica de nitrogênio líquido de inclinação única</td><td>Para amostras de imagem</td></tr><tr><td>Software de aquisição em série de inclinação semiautomatizada</td><td>SerialEM</td><td>http://bio3d.colorado.edu/SerialEM/</td> <td>Para amostras de imagem</td></tr><tr><td>Software de processamento de imagem</td><td>IMOD eTomo</td><td>http://bio3d.colorado.edu/imod/</td> <td>Para processamento de imagem</td></tr><tr><td>Microscópio eletrônico de transmissão para crioEM</td><td>JEOL, Tóquio</td><td>200 kV JEM2100 LaB6 microscópio eletrônico</td><td>Para imagens de amostras</td></tr><tr><td>Câmera CCD 4k x 4k</td><td>Gatan</td><td>N/A</td><td>Para amostras de imagens</td></tr><tr><td>Software de anotação 3D</td><td>Visage Imaging GmbH</td><td>Amira/Avizo</td><td>Para processamento de dados 3D</td></tr><tr><td>Software para costura digital de imagens 2D</td><td>Adobe</td><td>Adobe Photoshop</td><td>Para processamento de dados 2-D</td></tr><tr><td>DMEM, High Glucose</td><td>Invitrogen</td><td>11965-118</td><td>Para cultura de hipocampo</td></tr><tr><td>Ácido bórico</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B-0252</td><td>Para cultura de hipocampo</td></tr><tr><td>Tetraborato de sódio</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B-9876</td><td>Para cultura de hipocampo</td></tr><tr><td>Poli-L-lisina&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P2636-500MG</td><td>Para cultura de hipocampo</td></tr><tr><td>Sistema de filtro</td><td>Corning</td><td>430758</td><td>Para cultura de hipocampo</td></tr><tr><td>Meio neurobasal</td><td>Invitrogen</td><td>21103-049</td><td>Para cultura DRG</td></tr><tr><td>Suplemento B-27</td><td>Invitrogen</td><td>17504-044</td><td>Para cultura DRG</td></tr><tr><td>Penicilina/Estreptomicina</td><td>Invitrogen</td><td>15140-122</td><td>Para cultura DRG</td></tr><tr><td>GlutaMAX</td><td>Invitrogen</td><td>35050-061</td><td>Para cultura DRG</td></tr><tr><td>Rato recombinante b-NGF</td><td>R& D Systems</td><td>556-NG</td><td>Para cultura DRG</td></tr><tr><td>Uridina</td><td>Sigma</td><td>U3003-5G</td><td>Para cultura DRG</td></tr><tr><td>5'-Fluoro-2'-desoxiuridina</td><td>Sigma</td><td>F0503-100MG</td><td>Para cultura DRG</td></tr><tr><td>Matrigel</td><td>BD Biosciences</td><td>356234</td><td>Para cultura DRG</td></tr></tbody></table>

preparação de primário neurônios para visualizar neuritos num estado frozen-hidratado usando cryo-electron tomografia

Preparation of Primary Neurons for Visualizing Neurites in a Frozen-hydrated State Using Cryo-Electron Tomography

Neuritos, ambos os dendritos e axônios, são processos celulares neuronais que permitem a condução de impulsos elétricos entre os neurônios. Definir a estrutura de neurites é fundamental para a compreensão de como esses processos mover materiais e sinais que suportem comunicação sináptica. A microscopia eletrônica (EM) tem sido tradicionalmente usada para avaliar as características ultra-estruturais dentro de neurites, no entanto, a exposição a solventes orgânicos durante a desidratação e resina incorporação podem alterar as estruturas. Um objetivo importante não atendida é a formulação de procedimentos que permitam avaliações estruturais não impactadas por tais artefatos. Aqui, nós estabelecemos um protocolo detalhado e reprodutível para o cultivo e de congelamento de flash neurites inteiros de diferentes neurônios primários em grades de microscopia eletrônica, seguido por seu exame com tomografia crio-elétron (crio-ET). Esta técnica permite a visualização 3-D de congelados, neurites hidratados com resolução nanométrica, facilitando assessment de suas diferenças morfológicas. Nosso protocolo produz uma visão sem precedentes da raiz dorsal (DRG) gânglio neurites, e uma visualização de neurites hipocampo em seu estado quase original. Como tal, estes métodos de criar uma base para futuros estudos sobre neurites de ambos os neurônios normais e aqueles afetados por distúrbios neurológicos.

Antes de congelamento e de imagens via crio-ET, devem ser tomadas da rede de EM em que os neurônios estão crescendo imagens de microscópio de luz. Neuritos deve ser claramente visível, sem sobreposição significativa com o outro. Uma caixa colorida na Figura 3A representa uma área que é ampliada em mostrar um maior ampliação na Figura 3B, em que as neurites se estendem através da treliça da grade. Cada grade quadrados é composto por uma película de carbono perfurado que suporta os neurôn...

Para preservar processos neuronais para análise ultra-estrutural, nós descrevemos um protocolo para revestimento dos neurônios primários em grades de microscopia eletrônica seguido de congelamento flash, rendendo amostras suspensas em uma camada de gelo vítreo. Essas amostras podem ser examinadas com um microscópio crio-eletrônico para visualizar estruturas em escala nanométrica.

Preparação de primário neurônios para visualizar Neuritos num Estado Frozen-hidratado Usando Cryo-Electron Tomografia

Neurites, both dendrites and axons, are neuronal cellular processes that enable the conduction of electrical impulses between neurons. Defining the ...

O objetivo geral deste procedimento é cultivar neurônios primários de rato de maneira que esses neurônios sejam adequados para visualização por microscopia eletrônica de criogenia. Isso é realizado primeiramente preparando placas com grades de microscopia eletrônica para o cultivo de neurônios primários. O segundo passo é preparar e semear os neurônios primários sobre as grades de microscopia eletrônica.Em seguida, realiza-se a vitrificação de neurônios em grades de microscopia eletrônica. O passo final é coletar imagens por microscopia eletrônica criogênica, seguido de pós-processamento e anotação. Em última análise, a microscopia eletrônica criogênica e a tomografia são utilizadas para mostrar a ultraestrutura de neuritos em estado congelado e hidratado.A principal vantagem desta técnica em relação aos métodos existentes é que ela pode ser utilizada para a visualização tridimensional de neuritos hidratados congelados com resolução de nanômetro, sem o uso de fixadores químicos. Assim, facilitando a avaliação de características morfológicas mais próximas ao estado nativo. Inicie este procedimento examinando a integridade do carbono perfurado sobre as grades de microscopia eletrônica de ouro.Usando um microscópio óptico com uma ampliação de pelo menos 25 vezes, certifique-se de que os orifícios de carbono estejam maiores que 98% intactos. Para o cultivo de neurônios primários, utilize um bico de Bunsen para esterilizar por chama as grades de microscopia eletrônica e simultaneamente torná-las hidrofílicas. Transfira imediatamente a grade com o lado de carbono voltado para cima até o centro do vidro.Prato inferior, coloque uma grade de ME por prato e utilize apenas pratos com fundo de vidro pré-esterilizados. Em seguida, use um microscópio óptico para verificar a integridade da grade, mantendo ainda a grade de ME dentro do prato com fundo de vidro em uma cabine de cultura de tecidos; aplique 250 microlitros da substância de revestimento apropriada na área central de vidro do prato de Petri. Lentamente e com cuidado, certifique-se de que a substância de revestimento apropriada cubra completamente toda a grade de ME.Em seguida, cubra a placa de Petri com sua tampa e incube as amostras por uma hora à temperatura ambiente. A seguir, aspire toda a mistura de lisina poliol das placas com uma ponteira estéril acoplada ao tubo de vácuo na capela. Evite o contato direto com a grade de ME.Posteriormente, utilize uma pipeta de deslocamento de ar ajustável para aplicar cuidadosamente 250 microlitros de PBS estéril, cobrindo completamente a grade de ME na região central de vidro de cada placa de Petri. Em seguida, aspire o PBS de cada placa. Repita o procedimento três vezes após isso.Deixe as placas com as grades de ME secar na capela de cultura de tecidos por 15 minutos. Verifique ao microscópio de luz. Certifique-se de que estejam completamente secas e de que não haja bolhas de umidade na grade.Caso contrário, aspire cuidadosamente ao lado da grade de ME para eliminar essa umidade residual; a grade revestida deve ser usada imediatamente para o plaqueamento dos neurônios. Neste procedimento, calcule o volume apropriado de células para cada placa, de modo a obter uma concentração de 50.000 células por mililitro por placa. A quantidade máxima a ser aplicada deve ser de 250 microlitros, preenchendo apenas a área central de vidro, e não toda a placa.Em seguida, incubar as placas por 30 minutos em uma incubadora de CO2 a 37 graus Celsius para permitir que as células se recuperem e adiram; após 30 minutos, adicionar lentamente 1,5 mililitro do meio celular aquecido a cada placa, evitando tocar a grade de EM para neurônios do hipocampo. Trocar o meio no dia seguinte e, então, trocar metade do meio a cada dois dias durante 14 dias. Neste procedimento, preparar o equipamento e todos os materiais para o congelamento e armazenamento das grades de EM de ouro em temperatura criogênica, o que inclui um dispositivo de vitrificação com câmara de umidade, papel filtro sem cálcio, um par de pinças longas de ponta plana, um par de pinças finas especializadas para a máquina de vitrificação, um recipiente de nitrogênio líquido, um recipiente refrigerante e a caixa de armazenamento para grades de EM.Em seguida, ligue o dispositivo de vitrificação. Ajuste a umidade para 100% e a temperatura para 32 graus Celsius. Na seção de opções, defina o tempo de bloqueio como zero segundo.Isso permite o borramento manual através da janela lateral da câmara de umidade. Em seguida, empilhe três papéis-filtro livres de cálcio. Corte a pilha em tiras com largura de 0,5 centímetro e cerca de dois centímetros de comprimento; depois, dobre-as em um ângulo de 90 graus, de modo que uma seção do papel tenha 0,5 centímetro por 0,5 centímetro.Esta seção será utilizada para o transferência da amostra. Remova o papel do meio e coloque-o sobre outro papel filtro livre de cálcio até o uso. Em seguida, utilize a pinça especializada para vitrificação para retirar cuidadosamente a grade de ME do recipiente.Observe o lado da grade de ME no qual os neurônios estão crescendo, pois a posição será importante para o próximo passo. Em seguida, use o travamento deslizante preto na pinça para fixar firmemente a pinça à grade de ME. Agora, insira a pinça na máquina de vitrificação de modo que o lado da grade de ME no qual os neurônios estão aderidos fique voltado para a esquerda e afastado do orifício circular na lateral da máquina de vitrificação.Em seguida, recolha a pinça que segura a grade de ME na máquina de vitrificação. Depois, coloque o recipiente de refrigerante contendo LN dois e etano líquido em quantidade adequada no suporte apropriado da máquina de vitrificação, utilizando o comando de tela adequado da máquina de vitrificação. Eleve a câmara de refrigerante para cima até que fique alinhada com a parte inferior da câmara de umidade, usando a pinça de ponta plana.Segure uma borda do papel-filtro de modo que o lado mais curto fique perpendicular à pinça. Esta face entrará em contato direto com a grade de ME para a retirada do excesso de líquido. Agora, insira cuidadosamente o papel-filtro no orifício lateral da câmara de umidade, segurando-o firmemente. Mantenha o papel encostado na grade de ME por 10 segundos, descarte o papel e mergulhe imediatamente.Congele o espécime no etano líquido utilizando a automação da máquina de vitrificação. Posteriormente, transfira cuidadosamente a grade de microscopia eletrônica hidratada congelada para um dos compartimentos do armazenamento de grades. Esta é uma imagem de microscopia óptica da região central de uma grade de microscopia eletrônica com aumento de 10 vezes, na qual neurônios primários de rato estiveram em crescimento por duas semanas.Aqui está a visualização ampliada da caixa aqua, onde são observados os neurônios e suas projeções neuríticas. Esta é uma micrografia eletrônica de um neurito projetando-se para fora do corpo do neurônio, com ampliação de 4K. A caixa azul é observada de perto aqui, onde as características internas dos neuritos são claramente visíveis com ampliação de 20K.Este vídeo mostra uma pilha reconstruída em 3D de micrografias de um neurito proveniente de cultura primária de neurônios do hipocampo de rato. Ele foi obtido por tomografia e seguido pela respectiva anotação colorida em 3D. Aqui há outro vídeo mostrando uma pilha reconstruída em 3D de imagens de um axônio de gânglio da raiz dorsal de rato, coletadas por tomografia crioeletrônica, seguida pela correspondente anotação colorida em 3D, e é apresentado aqui o mosaico de quatro imagens de criomicroscopia eletrônica em 2D de um axônio separado do gânglio da raiz dorsal de rato, obtidas com aumento de 20 K.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como preparar neurônios primários em grades de microscopia eletrônica de forma adequada para visualizar esses neurônios em estado congelado e hidratado utilizando tomografia crioeletrônica.

preparation-primary-neurons-for-visualizing-neurites-frozen-hydrated

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Fonte: Schönherr, S., et. al. Imunomarcação Combinada de Réplica Optogenética e de Fratura por Congelamento para Examinar o Arranjo Específico de Entrada de Receptores de Glutamato na Amígdala de Camundongo. J. Vis. Exp. (2016)Este vídeo demonstra a imunomarcação de réplicas fraturadas por congelamento de tecido cerebral de camundongo para microscopia eletrônica. As réplicas fraturadas e revestidas são digeridas para expor os receptores. Anticorpos primários e secundários marcados com ouro são...

Imunomarcação de proteínas da membrana neuronal em uma amostra fraturada por congelamento de tecido cerebral de camundongo

Apresenta-se um protocolo para a utilização do método de coloração de Golgi-Cox em secções do cérebro de espessura, a fim de visualizar os neurónios com árvores dendriticas longos contidos dentro de amostras de tecidos individuais. Duas variantes deste protocolo são também apresentados que envolvem cresilo contracoloração violeta, e a congelação dos cérebros não transformadas, para o armazenamento a longo prazo.

Neurônios de imagem dentro de seções do cérebro grossas usando o método de Golgi-Cox

Aqui, nós fornecemos um, de baixo custo fácil, e protocolo de tempo-eficiente para corrigir quimicamente o tecido cerebral dos primatas com fixador acroleína, permitindo a preservação a longo prazo que seja compatível com imunohistoquímica pré-incorporação para microscopia eletrônica de transmissão.

Preparação do Tecido Cerebral primata não humano para Pré-incorporação de imuno-histoquímica e Microscopia Electrónica

Com base na engenharia lentivirais in vitro de precursores neuronais, seu cotransplante em cérebros de tipo selvagem e avaliação morfométrica pareada de derivados de "teste" e "controle", este método permite a modelagem precisa do controle genético in vivo de neokortikalny morfologia do neurônio de forma simples e acessível.

Transplante intraventricular de precursores neuronais projetados para estudos de Neuroarquitetura in vivo

Aqui, é apresentado um protocolo descrevendo as etapas de preparação da amostra e coleta de dados necessárias na tomografia criobada de raios-X (SXT) para a imagem da ultraestrutura de células inteiras preservadas de crio-preservo em uma resolução de 25 nm meio passo.

Uma descrição cartográfica 3D da célula por crioma tomografia de raios-X suave

Usando fresagem por feixe de íons focalizado para produzir lamelas vítreas on-grid a partir de amostras biológicas congeladas por imersão para tomografia crio-eletrônica.

Preparação de Lamelas a partir de Amostras Biológicas Vítreas Usando um Microscópio Eletrônico de Varredura de Feixe Duplo para Tomografia Crio-Eletrônica

Apresentamos um protocolo para a preparação de lamella de espécimes biológicos congelados por micromaquingia de feixe de íons focado em crio-pia para estudos estruturais de alta resolução de macromoléculas in situ com tomografia crio-elétron. O protocolo apresentado fornece diretrizes para a preparação de lamellae de alta qualidade com alta reprodutibilidade para caracterização estrutural de macromoléculas dentro do Saccharomyces cerevisiae.

Preparação e micromaquinção Crio-FIB de Saccharomyces cerevisiae para Tomografia Crio-Elétron

O objetivo deste protocolo é direcionar a adesão celular e o crescimento para áreas direcionadas de redes para microscopia crio-elétron. Isso é conseguido aplicando uma camada anti-incrustada que é ablada em padrões especificados pelo usuário seguido pela deposição de proteínas de matriz extracelular nas áreas padronizadas antes da semeadura celular.

Micropatterning Transmissão Electron Microscopy Grids para Posicionamento Direto celular dentro de fluxos de trabalho de tomografia crio-elétron inteira

A tomografia crio-STEM fornece um meio de visualizar organelas de células intactas sem incorporação, seccionamento ou outras preparações invasivas. A resolução 3D obtida está atualmente na faixa de poucos nanômetros, com um campo de visão de vários micrômetros e uma espessura acessível na ordem de 1 μm.

Visualização de Organelas In Situ por Tomografia Crio-STEM

Este protocolo de vídeo ilustra como realizar a tomografia por microscopia eletrônica de transmissão de varredura de espécimes virológicos. Para obter os melhores resultados, as amostras são preparadas por congelamento de alta pressão e subsequente substituição por congelamento.

Tomografia por Microscopia Eletrônica de Transmissão de Varredura em Virologia: Imagem 3D de Amostras Congeladas de Alta Pressão e Substituídas por Congelamento

Esse protocolo padroniza a criotomografia eletrônica (crio-ET) para tecidos espessos, integrando congelamento de alta pressão (HPF) com o método waffle, levantamento por feixe de íons de foco criogênico (crio-FIB) e aquisição paralela e dose-simétrica, resultando em lamelas uniformemente finas e amostras vitrificadas para análise in situ reprodutível no hipocampo do camundongo.

Fluxo de trabalho de criotomografia eletrônica para tecidos espessos demonstrado em hipocampo de camundongos

Aprenda a preparar neurônios primários de rato em grades de microscopia eletrônica para visualização por criomicroscopia eletrônica. Este método preserva a ultraestrutura dos neuritos em estado hidratado congelado para análise 3D de alta resolução.

Preparação de primário neurônios para visualizar Neuritos num Estado Frozen-hidratado Usando Cryo-Electron Tomografia

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