Name: Estudo da migração celular em Canais microfabricados (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 36 s
Description: Aprenda a estudar migração celular confinada em canais microfabricados de PDMS usando fibronectina e análise de imagem. Este método permite quantificar velocidades de diferentes tipos celulares em experimentos únicos.

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Os autores agradecem grandemente a plataforma PICT IBISA no Institut Curie (CNRS UMR144). Este trabalho foi financiado por concessões: o Conselho Europeu de Investigação para AM.LD (Strapacemi 243103), a Associação Nationale pour la Recherche (ANR-09-piri-0027-PCVI), a fundação InnaBiosanté (Micemico) para MP e PM. LD ea ERC Strapacemi jovem concessão investigador AM.LD.

Importante: Este protocolo assume que o molde contendo a forma para os microcanais desejados já foi feita. Outras informações sobre a preparação do molde já foi publicado em 10 de. Este protocolo também assume que DCs medula óssea cultura é conhecido. 1. Chip Fabrication <ol><li> Misture o óleo de PDMS e agente de cura em um 10:1 de peso em um copo de plástico. Misturar os dois compostos completamente. </li><li> Lançai a mistura ao longo dos microcanais rolamento do molde. A altura total deve estar compreendida entre 0,5-1 cm. </li><li> Remova as bolhas de ar em uma redoma de vácuo durante 1 hora. </li><li> PDMS endureça no molde, colocando este último num forno durante 2 horas a 65 ° C. </li><li> Uma vez que o PDMS é, à temperatura ambiente, cortado um pedaço grande em torno da estrutura, com uma lâmina de bisturi e retire-a a partir do molde (Figura 1A). </li><li> Faça furos onde as células serão injetadas (tipicamente 2 mm) e redimensionar o PDMScom uma lâmina cirúrgica para ajustar o tamanho de pratos com fundo de vidro em que a migração serão avaliados (Figura 1B). Antes de prosseguir, remover o pó residual do prato usando lente papel de limpeza. Isto favorece a ligação de PDMS de vidro descrito na etapa 1.10. </li><li> Limpe o chip redimensionada PDMS contendo os canais por degola e descamação fita adesiva nas laterais da estrutura. </li><li> Sonicar os pedaços PDMS 30 segundos em 70% de etanol para remover as poeiras e as pequenas partículas de PDMS. Seque-os rapidamente depois soprando ar limpo. </li><li> Ative os PDMS (estruturas para cima) e placas de cultura de ar (ou oxigênio) o tratamento de plasma durante 30 segundos a 300 mTorr. </li><li> Coloque ambas as superfícies ativadas em contato para ficar permanentemente os PDMS ao substrato. Se necessário, utilizar uma pinça metálica para pressionar ligeiramente por cima do PDMS de forçar o contacto entre o polímero e o vidro do prato (Figura 1C). </li><li> Incubar o chip no forno a 65 ° C for 1 hr para fortalecer a ligação. </li></ol> 2. Revestimento de microcanais <ol><li> Activar a toda a estrutura por plasma de ar a 300 mTorr durante 1 min. Isto vai promover a entrada de líquido para dentro dos canais no passo seguinte. </li><li> Encher rapidamente os orifícios de entrada do chip com fibronectina a 10 ug / ml em água. Outros substratos, tais como PEG podem ser utilizados para modificar a aderência celular para as paredes do canal. Preste atenção que o líquido se espalha por toda a estrutura. Isto pode ser facilmente verificado por olho sob luz normal ou usando um microscópio de campo claro regular. NOTA: Em estruturas muito pequenas, nas quais a difusão é mais difícil, a entrada de líquido nos canais podem ser forçados através da colocação da estrutura numa campânula de vácuo durante pelo menos 15 min. Para verificar a eficiência do revestimento de substratos fluorescentes pode ser utilizado (Figura 2). </li><li> Incubar 1 hora à temperatura ambiente para permitir a adsorção da fibronectina ou qualquer outro revestimento substtaxa para as paredes dos canais. </li><li> Lavar as estruturas 3x com PBS para remover o substrato nonbound. </li><li> Após a lavagem, passe para protocolo 3 ou armazenar o chip a 4 ° C para um uso posterior (24 máximo hr). </li></ol> 3. Célula de carga <ol><li> Remover o PBS a partir da placa e preencher o microsistema com meio celular. Deixe-incubar durante 1 hora para saturar os canais com o meio. NOTA: Para os experimentos que envolvem drogas como inibidores de molécula, é aconselhável pré-incubar os canais com um meio contendo a droga na concentração correta. Além disso, alguns medicamentos tendem a solubilizar na estrutura PDMS que reduz a concentração eficaz. Algumas soluções têm sido propostas para contrariar este problema 11-12. </li><li> Remover DCs flutuantes e recuperar as células semi-aderentes por lavagem com meio de cultura. Contagem de células utilizando um hemocitómetro. NOTA: Para imagens de núcleo, uma coloração de Hoechst 33342 pode ser conseguido por no antemãocubating 2 x 10 6 células durante 30 minutos com o corante a 200 ng / ml em meio completo. Lavar duas vezes por centrifugação para remover o excesso de corante, antes de continuar o protocolo. </li><li> Centrifugar as células a 300 xg durante 5 minutos (o tempo e a velocidade pode ser diferente, dependendo do tipo de célula) e descartar o meio. Dilui-se o sedimento para atingir uma concentração de 20 x 10 6 células / ml. </li><li> Remover o excesso de meio da placa e esvaziar os orifícios de entrada na estrutura de PDMS usando uma micropipeta. Encha as entradas com 5 mL de solução de células para atingir uma quantidade de 1 x 10 5 células em cada orifício de entrada. NOTA: Alta densidade celular é necessária para favorecer o contacto das células com os canais. Baixa densidade celular pode resultar em menor número de células no interior de canais e fracasso da experiência. </li><li> Incubar o microchip durante 30 min a 37 ° C na incubadora. Adicionar 2 ml de meio completo para o ensaio de prato. NOTA: A estrutura inteira PDMS deve be coberto a fim de evitar a secagem das células durante a experiência. Se 2 ml não é suficiente, adicione mais meio para cobrir completamente a estrutura de PDMS. </li></ol> 4. Imagem <ol><li> Limpar a superfície inferior externa dos pratos com tecido de limpeza de lentes antes da colocação das placas sob o microscópio. </li><li> Para analisar a migração em grande número de células, usar ampliação de 10X e de iluminação de campo numa ampla de CO 2 e de temperatura equipado de vídeo-microscópio (Figura 3). Para facilitar o rastreamento de pilha, Hoechst coloração e luz UV pode ser usado (veja o passo 3.2). A migração pode ser também analisados ​​usando microscopia confocal a fim de obter maior resolução de estruturas celulares durante a migração. </li><li> Para a microscopia de lapso de tempo em 10X, escolha uma frequência de tempo de acordo com a velocidade da célula esperada (tipicamente 2 min para as células dendríticas que migram com uma velocidade de 5 mm / min). Nota: O protocolo descrito aqui faz not incluem a análise dos parâmetros de migração celular. Alguns pontos são listados na discussão para aconselhar os leitores sobre como proceder para extrair informações a partir de filmes de lapso de tempo. </li></ol>

<ol><li>Lauffenburger, D. A., Horwitz, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration%3A+a+physically+integrated+molecular+process%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Cell migration: a physically integrated molecular process.</a> Cell. 84 (3), 359-369 (1996).</li>
<li>Lämmermann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+leukocyte+migration+by+integrin-independent+flowing+and+squeezing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Rapid leukocyte migration by integrin-independent flowing and squeezing.</a> Nature. 453 (7191), 51-55 (2008).</li>
<li>Schor, S. L., Allen, T. D., Harrison, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration+through+three-dimensional+gels+of+native+collagen+fibres%3A+collagenolytic+activity+is+not+required+for+the+migration+of+two+permanent+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell.+Sci%22%5BJournal%5D)">Cell migration through three-dimensional gels of native collagen fibres: collagenolytic activity is not required for the migration of two permanent cell lines.</a> J. Cell. Sci. 41, 159-175 (1980).</li>
<li>Steinman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decisions+about+dendritic+cells%3A+past%2C+present%2C+and+future%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Decisions about dendritic cells: past, present, and future.</a> Annu. Rev. Immunol. 30, 1-22 (2012).</li>
<li>Faure-André, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+dendritic+cell+migration+by+CD74%2C+the+MHC+class+II-associated+invariant+chain%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Regulation of dendritic cell migration by CD74, the MHC class II-associated invariant chain.</a> Science. 322 (5908), 1705-1710 (2008).</li>
<li>Renkawitz, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptive+force+transmission+in+amoeboid+cell+migration%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Adaptive force transmission in amoeboid cell migration.</a> Nat. Cell Biol. 11 (12), 1438-1443 (2008).</li>
<li>Jacobelli, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confinement-optimized+three-dimensional+T+cell+amoeboid+motility+is+modulated+via+myosin+IIA-regulated+adhesions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Confinement-optimized three-dimensional T cell amoeboid motility is modulated via myosin IIA-regulated adhesions.</a> Nat. Immunol. 11 (10), 953-961 (2010).</li>
<li>Irimia, D., Charras, G., Agrawal, N., Mitchinson, T., Toner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polar+stimulation+and+constrained+cell+migration+in+microfluidic+channels%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Polar stimulation and constrained cell migration in microfluidic channels.</a> Lab Chip. 7 (12), 1783-1790 (2007).</li>
<li>Moreau, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+in+situ+cytometry+uncovers+T+cell+receptor+signaling+during+immunological+synapses+and+kinapses+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Dynamic in situ cytometry uncovers T cell receptor signaling during immunological synapses and kinapses in vivo.</a> Immunity. 37 (2), 351-363 (2012).</li>
<li>Heuzé, M. L., Collin, O., Terriac, E., Lennon-Duménil, A. M., Piel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration+in+confinement%3A+a+micro-channel-based+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell migration in confinement: a micro-channel-based assay.</a> Methods Mol. Biol. 769, 415-434 (2011).</li>
<li>Ren, K., Zhao, Y., Su, J., Ryan, D., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Convenient+method+for+modifying+poly%28dimethylsiloxane%29+to+be+airtight+and+resistive+against+absorption+of+small+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Convenient method for modifying poly(dimethylsiloxane) to be airtight and resistive against absorption of small molecules.</a> Anal. Chem. 82 (14), 5965-5971 (2010).</li>
<li>Ren, K., Dai, W., Zhou, J., Su, J., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-Teflon+microfluidic+chips%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Whole-Teflon microfluidic chips.</a> PNAS. 108 (20), 8162-8166 (2011).</li>
<li>Maiuri, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+first+World+Cell+Race%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">The first World Cell Race.</a> Curr Biol. 22 (17), 673-675 (2012).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Descrevemos aqui um dispositivo composto por microcanais como um método para estudar as propriedades migratórias de grande número de células em experiências individuais. Este sistema experimental imita as restrições ambientais confinados encontradas em tecidos de células migratórias endógenos. No entanto, forçando a migração de uma única dimensão, que facilita o controle automático de células e a extracção da mensuráveis ​​(Figura 5). Também mostram que o nosso dispositivo é compatível com a microscopia...

A migração é uma função celular complexa que é importante para diversos processos fisiológicos em organismos multicelulares, incluindo o desenvolvimento, respostas imunitárias, e a regeneração de tecidos. Além disso, certas situações patológicas, tais como a invasão do tumor e metástases dependem de motilidade celular 1. Por estas razões, a migração celular tornou-se um importante campo de estudo no contexto de investigação fundamental e de translação. In vivo, a maioria dos tecidos são caracterizado por uma matriz extracelular rica e elevada densidade celular. A migração celular, por conseguinte, em condições fisiológicas, ocorre num ambiente confinado complexo. Classicamente, muito provavelmente devido a razões históricas e limites técnicos, a migração de células foi estudada em sistemas 2d plana que não se reproduzem muitas das propriedades ambientais encontradas em tecidos, tais como o confinamento. Além disso, os factores como a adesão de células, que são essenciais para a motilidade em 2D, foram recentemente mostrou não ser necessariamente necessária para a migração in vivo, ou dentro geles, o que sugere que os mecanismos que governam a locomoção das células em 2D e em outros ambientes são distintos 2. Vários sistemas têm sido desenvolvidos para imitar as propriedades do complexo de tecidos, o mais famoso géis de colagénio, sendo que visam recapitulando as propriedades da composição da matriz extracelular 3. Aqui propomos microcanais como método complementar simples que permite a migração de células de estudo em uma dimensão em um ambiente confinado. Neste sistema, as células migram ao longo de microcanais em que eles entram espontaneamente. Células migratórias então adquirir a forma dos canais, que adopta uma geometria tubular que provavelmente reforça a sua polaridade. O movimento linear das células dos canais permite o seguimento automático de células e a extracção de parâmetros quantitativos obtidos em experiências. Do ponto de vista técnico, este sistema é fácil e flexível. O coating das paredes do canal pode ser manipulado, o tamanho e a forma dos canais pode ser adaptado, e um grande número de células pode ser analisada em experiências individuais. Este sistema pode também ser ampliado para realizar a análise de tela intervalo médio de moléculas envolvidas na motilidade celular. O protocolo aqui descrito foi normalizado utilizando células dendríticas (DC) como um modelo celular. Estas células são a chave para o sistema imunitário que eles participam na iniciação e manutenção de respostas imunitárias específicas 4. In vitro, DCs foram mostrados para migrar espontaneamente em ambientes confinados, e são, portanto, um bom modelo para estudar a motilidade celular em microcanais 5,6 . Importante, este sistema pode ser ampliado para analisar a migração de qualquer outro tipo de células móveis, como os linfócitos T, neutrófilos, células de tumor ou 7-9.

<table><tbody><tr><td>Polidimetilsiloxano (PDMS)</td> <td>GE Silicones</td><td>RTV615</td><td>Pacote de 90% de base de silicone e 10% de agente de cura</td></tr><tr><td>Cortador de amostras de núcleo</td><td>Ted Pella Int.</td><td>Harris Uni-Core</td><td>Diâmetro 2,5 mm</td></tr><tr><td>Prato com fundo de vidro</td><td>WPI</td><td>Fluorodish FD 35-100</td><td></td></tr><tr><td>Limpador ultrassônico</td><td>Branson Ultrasonics</td><td>Branson 200</td><td></td></tr><tr><td>Limpador de plasma</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC 32 G</td><td>Para amostras pequenas (35 pratos). Uma versão maior também está disponível</td></tr><tr><td>: Fibronectina de plasma bovino</td>, <td>Sigma Aldrich</td><td>F0895</td><td></td></tr>, <tr><td>PEG enxertado com polilisina (Pll-g-PEG)</td><td>Susos</td><td>PLL(20)-g[3.5]-PEG(5)</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td>, <td>Sigma Aldrich</td><td>B2261</td><td></td></tr>, <tr><td>Y27632</td>, <td>TOCRIS</td><td>1254</td><td></td></tr></tbody></table>

estudo da migração celular em canais microfabricados

Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

O método descrito aqui permite o estudo de migração celular sob confinamento numa dimensão. Ele baseia-se no uso de canais microfabricados, que impõem um fenótipo de células polarizadas por constrangimentos físicos. Uma vez que os canais internos, as células têm apenas duas possibilidades: seguir em frente ou para trás. Esta migração simplificada em que a direcionalidade é restrito facilita o rastreamento automático de células e extração de parâmetros quantitativos para descrever o movimento celular. Estes parâmetros incluem a velocidade da célula, mudanças de direcção e pausas durante o movimento. Microcanais também são compatíveis com a utilização de marcadores fluorescentes e são, portanto, adequados para estudar a localização de organelos e estruturas intracelulares durante a migração celular em alta resolução. Finalmente, a superfície dos canais podem ser funcionalizados com diferentes substratos, permitindo que o controlo das propriedades adesivas dos canais ou o estudo de haptotaxia. Em resumo, o sistema de here descrito destina-se a análise da migração de grandes números de células em condições em que tanto a geometria e a natureza bioquímica do ambiente são controlados, facilitando a normalização e reprodutibilidade de experiências independentes.

Em cada experimento, a superfície do PDMS revestido com uma molécula adaptado para o interesse do estudo. Figura 2 mostra os canais revestidos com uma molécula fluorescente, PLL-g-PEG, antes e após a lavagem (passo 2.4). Tal experiência permite o controlo da homogeneidade do revestimento dos canais. Após o carregamento da célula, microscopia de vídeo pode ser realizada a seguir a migração celular. Figura 3A mostra um exemplo de DC migrando em microcanais, a ...

Um método quantitativo para estudar a migração espontânea de células em um microambiente confinado unidimensional é descrito. Este método tira vantagem de canais microfabricados e pode ser utilizado para estudar a migração de grande número de células em condições diferentes nas experiências individuais.

Estudo da migração celular em Canais microfabricados

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which ...

O objetivo geral do experimento a seguir é preparar canais microfabricados para estudar a migração celular espontânea confinada. Isso é alcançado primeiramente preparando o chip de poli dimetil siloxano ou PDMS contendo os canais. Como segundo passo, os canais são revestidos com fibronectina ou outro substrato de revestimento, o que permite a funcionalização do dispositivo.Após várias lavagens, as células dendríticas são carregadas no microsistema para estudar a migração celular. São obtidos resultados que mostram diferenças na velocidade entre diferentes tipos celulares ou tratamentos, com base na microscopia e na análise de imagens. A principal vantagem desta técnica em relação a métodos existentes, como a migração clássica em dois compartimentos, é que confrontamos a geometria e a confinamento das células.De modo geral, indivíduos novos neste método enfrentarão dificuldades devido à precisão necessária para executar cada etapa. Para iniciar, misture óleo de PDMS e agente de cura na proporção de 10 para um em peso, em um copo plástico, misturando bem ambos os compostos; em seguida, despeje a mistura sobre o molde contendo os microcanais. A altura total deve estar entre 0,5 e um centímetro.Remova todas as bolhas de ar em uma câmara de vácuo por uma hora, depois endureça o PDMS na forma colocando-o em uma estufa por duas horas a 65 graus Celsius. Após o PDMS ter esfriado à temperatura ambiente, corte um grande pedaço ao redor da estrutura com uma lâmina cirúrgica e retire-o da forma. Em seguida, faça furos onde as células serão injetadas e ajuste o tamanho do PDMS com uma lâmina cirúrgica para que se encaixe em placas de fundo de vidro nas quais a migração será avaliada e limpas.O chip de PDMS redimensionado contendo os canais é submetido à adesão e remoção de fita adesiva nas laterais da estrutura para sonificar os fragmentos de PDMS. Sonique por 30 segundos em etanol 70% para remover poeira e pequenas partículas de PDMS antes de prosseguir. Remova a poeira residual do recipiente utilizando papel para limpeza de lentes.Ative o PDMS e as placas de cultura por tratamento com plasma de ar durante 30 segundos a 300 militorr; coloque ambas as superfícies ativadas em contato para aderir permanentemente o PDMS ao substrato, se necessário. Utilize pinças metálicas para pressionar levemente a parte superior do PDMS, forçando o contato entre o polímero e o vidro da placa. Incube o chip em estufa a 65 graus Celsius por uma hora.Para fortalecer a ligação, ative toda a estrutura por plasma de ar a 300 millitorr durante um minuto. Isso promoverá a entrada do líquido nos canais na próxima etapa. Em seguida, preencha rapidamente os orifícios de entrada do chip com fibronectina a 10 microgramas por mililitro em água.Outros substratos, como polietileno glicol, podem ser usados para modificar a aderência celular às paredes do canal. Preste atenção para que o líquido se espalhe por toda a estrutura. Isso pode ser facilmente verificado a olho nu sob luz comum ou utilizando um microscópio de campo claro convencional.Em seguida, incubar a estrutura por uma hora à temperatura ambiente para permitir a absorção da fibronectina ou de qualquer outro substrato de revestimento nas paredes dos canais. Por fim, lavar as estruturas para remover o substrato não ligado, removendo todo o líquido dos canais e da placa antes de mergulhar em solução salina tamponada com fosfato ou PBS por cinco minutos. Remover o PBS da placa e preencher o microsistema com meio celular.Deixe a placa incubando por uma hora para saturar os canais com o meio, a fim de coletar as células para imagem. Remova as células dendríticas em suspensão e recupere as células semiadirentes lavando a placa com meio de cultura. Antes de contar as células.Usando um centrífugo de hemocitômetro, centrifugue as células a 300 vezes G por cinco minutos e descarte o meio. Dilua o pellet para atingir uma concentração de 20 milhões de células por mililitro. Remova o excesso de meio da placa e esvazie os orifícios de entrada na estrutura de PDMS.Usando uma micropipeta, preencha as entradas com cinco microlitros de solução celular para atingir uma quantidade de um vezes 10 à quinta células em cada orifício de entrada. Após incubar o microchip por 30 minutos a 37 graus Celsius no incubador, adicione dois mililitros de meio completo à placa de experimento para imageamento.Primeiro, limpe a superfície externa inferior das placas com papel para limpeza de lentes antes de colocar as placas sob o microscópio. Para analisar a migração em um grande número de células, utilize ampliação de 10 x e iluminação de campo amplo em um microscópio de vídeo equipado com CO₂ e controle de temperatura, para facilitar o rastreamento celular. A coloração de Hirsch e luz UV podem ser utilizadas conforme discutido no protocolo do texto para microscopia com imagens em intervalos de tempo na ampliação de 10 x.Escolha uma frequência de tempo de acordo com a velocidade celular esperada. Isso geralmente corresponde a dois minutos para células dendríticas migrando com velocidade de cinco mícrons por minuto. Em cada experimento, a superfície do PDMS é revestida com uma molécula adaptada ao objetivo do estudo.Nesta figura, os canais são revestidos com uma molécula fluorescente. Polilisina enxertada em polietilenoglicol antes e após a lavagem. Esse tipo de experimento permite controlar a homogeneidade do revestimento nos canais; após o carregamento celular, pode-se realizar microscopia de vídeo para acompanhar a migração celular.Aqui está um exemplo de células dendríticas migrando em microcanais com uma densidade apropriada para o rastreamento das células. O contraste de fase e a coloração de hersch podem ser utilizados para esse fim. A técnica também é compatível com microscopia confocal fluorescente com maior resolução e pode ser usada para rastrear organelas ou estruturas celulares, como demonstrado na dinâmica da actina polimerizada em células dendríticas migratórias que expressam life act GFP.Um exemplo de quantificação da motilidade celular analisada em células dendríticas migratórias é mostrado aqui. A força gerada por células dendríticas de tipo selvagem ou tratadas com cloreto de Y 27 632 di-hidrocloridrato mostra que a droga é um inibidor bem caracterizado da contratilidade e migração celular, e foi utilizada para verificar a capacidade do sistema em detectar alterações na velocidade. O kog pode ser analisado mais detalhadamente para extrair a posição e o tamanho das células como função do tempo, permitindo o estudo de diferentes parâmetros para descrever a migração celular.A velocidade da migração foi monitorada por meio da imagem da posição do núcleo utilizando um software desenvolvido internamente. As células dendríticas apresentam uma velocidade média próxima a seis mícrons por minuto. O tratamento com a droga diminui significativamente sua velocidade.Este exemplo mostra o poder da técnica, que permite a quantificação de grandes números de células em experimentos individuais e a utilidade do sistema para detectar diferenças induzidas por tratamentos com fármacos. Uma vez dominada, a técnica demonstrada aqui pode ser realizada em três horas, se for executada corretamente após seu desenvolvimento. Esta técnica abriu caminho para pesquisadores na área de migração estudarem a locomoção celular em ambientes confinados controlados.

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Bioengenharia

Um dispositivo de microfluidos para a investigação de compartimentalizar cancro migração de células estaminais é descrito. Esta plataforma inovadora cria um microambiente viável celular e permite a visualização microscópica de locomoção de células vivas. Altamente móveis células cancerosas são isolados para estudar os mecanismos moleculares de infiltração agressiva, levando potencialmente a terapias mais eficazes no futuro.

Avaliação do Câncer de Migração Stem Cell Usando compartimentar dispositivos microfluídicos e imagens de células vivas

O ensaio de pista phagokinetic motilidade é um método utilizado para avaliar o movimento das células. Especificamente, o ensaio mede quimiocinese (motilidade celular aleatória) ao longo do tempo de uma forma quantitativa. O ensaio tira vantagem da capacidade das células para criar uma faixa mensurável do seu movimento em coloidais de ouro revestidas com lamelas.

Uma avaliação quantitativa da migração celular pelo ensaio Phagokinetic faixa Motilidade

Um método para a montagem de gradientes de adesivo e solúvel em uma câmara de microscopia para estudos de migração de células vivas é descrito. O ambiente artificial combina superfícies antivegetativas e faixas adesivas com gradientes de solução e, portanto, permite que se determine a importância relativa das pistas de orientação.

Criando Gradientes adesivas e solúvel para a migração celular Imaging com Microscopia de Fluorescência

A migração celular é uma parte importante do desenvolvimento e da vida humana. A fim de entender os mecanismos que podem alterar a migração celular, apresentamos um sistema de difusão de gradiente planar para investigar a quimiotaxia em uma matriz de colágeno 3D, o que permite superar as limitações modernas da câmara de difusão dos ensaios existentes.

Gradiente planar do sistema de difusão para investigar Quimiotaxia numa Matriz de Colagénio 3D

Muitos dispositivos microfluídicos foram desenvolvidos para uso no estudo da eletrotaxia. No entanto, nenhum desses chips permite o estudo eficiente dos efeitos simultâneos de campo químico e elétrico (EF) nas células. Desenvolvemos um dispositivo à base de polimetilmetacrilato que oferece FE coexistente melhor controlada e estimulação química para uso em pesquisa de eletrotaxia.

Electrotaxis Estudos de pulmão células de câncer usando um Multichannel Dual-elétrico-campo Microfluidic Chip

Este protocolo detalha um método personalizada para medir a migração celular em resposta a quimioatractores, que também podem ser utilizados para determinar a taxa de difusão de um fármaco a partir de uma matriz de polímero.

A Câmara customizáveis ​​para a migração celular de medição

O controle de gradientes químicos e de oxigênio é essencial para culturas de células. Este artigo relata um dispositivo microfluídico de polidimetilsiloxano-policarbonato (PDMS-PC) capaz de gerar de forma confiável combinações de gradientes químicos e de oxigênio para estudos de migração celular, que podem ser praticamente utilizados em laboratórios biológicos sem instrumentação sofisticada.

Polidimetilsiloxano-policarbonato microfluídicos para celular Estudos Migratórios Sob Perpendicular Chemical e gradientes de oxigênio

Migração de células coletivas em desenvolvimento, cicatrização de feridas e metástase oncológica é muitas vezes guiada pelos gradientes de fatores de crescimento ou moléculas de sinalização. Descrito aqui é um sistema experimental que combina microscopia de tração com um sistema microfluídico e uma demonstração de como quantificar a mecânica da migração coletiva gradiente bioquímico.

Microscopia de tração integrada com Microfluidics para migração coletiva Chemotactic

Neste protocolo, um ensaio biomimético de microfluido, que pode reproduzir um ambiente microvascular fisiologicamente relevante e reproduzir toda a cascata de adesão/migração leucócito, é empregado para estudar interações células leucócitos-endoteliais em doenças inflamatórias.

Um sistema microfisiológico para estudar a interação das células leucócitos-endoteliais durante a inflamação

Um protocolo para a avaliação quantitativa da migração de células 3D dentro e para a interface de hidrogéis granulares é apresentado aqui.

Quantificando a migração celular tridimensional dentro e dentro de biomateriais de hidrogel granular

Aprenda a estudar migração celular confinada em canais microfabricados de PDMS usando fibronectina e análise de imagem. Este método permite quantificar velocidades de diferentes tipos celulares em experimentos únicos.

Estudo da migração celular em Canais microfabricados

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