Name: Análise Funcional do circuito de alimentação das larvas em Drosophila /i (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-19T16:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
Description: Aprenda a analisar o comportamento alimentar em larvas de Drosophila melanogaster usando ensaios comportamentais e microscopia de imunofluorescência. Este método correlaciona alterações na arquitetura neural com mudanças nas taxas de alimentação.

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1. Manutenção de Gaiolas População <ol><li> Manter gaiolas população a 25 ° C num ciclo de luz-escuro de 12 h. Enquanto os grupos de controlo e experimentais estão expostas às mesmas condições de iluminação, esta técnica pode ser realizada em ambiente de laboratório padrão. </li><li> Permitir fêmeas põem ovos durante a noite em placas de ágar-suco de maçã. </li><li> Recolha de larva, mantendo as placas com os ovos depositados recentemente, a 25 ° C durante 24 hr. Colocar uma pequena dose de levedura no meio da chapa para atrair as larvas eclodidas. </li><li> Recolhe 1 r larvas que migraram para a pasta de levedura, no centro da placa de sumo de maçã. Use uma espátula de metal para transferi-lo para uma placa de suco de maçã fresca. Pasta de levedura adicional pode ser adicionado para garantir que não é uma alimentação adequada até que os ensaios são realizados. Placas de sumo de uva, também pode ser usado no lugar de placas de sumo de maçã. </li><li> Obter tarde 2 ª e início 3 º instar larvae permitindo 1 º ínstar de idade para 40-48 horas. Dentro desta faixa das taxas de alimentação são constantes 13. A idade pode ser confirmado por meio de exame dos ganchos na boca uma vez que existem alterações distintas na estrutura desta com cada um muda de larvas. </li><li> Tarde 2 larvas 3 ª nd-precoce são coletados para ensaios de comportamento suavemente e extensivamente lavando pratos suco de maçã com água e coleta de larvas em um filtro de malha. As larvas são então transferidos para uma placa de ágar. </li><li> Todas as análises são realizadas em paralelo com o controlo e animais experimentais. </li></ol> 2. Paradigma Comportamental - Locomotion <ol><li> Colocar uma única larva de instar 3 rd sobre um substrato de agar a 2% em 100 milímetros de cultura de tecidos de prato e permitir a larva para aclimatar-se durante 30 seg. Larvas usar seus sclerites cefalofaringeano (ganchos boca) para impulsionar seus corpos em toda a superfície do substrato de ágar. Isso é feito em um prato separado, porque eut é mais difícil de visualizar as contracções do corpo na solução de levedura como o animal é quase a mesma cor que a levedura. </li><li> Observar e registrar cada posterior ao movimento anterior sobre o substrato por um período de 1 min. n = 20 para cada genótipo. Não mais do que 10 animais deverão ser analisadas por placa. </li></ol> 3. Comportamento Paradigma - Alimentação <ol><li> Usando rombas Inox # 5 pinças, transferir cuidadosamente o estádio de larva 3 rd da placa de agar locomotora para o centro de uma placa de ágar-cheia coberto com 5 ml de solução de 2% de levedura de padeiro activado. Certifique-se de que a solução é homogênea como o fermento vai resolver com o tempo. Quando na solução de levedura, as larvas em grande parte permanecem no local e alimentação, facilitando a observação do comportamento. A taxa de contracções gancho boca correlaciona-se directamente com a quantidade de alimento ingerido 14. </li><li> Permitir larva para se aclimatar para 30 seg. </li><li> Observar e registrar o número decontrações gancho na boca por um período de 1 min. n = 20 para cada genótipo. </li></ol> 4. Dissecções Gut larval <ol><li> Faça uma solução fixação em formol EM-grau 4% em tampão fosfato 1x (PBS) e coloque em um copo ponto 3 poços. </li><li> Dissecar cuidadosamente vagando tarde 3 º instar coragem de larvas em um prato de vidro 3-bem com solução PBS 1x, certificando-se de cada vez que o proventrículo é deixada intacta. Com uma pinça, segure a extremidade posterior, e com a outra, segure os ganchos na boca. Enquanto segura o imóvel extremidade posterior, puxe delicadamente sobre os ganchos na boca para ter acesso a coragem. Remova todos os tecidos associados (glândulas salivares, cérebro, corpo de gordura, etc), em seguida, transferir cada intestino para o prato 3 poços contendo a correção formaldeído. Vagando 3 º instar larva são usados ​​porque nesta fase de desenvolvimento, a larva deixa de se alimentar em preparação para pupariation, eo proventrículo é limpo de levedura. </li> &lt;li&gt; Incubar entranhas a 4 ° C durante a noite numa caixa de cultura de tecido opaco. </li><li> Antes de retirar solução fixação em formol a partir de poços, remova o ceco gástrico e prenda o intestino médio ~ 150 ï ¿½ 2 do proventrículo de modo que as projeções podem ser claramente vistos sem impedimento. </li><li> Retirar correcção de formaldeído a partir de poços e substituir com 1x PBT (1x PBS, 0,1% livre de protease de albumina de soro bovino, X-100 0,1% de Triton) solução tampão. Lave coragem 6x por 10 min em 1x PBT. Coloque amostras de tecido em um rotor mecânico ao fazer lavagens. </li><li> Incubar a 4 ° C durante 1 hora em 10 -6 M de 5-HT para melhorar a sinalização da serotonina. Lave coragem 6x por 10 min em 1x PBT. Estudos anteriores demonstraram que esta concentração de exógena 5-HT não afeta a arquitetura neuronal ou densidade varicosity em análises de imuno-histoquímica e simplesmente aumenta o sinal de ruído 15-16. </li><li> Incubar a 4 &amp;# 176; C durante a noite em anticorpo primário anti-serotonina (monoclonal criado em mouse ou policlonal em coelho). Lave coragem 6x por 10 min em 1x PBT. Coloque amostras de tecido em um rotor mecânico ao fazer lavagens. </li><li> Incubar a 4 ° C durante 90 min, em anticorpo secundário (Alexa Fluor 568 anticorpo de cabra anti-ratinho ou anti-IgG de coelho, diluição 1:400). Lave coragem 6x por 10 min em 1x PBT. Coloque amostras de tecido em um rotor mecânico ao fazer lavagens. </li><li> Incubar em carbonato de sódio 4 mM durante 10 min num rotor mecânico, em seguida, montar em 4% de n-propilo gallate/20 mM de carbonato de sódio, e vista sob fluorescência. O carbonato de sódio é utilizada para converter as amostras para o tampão e o pH utilizado nos meios de montagem. </li><li> Capturar imagens de amostras de tecidos com a ampliação de 400X imunocoradas para análise. </li></ol> 5. Análise de Neural dos circuitos <ol><li> Fibras de neurites foi quantificado (número e tamanho das varizese grau de ramificação) usando Neuroleucida e Neuroexplorer. No entanto, isso também pode ser feito manualmente ou utilizando o Simple Neurite Tracer (um aplicativo gratuito que pode ser baixado online). </li><li> Trace as projeções de fibra individuais do cérebro para o proventrículo e quantificar número varicosity, ramos e do número de grandes varizes por unidade de comprimento. As fibras axonais projetando a partir do cérebro são empacotados no nervo recurrens e não são acessíveis para análise até atingirem o proventrículo, onde eles se separam e fasciculada. </li></ol>

<ol><li>Weiss, E., Maness, P., Lauder, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Why+do+neurotransmitters+act+like+growth+factors%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Perspect+Dev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Why do neurotransmitters act like growth factors?</a> Perspect Dev Neurobiol. 5, 323-335 Forthcoming.</li>
<li>Herlenius, E., Lagercrantz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotransmitters+and+neuromodulators+during+early+human+development%5BTitle%5D)+AND+%22Early+Hum.+Dev%22%5BJournal%5D)">Neurotransmitters and neuromodulators during early human development.</a> Early Hum. Dev. 65, 21-37 Forthcoming.</li>
<li>Budnik, V., Wu, C., White, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+branching+of+serotonin-containing+neurons+in+Drosophila+mutants+unable+to+synthesize+serotonin+and+dopamine%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine.</a> J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).</li>
<li>Sodhi, M., Sanders-Bush, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serotonin+and+brain+development%5BTitle%5D)+AND+%22International+Review+of+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Serotonin and brain development.</a> International Review of Neurobiol. 59, 111-174 (2004).</li>
<li>Goldberg, J., Kater, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+and+function+of+the+neurotransmitter+serotonin+during+development+of+the+Helisoma+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Expression and function of the neurotransmitter serotonin during development of the Helisoma nervous system.</a> Dev. Biol. 131, 483-495 (1989).</li>
<li>Goldberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serotonin+regulation+of+neurite+outgrowth+in+identified+neurons+from+mature+and+embryonic+Helisoma+triyolvis%5BTitle%5D)+AND+%22Perspect+Dev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Serotonin regulation of neurite outgrowth in identified neurons from mature and embryonic Helisoma triyolvis.</a> Perspect Dev Neurobiol. 5, 373-387 (1998).</li>
<li>Haydon, P., McCobb, P., Kater, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serotonin+selectively+inhibits+growth+cone+motility+and+synaptogenesis+of+specific+identified+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Sci%22%5BJournal%5D)">Serotonin selectively inhibits growth cone motility and synaptogenesis of specific identified neurons.</a> Sci. 226, 561-564 (1984).</li>
<li>Neckameyer, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+trophic+role+for+serotonin+in+the+development+of+a+simple+feeding+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A trophic role for serotonin in the development of a simple feeding circuit.</a> Dev. Neurosci. 32, 217-237 Forthcoming.</li>
<li>De Vry, J., Schreiber, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+selected+serotonin+5-HT+1+and+5-HT+2+receptor+agonists+on+feeding+behavior%3A+possible+mechanisms+of+action%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Biobehav.+Rev%22%5BJournal%5D)">Effects of selected serotonin 5-HT 1 and 5-HT 2 receptor agonists on feeding behavior: possible mechanisms of action.</a> Neurosci. Biobehav. Rev. 24, 341-353 (2000).</li>
<li>Schoofs, A., Niederegger, S., van Ooyen, A., Heinzel, H., Spieß, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+brain+can+eat%3A+Establishing+the+existence+of+a+central+pattern+generator+for+feeding+in+third+instar+larvae+of+Drosophila+virilis+and+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">The brain can eat: Establishing the existence of a central pattern generator for feeding in third instar larvae of Drosophila virilis and Drosophila melanogaster.</a> J. Insect Physiol. 56, 695-705 (2010).</li>
<li>Spieß, R., Schoofs, A., Heinzel, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomy+of+the+stomatogastric+nervous+system+associated+with+the+foregut+in+Drosophila+melanogaster+and+Calliphora+vicin+third+instar+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Morphol%22%5BJournal%5D)">Anatomy of the stomatogastric nervous system associated with the foregut in Drosophila melanogaster and Calliphora vicin third instar larvae.</a> J. Morphol. 269, 272-282 (2008).</li>
<li>Neckameyer, W. S., Bhatt, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotrophic+actions+of+dopamine+on+the+development+of+a+serotonergic+feeding+circuit+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Cent+NeuroSci%22%5BJournal%5D)">Neurotrophic actions of dopamine on the development of a serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster.</a> Biomed Cent NeuroSci. 13, 26(2012).</li>
<li>Sewall, D., Burnet, B., Connolly, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+analysis+of+larval+feeding+behavior+in+Drosophila+melanogaste%5BTitle%5D)+AND+%22Genet.+Res%22%5BJournal%5D)">Genetic analysis of larval feeding behavior in Drosophila melanogaste.</a> Genet. Res. 24, 163-173 (1975).</li>
<li>Joshi, A., Mueller, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+higher+feeding+rate+in+Drosophila+due+to+density-dependent+natural+selection%5BTitle%5D)+AND+%22Evolution%22%5BJournal%5D)">Evolution of higher feeding rate in Drosophila due to density-dependent natural selection.</a> Evolution. 42, 1090-1093 (1988).</li>
<li>Budnik, V., Wu, C., White, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+branching+of+serotonin-containing+neurons+in+Drosophila+mutants+unable+to+synthesize+serotonin+and+dopamine%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine.</a> J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).</li>
<li>Sykes, P., Condron, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+sensitivity+to+serotonin+of+Drosophila+varicosities+in+the+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Development and sensitivity to serotonin of Drosophila varicosities in the central nervous system.</a> Dev. Biol. 286, 207-216 (2005).</li>
<li>Garrity, P. A., Goodman, M. B., Samuel, A. D., Sengupta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Running+hot+and+cold%3A+behavioral+strategies%2C+neural+circuits%2C+and+the+molecular+machinery+for+thermotaxis+inC.+elegansand+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Running hot and cold: behavioral strategies, neural circuits, and the molecular machinery for thermotaxis inC. elegansand Drosophila.</a> Genes Dev. 24, 2365-2382 (2010).</li>
<li>McKemy, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+sensing+across+species%5BTitle%5D)+AND+%22Pflugers+Archives%22%5BJournal%5D)">Temperature sensing across species.</a> Pflugers Archives. 454, 777-791 (2007).</li>
</ol>

Não temos nada a divulgar.

Desenvolvimento aberrante do circuito stomatogastric serotoninérgica, que ocorre durante o final de embriogênese, afetará a sua função madura. As alterações na arquitectura de neurites que inervam o intestino pode ser correlacionada com a saída funcional do circuito, que é a taxa de alimentação (medido por contracções gancho boca numa solução de levedura) (Figura 1). O uso do sistema bipartido UAS-Gal4 em Drosophila torna possível visar especificamente para cima ou para baixo regulado a express...

Drosophila é um sistema modelo extremamente poderosa para o estudo do desenvolvimento neural circuito devido ao tempo de geração rápidos e de baixo custo experimental, e a capacidade de manipular e controlar os factores genéticos e ambientais. Neurogênese, descoberta caminho neuronal e sinaptogênese são conservados entre os humanos e Drosophila, portanto os mecanismos de criação, manutenção e modificação de circuitos neurais são conservadas também. Neurotransmissores clássicos, como a serotonina (5-hidroxitriptamina ou 5-HT) podem servir como fatores de crescimento antes de adotar seus papéis como moléculas de sinalização no circuito neural maduro 1-3 Estudos anteriores demonstraram que os níveis perturbado de 5-HT durante o desenvolvimento embrionário altera a conectividade de neurónios maduros 4. Outros mostraram que a aplicação ectópica de 5-HT dos neurónios Helisoma reprimir o crescimento de neurites em cultura, bem como sinaptogénese 5-7. Em Drosophila, desenvolvimento níveis de 5-HT está inversamente relacionada com o número e tamanho varicosidade, bem como o grau de arborização urbana, ao longo do comprimento de neurites que se projectam para o intestino anterior do SNC 8. Neurotransmissão serotonérgica foi mostrado para modular comportamentos alimentares em diversas espécies, incluindo Drosophila 8-9. O circuito de alimentação em Drosophila é um circuito relativamente simples que pode ser usado como um modelo para correlacionar a saída funcional (alimentação) com alterações no desenvolvimento das projecções axonais do cérebro para o intestino anterior. Schoofs et al. têm mostrado que a Drosophila alimentação larval é regulada por geradores de padrão central que influenciam a musculatura 10. Embora a anatomia muscular específico não é completamente compreendido, tem sido mostrado que o nervo da antena, nervo maxilar, e nervo acessório protorácico são responsáveis ​​pelas metas musculares envolvidos nocomportamento alimentar. A maioria dos dados que envolvem a musculatura e nervo anatomia de alimentação de invertebrados é limitado a larvas Calliphora. A taxa de alimentação de larvas de segundo instar pode ser avaliada pela retração dos sclerites cefalofaringeano (ganchos na boca), e é reprodutível e de alto rendimento. As placas cefalofaringeano são inervados por fibras do centro de neurônios de 5-HT através do nervo frontal. O proventrículo, ou intestino anterior, é inervado por fibras serotoninérgicos (recurrens nervo) que fasciculada no intestino médio e são responsáveis ​​por contrações do intestino anterior (Figura 1) 11-12. Alterações na ramificação axonal, e o número e tamanho das varizes ao longo do comprimento da neurite, pode ser quantificada utilizando técnicas de imuno-histoquímica. Manipulando neuronal da 5-HT durante o desenvolvimento, quer directa quer indirectamente, pode alterar a saída funcional do circuito de alimentação, que pode ser avaliada e correlacionadas com as mudanças na morphology da arquitetura neurite.

<table><tbody><tr><td>Microscópio Eclipse E-800</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neuroleucida</td><td>MBF Biosciences</td><td>NL-15</td><td>Usado para analisar a arquitetura da fibra intestinal, não é necessário ter</td></tr><tr>o <td>software</td><td>de imagem Northern</td><td>Eclipse Empix Inc</td><td></td></tr><tr><td>G-2E/C TRITC EX 528-553</td><td>Nikon Instruments</td><td>96312</td><td>Filtro para anticorpo</td></tr> <tr><td>secundário específicoN.A. 0,75; W.D. 0,72 mm; Prisma DIC: 40xI, 40x I-C; Objetiva de Nikon</td><td>Instruments</td><td>MRH00400</td> com <td>mola usada para imagens</td></tr><tr><td>Simple Neurite Tracer</td><td>NIH Image J</td><td></td><td><a href="http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer">http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer</a></td></tr></tbody></table>

análise funcional do circuito de alimentação das larvas em drosophila</i

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

O circuito de alimentação serotonérgica em larvas de Drosophila melanogaster pode ser usado para investigar substratos neuronais de importância crítica durante o desenvolvimento do circuito. Usando a saída funcional do circuito de alimentação, alterações na arquitectura neuronal do sistema estomatogástrico pode ser visualizado. Comportamento alimentar pode ser registada por meio da observação da taxa de retracção dos ganchos na boca, que recebem a inervação do cérebro. Comportamento locomotor é usado como um controlo fisiológico da alimentação, uma vez que as suas larvas usar ganchos na boca para percorrer através de um substrato de agar. Alterações no comportamento alimentar pode ser correlacionada com a arquitectura axonal das neurites que inervam o intestino. Usando imunohistoquímica é possível visualizar e quantificar essas mudanças. O manuseio inadequado das larvas durante paradigmas de comportamento pode alterar dados como eles são muito sensíveis a manipulações. Imagem adequada da arquitetura neurite inervaçãoo intestino é crítica para a quantificação exacta do número e tamanho das varizes, bem como o grau de nós de ramificação. Análise da maioria dos circuitos de permitir apenas a visualização da arquitetura neurite ou efeitos comportamentais, no entanto, este modelo permite correlacionar a saída funcional do circuito com as deficiências na arquitetura neuronal.

O circuito de alimentação serotoninérgica no larva Drosophila pode servir como um modelo extremamente eficaz para observar a influência de fatores específicos no desenvolvimento do sistema nervoso. Quantificando taxa de alimentação, é possível ligar a arquitectura axonal do circuito de alimentação, com a sua saída funcional (Figura 1). O ensaio locomotor é usado como um controlo fisiológico para as retracções dos ganchos na boca, uma vez que as suas larvas usar ganchos na boca para impulsionar-...

O circuito de alimentação em larvas de Drosophila melanogaster serve um modelo simples, mas poderosa que permite mudanças na taxa de alimentação a ser correlacionada com alterações no circuito neural stomatogastric. Este circuito é composto por neurónios serotonérgicos centrais que enviam projecções para os ganchos na boca, bem como o tubo digestivo anterior.

Análise Funcional do circuito de alimentação das larvas em Drosophila</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

O objetivo geral deste procedimento é utilizar o sistema modelo Drosophila para correlacionar saídas comportamentais com alterações na arquitetura neural. Isso é realizado primeiramente montando gaiolas de população com Drosophila adultos para coletar larvas. O próximo passo do procedimento é avaliar a capacidade locomotora de larvas do final do segundo ao início do terceiro estágio larval.O terceiro passo é avaliar o comportamento alimentar das larvas observando a protrusão e retração de seus ganchos bucais. O passo final é dissecar e preparar amostras comprovadas de ventrículos de larvas no final do terceiro estágio larval utilizando técnicas de imuno-histoquímica. Em última análise, os resultados podem demonstrar como as alterações na arquitetura neural durante o desenvolvimento estão relacionadas a mudanças comportamentais por meio da combinação de ensaios comportamentais e microscopia de imunofluorescência.As implicações dessa técnica estendem-se para uma melhor compreensão do desenvolvimento da arquitetura neural, o que permite compreender melhor o progresso das doenças neurológicas. O procedimento será demonstrado por Prag Bot, um estudante de pós-graduação no meu laboratóri

functional-analysis-of-the-larval-feeding-circuit-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

De gravação simultânea de sinais de cálcio dos neurônios identificados e comportamento alimentar de Drosophila melanogaster</em

Larvas de Drosophila são capazes de associar estímulos odor com recompensa gustativa. Aqui nós descrevemos um paradigma comportamental simples que permite a análise da aprendizagem associativa apetitiva olfativo.

Aprendizagem associativa apetitiva olfativa em<em&gt; Drosophila</em&gt; As larvas

Este vídeo demonstra a visualização das interações proteína-proteína na junção neuromuscular (NMJ) Drosophila usando o Ensaio de Ligação de Proximidade (PLA). Depois de isolar as paredes do corpo, as proteínas que interagem são sondadas com anticorpos primários e anticorpos secundários conjugados com PLA. A proximidade das proteínas que interagem facilita a ligação de sondas com oligonucleotídeos conectores, formando DNA circular, que é então amplificado por amplificação de círculo rolante. As...

Detecção de interações proteína-proteína em larvas de Drosophila usando um ensaio de ligação de proximidade

O ensaio CApillary FEeder (CAFE) é um método simples, econômico e altamente confiável para investigar os mecanismos subjacentes à ingestão de alimentos. Usado com o organismo modelo genético altamente versátil Drosophila melanogaster, ele fornece um meio poderoso de obter novos insights sobre os mecanismos regulatórios da ingestão de alimentos.

O capilar alimentador ensaio mede ingestão alimentar em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Ensaios quantitativos de ingestão de alimentos com comida tingido fornecem um robusto e alta produtividade significa avaliar a motivação de alimentação. Combinando o ensaio de consumo de alimentos com thermogenetic e telas de optogenetic é uma poderosa abordagem para investigar os circuitos neurais subjacentes apetite em adultos melanogaster da drosófila.

Combinando os ensaios quantitativos de ingestão de alimentos e forçosamente, ativando os neurônios para estudar o apetite em Drosophila

O objetivo deste protocolo é medir a contração da cultura e quantificar a distribuição de alimentos no intestino de Drosophila.

Medindo motilidade de cultura e passagem de alimentos em Drosophila

Descrito aqui é um protocolo que permite a quantificação colorimétrica da quantidade de alimentos comidos dentro de um intervalo definido de tempo por larvas de melanogaster Drosophila expostas a dietas de diferentes qualidades macronutrientes. Esses ensaios são conduzidos no contexto de uma tela termogenética neuronal.

Quantificação da ingestão de Macronutrientes em uma Tela Neuronal Termogenética usando Larvas de Drosophila

Apresentamos um protocolo para um ensaio de alimentação de duas opções para moscas. Este ensaio de alimentação é rápido e fácil de executar e é adequado não apenas para pesquisas de laboratório de pequena escala, mas também para telas comportamentais de alto rendimento em moscas.

Um ensaio rápido de preferência alimentar em Drosophila

O ensaio alimentador de microplacos oferece um método econômico de alta produtividade para quantificar o consumo de alimentos líquidos em Drosophila. Um dispositivo impresso em 3D conecta uma microplaca de 96 poços na qual as moscas estão alojadas em uma microplaca de 1536 poços da qual as moscas consomem uma solução de alimentação com um corante rastreador. O declínio do volume da solução é medido espectrofotometricamente.

Um ensaio alimentador de microplaco de alta produtividade para quantificação do consumo em Drosophila

Aqui, discutimos um fluxo de trabalho para preparar, dissecar, montar e obter imagens de cérebros de explantes vivos de larvas de terceiro ínstar de Drosophila melanogaster para observar a dinâmica celular e subcelular sob condições fisiológicas.

Imagem de células vivas de cérebros de larvas de terceiro ínstar de Drosophila melanogaster

O protocolo apresenta um método de alto rendimento e custo-benefício para avaliar a neurotoxicidade na mosca-da-fruta por meio da quantificação da disfunção locomotora como alternativa aos modelos tradicionais de mamíferos. Tem como objetivo avaliar os efeitos neurotóxicos de compostos farmacêuticos, agentes ambientais ou modificações genéticas usando um modelo sensível, reprodutível e eticamente favorável.

Análise comportamental da disfunção locomotora em Drosophila melanogaster como leitura de neurotoxicidade

Aprenda a analisar o comportamento alimentar em larvas de Drosophila melanogaster usando ensaios comportamentais e microscopia de imunofluorescência. Este método correlaciona alterações na arquitetura neural com mudanças nas taxas de alimentação.

Análise Funcional do circuito de alimentação das larvas em Drosophila

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