Name: Em Medidas Vivo eletrofisiológicos nos nervos ciático Rato (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 7 s
Description: Aprenda a realizar medições eletrofisiológicas em nervos ciáticos de camundongos anestesiados. Este método permite analisar propriedades de condução nervosa em modelos animais de doenças neuromusculares.

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Este trabalho foi apoiado pelo SFB 604, DFG MO 1421/2-1 e Krebshilfe 107089 (para HM). AS é destinatário de um Prêmio Jovem Investigador de Tumor das Crianças Foundation (Nova York, EUA).

O presente estudo foi realizado de acordo com a Lei de Proteção dos Animais da República Federal da Alemanha (Bundesrepublik Deutschland Tierschutzgesetz der) e foi aprovada pela Secretaria de Estado da Turíngia para a Segurança Alimentar e Defesa do Consumidor (Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz). 1. Definir as Medidas <ol><li> Anestesiar os ratos por isoflurano / O 2 inalação - para a iniciação de anestesia 3%, para a manutenção de 2% de isoflurano em 100% de oxigénio (Figura 1). Confirme anestesia suficientes, testando os reflexos simples, como reflexos de movimento e teste de sensibilidade para a dor de baixo grau. O uso de pomada para os olhos para evitar o ressecamento durante a anestesia é recomendada, mas não indispensável, pois o procedimento normalmente leva apenas 30 min / animal no total. Em caso de experimentos de sobrevivência, administrar mais oportuna analgésicos de acção para controlar a dor pós-operatória. </li><li> Raspar a pele que cobre as patas traseiras com um barbeador elétrico e realizar depilação com um creme de depilação disponíveis no mercado enquanto que os animais já estão sob analgesia. A fim de manter o status de livre de patógenos durante todo o procedimento, use luvas de assepsia e sempre utilizar instrumentos cuidadosamente limpos com etanol 70%. </li><li> Controle de estabilidade de temperatura do corpo por uma placa de aquecimento controlado de feedback e sonda térmica retal (Figura 2). Se necessário, utilize um campo estéril para cobrir a placa de aquecimento entre os animais, a fim de manter um ambiente estéril experimental. Além disso, recomenda-se usar uma placa de aquecimento, o qual é controlado electronicamente por meio de um sensor integrado para limitar a temperatura de aquecimento para ≤ 40 ° C, a fim de evitar danos no tecido. <img alt="Figura 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1.jpg" /> Figura 1. Expconfiguração erimental mostrando um rato anestesiado com membros posteriores raspadas. </li><li> Tome eletrocardiograma (ECG) para monitorar a freqüência cardíaca como um parâmetro vital. Instalar três eléctrodos para ECG, como segue: um eléctrodo sob a pele de cada um dos membros anteriores e um eléctrodo sob a pele na área do pescoço. </li><li> Eletrodos coloque o anel usando contato gel para ótima resistência condutividade / transferência. O eléctrodo de detecção (rotulado de preto) é colocado na posição em que o músculo do gastrocnémio tem o seu diâmetro máximo. O eletrodo de referência (indicado em vermelho) é colocado logo abaixo do eletrodo de detecção. Nota: Por favor, veja &#39;table material&#39; para obter detalhes de equipamentos. </li><li> Marque as posições corretas de medição com pré-determinados, mas consistentes distâncias entre o proximal e distal a estimulação do nervo ciático eo eletrodo de chumbo. Proposta Experimental: A uma distância de 4 mm do eletrodo sensor, o estímulo distal ocorrerá.A uma distância de 16 mm e o eléctrodo de detecção, a estimulação proximal será realizado (Figura 2). </li></ol><img alt="Figura 2" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2.jpg" /> Figura 2. Imagem representativas mostrando a situação experimental apenas antes do inicio das medições. A seta branca indica a posição do meio de detecção (preto) e referência (vermelho) do eléctrodo no músculo gastrocnémio da pata posterior esquerda. A estimulação por eléctrodos de agulha vai ser realizada em posições definidas em relação ao eléctrodo de detecção preto. O ponto de estímulo distal (marca preta com &quot;DS&quot; no membro posterior esquerdo) tem uma distância de 4 mm do eletrodo sensor; o lugar da estimulação proximal (marca preta com &quot;ps&quot;) é 16 milímetros de distância. A linha vermelha na pata traseira direita mostra a aproximadamente<html> Imate curso anatômica do nervo ciático. Além disso, as posições aproximadas de músculos dos membros posteriores relevantes são mostrados como pontos de referência. O asterisco indica que a sonda térmica retal. 2. Medição <ol><li> Princípio: Realizar uma série de estímulos nervosos com repetitivamente gerados pulsos de 0,1 ms de duração por monopolar descartáveis ​​eletrodos de agulha 28 g de onda quadrada simples (taxa de repetição de 200 ms; ver Figura 3A). Para a análise de dados fora de linha, é recomendado para adquirir simultaneamente sinais de estimulação, juntamente com a curva de resposta da função neuromuscular (Figura 3B), devido à estimulação do nervo. Média, uma série de respostas máximas (&quot;representante resposta função neuromuscular&quot;) para posterior análise de dados. A fim de produzir dados confiáveis, ficha e posteriormente média pelo menos três curvas de resposta independentes, ótimo por local de estimulação e animal. p_upload/51181/51181fig3highres.jpg &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/51181/51181fig3.jpg &quot;/&gt; Figura 3. Procedimento para a aquisição de dados e análise (representação esquemática). Impulsos repetitivos gerados são aplicados para o nervo isquiático através de eléctrodos em agulha (linha superior na Figura 3A). Simultaneamente, várias curvas de resposta neuromuscular correspondentes são registadas (linha inferior na Figura 3A). Quando a média e ampliada, as curvas de resposta neuromuscular devido a pulsos de estimulação (linha superior na Figura 3B) mostram as seguintes propriedades características de linha inferior (na Figura 3B): Latência da resposta do sinal, bem como a duração e a amplitude do sinal estão indicados e pode ser obtido para cálculos e estatísticas posteriores. Condução de sinal irregular e / ou gravações com qualidade inferior normalmente resulta em várias deformações de sinal com mais do que apenas um positivo e outro negativo deflexão ou deformação do sinal(Forma bimodal) com amplitude reduzida (Figura 3C). </li><li> Realizar estimulação proximal com um eléctrodo de agulha na posição determinada (&quot;MA&quot; na Figura 2). <ol><li> A fim de alcançar melhores condições de gravação com amplitudes máximas, visualizar as curvas de resposta reais em simultâneo com o processo de estimulação. Ao fazê-lo, o experimentador é capaz de avaliar imediatamente a forma das curvas de resposta, assim como o tamanho da amplitude. </li><li> Se necessário, ligeiramente e cuidadosamente manipular a posição e / ou o ângulo da agulha em relação à estimulação do nervo ciático. Esta optimização suave condições de estimulação permite atingir amplitudes constantes com o maior valor possível, e uma curva de resposta de forma típica bifásica (Figura 4). </li></ol></li><li> Realizar estimulação distal com um eléctrodo de agulha na posição determinada (&quot;DS&quot; na Figura 2). </li><li> Após completion da medição, transferir o mouse testado para uma gaiola separada até que ele recuperou a consciência suficiente para manter decúbito esternal. Não deixe um animal autônoma e na companhia de outros animais até que ele está totalmente recuperado da anestesia. Administrar oportuna mais analgésicos de acção para controlar a dor pós-operatória. A administração sistêmica de medicamentos anti-inflamatórios não esteróides (AINE) e opióides são recomendados para 1-3 dias. </li><li> Alternativamente, sacrificar o mouse ainda anestesiados de forma rápida e mais humanos, sem dor para o animal, por exemplo, por deslocamento cervical. </li></ol><img alt="Figura 4" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4.jpg" /> Figura 4. Ilustração para determinar as gravações CMAP com amplitudes máximas. Uma série de registo completo é apresentado. (Um </strong&gt;) Ponto de inserção com resposta mínima CMAP. (B) os resultados do movimento agulha estimulação leve em gravações CMAP com amplitudes máximas. (C) mudanças adicionais na colocação da agulha produzir gravações CMAP com diferentes amplitudes, incluindo quase máxima amplitudes. (D) Estimulação substituição da agulha com gravações CMAP série de amplitudes quase máximos. Nota: decremento típica em amplitudes CMAP pode ocorrer durante a estimulação repetitiva no local estimulação óptima 12, 13. Os asteriscos indicam gravações CMAP com amplitudes máximas representadas por média. 3. Análise <ol><li> Extraia parâmetros de condução nervosa com base no conjunto neuromuscular representante resposta função de dados usando um pacote de software adequado (por exemplo, AtisaPro). Nota: lidar com a determinação de dados relacionados com o tempo, com um cuidado especial, pois a determinação do ponto de inflexão do composto pot ação motoracial (CMAP) início e término pode ser difícil. Um procedimento com reprodutibilidade verificado é dado na Figura 3B, onde são usados ​​tangentes sobre desvios de sinal após o início e antes do término. </li><li> Calcular &#39;latência de sinal &quot;e valores&quot; CMAP&#39;. <ol><li> Latência &#39;representa o intervalo de tempo entre estímulo e CMAP início, ao passo que o intervalo de tempo entre o início da CAMP deflexão negativa inicial para rubricar retorno à linha de base é chamado de&#39; duração CMAP &#39;. Utilizar a diferença entre latências distais e proximais para calcular a velocidade de condução junto com a distância entre sítios de estimulação proximal e distal. A velocidade de condução = latência / distância entre sítios de estimulação </li><li> CMAP &#39;(composto potencial de ação motor) amplitude representa a magnitude entre o ponto de viragem máximo positivo e negativo do sinal de CMAP (dada em mV). CMAP = value &#39;positivo ponto de viragem &quot;- valor&quot; negativo po reviravoltaint &#39; </li></ol></li></ol>

<ol><li>Kimura, J. 3rd ed. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKimura%2C+J+%22Electrodiagnosis+in+Diseases+of+Nerve+and+Muscle%22">Electrodiagnosis in Diseases of Nerve and Muscle</a>. , Oxford University Press. (2001).</li>
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<li>Stalberg, E., Falck, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+electromyography+in+neurology%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr.+Clin.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">The role of electromyography in neurology.</a> Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 103, 579-598 (1997).</li>
<li>Osuchowski, M. F., Teener, J., Remick, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+model+of+sciatic+nerve+conduction+in+healthy+and+septic+mice%3A+reliability+and+normative+data%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Noninvasive model of sciatic nerve conduction in healthy and septic mice: reliability and normative data.</a> Muscle Nerve. 40, 610-616 (2009).</li>
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<li>Dilley, A., Lynn, B., Pang, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pressure+and+stretch+mechanosensitivity+of+peripheral+nerve+fibres+following+local+inflammation+of+the+nerve+trunk%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Pressure and stretch mechanosensitivity of peripheral nerve fibres following local inflammation of the nerve trunk.</a> Pain. 117, 462-472 (2005).</li>
<li>Vleggeert-Lankamp, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiology+and+morphometry+of+the+alpha-+and+beta-fiber+populations+in+the+normal+and+regenerating+rat+sciatic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Electrophysiology and morphometry of the alpha- and beta-fiber populations in the normal and regenerating rat sciatic nerve.</a> Exp. Neurol. 187, 337-349 (2004).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

O protocolo descrito fornece um método fácil e confiável para determinar propriedades de condução do nervo ciático em ratos anestesiados, sem a necessidade de expor o nervo de interesse. No entanto, este procedimento experimental provoca lesão tecidual por punção da agulha. Por isso, é uma opção razoável para sacrificar os animais depois de terminar as gravações. No entanto, em comparação com outros procedimentos invasivos que exigem a exposição do nervo antes da gravação, o dano tecidual é comparativamente pequeno <sup...

Medidas eletrofisiológicas são uma ferramenta indispensável para a investigação da integridade funcional dos nervos periféricos, tanto em ambientes clínicos e laboratoriais. Em seres humanos, um grande número de desordens neuromusculares e neuropatias diagnóstico dependem de medições electrofisiológicas. Ao medir as propriedades como velocidade de condução do nervo ou potenciais amplitudes do sinal, é possível caracterizar a origem áspero de doenças dos nervos periféricos. A velocidade de condução nervosa é altamente dependente de propagação do sinal rápida ativada por mielinização. Portanto, os processos desmielinizantes geralmente apresentam diminuição velocidades de condução 4. O composto potencial de ação motor (CMAP) - correlacionando-se com o número de axônios funcionais - é um indicador de dano axonal quando reduziu significativamente 5. Assim, por meio de métodos electrofisiológicos da etiologia da lesão do nervo periféricopode ser discriminado, tal como para as neuropatias hereditárias, neuropatia diabética 6,7 8,9, polineuropatias inflamatórias crónicas desmielinizantes (PDIC) 10, ou neuropatias metabólicas 11. Normalmente, na aplicação humana são os preferidos gravações não-invasivos no nervo sural ou ulnar. Em camundongos, é muito simples para analisar propriedades nervosas do nervo ciático, o maior nervo do sistema nervoso periférico (SNP), contendo tanto grandes - e axônios de pequeno calibre do sistema motor e sensorial. O procedimento como demonstrado aqui é um método rápido, fácil e confiável para medir todos os valores padrão relevantes para eletrofisiologia em nervos periféricos no rato intacto. Ao tomar gravações de um organismo preservados, são garantidas condições fisiológicas do ambiente do nervo.

<table><tbody><tr><td>Eletrodos de agulha concêntricos (estimulação)</td><td>Natus Medical Incorporated, San Carlos, CA, USA</td><td>9013S0901</td><td></td></tr><tr><td>Eletrodos de anel digital (gravação)</td><td>Natus Medical Incorporated, San Carlos, CA, USA</td><td>9013S0302</td><td></td></tr><tr><td>ToM - Torre de medição (conversor A/D)</td><td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Alemanha</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AtisaPro, software de aquisição e análise de dados</td><td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Alemanha</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HSE-Stimulator T</td><td>Hugo Sachs Elektronik, Hugstetten, Alemanha</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

em medidas vivo eletrofisiológicos nos nervos ciático rato

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Estudos electrofisiológicos permitir uma classificação racional de várias doenças neuromusculares e são de ajuda, em conjunto com técnicas de neuropatológicos, na compreensão da patofisiologia subjacente 1. Aqui nós descrevemos um método para realizar estudos eletrofisiológicos no nervo ciático de rato in vivo. Os animais são anestesiados com isoflurano, a fim de assegurar a analgesia para os ratinhos testados e não perturbada ambiente de trabalho durante as medições que levam cerca de 30 min / animal. A temperatura corporal constante de 37 ° C é mantida por uma placa de aquecimento e medida continuamente por uma sonda térmica rectal 2. Além disso, um eletrocardiograma (ECG) é rotineiramente registrada durante as medições, a fim de monitorar continuamente o estado fisiológico dos animais investigados. Registros eletrofisiológicos são executadas no nervo ciático, o maior nervo do the sistema nervoso periférico (SNP), fornecendo o membro posterior do rato com feixes de fibras tanto motoras e sensoriais. No nosso protocolo, os nervos ciáticos permanecer in situ e, portanto, não têm de ser extraídos ou exposto, permitindo medições sem qualquer irritação nervosas adversas juntamente com gravações reais. Usando eletrodos de agulha apropriadas 3 realizamos tanto proximal e distal estímulos nervosos, registrar os potenciais de transmissão com eletrodos de sensoriamento no músculo gastrocnêmio. Após o processamento de dados, de confiança e valores altamente consistentes para a velocidade de condução nervosa (NCV) e do composto potencial de ação motor (CMAP), os principais parâmetros para a quantificação do funcionamento dos nervos periféricos bruto, pode ser alcançado.

<html> Foi realizada uma série de medições in vivo eletrofisiológicos no nervo ciático de 12 ratos no total para este estudo: 6 animais de cada sexo. As medições foram realizadas com o protocolo apresentado e entregues os seguintes resultados: Ambos os ratos machos e fêmeas exibir uma velocidade de condução do nervo ciático média de cerca de 20 m / s (Figura 5). Isto é consistente com outras medidas na literatura. Além disso, mostra que não há diferenças relevantes n...

Medições das propriedades de condução nervosa em vivo exemplificar uma ferramenta poderosa para caracterizar vários modelos animais de doenças neuromusculares. Aqui, apresentamos um protocolo de fácil e confiável pelo qual análise eletrofisiológica em nervo ciático de ratos anestesiados pode ser realizada.

Em Medidas Vivo eletrofisiológicos nos nervos ciático Rato

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

O objetivo geral deste método é determinar as principais propriedades de condução nervosa em nervos SCIC de camundongos vivos. O camundongo a ser testado é colocado em decúbito ventral. Considere que você precisa estar familiarizado com a anatomia do nervo SCIC, indicado aqui em azul; os eletrodos sensores, indicados em preto, são instalados em uma posição onde o músculo gastrocnêmio apresenta seu diâmetro máximo.Os eletrodos de referência indicados em vermelho são colocados logo abaixo dos eletrodos sensoriais. Agora é necessário marcar o ponto de estimulação distal. Escolhemos arbitrariamente uma distância definida e constante de quatro milímetros.O local de estimulação proximal está a uma distância de 16 milímetros do eletrodo sensor. Isso significa que temos uma distância exata de 12 milímetros entre os pontos de estimulação proximal e distal do nervo STIC. A estimulação com eletrodos de agulha é realizada subsequentemente primeiro no local de estimulação proximal e depois na posição de estimulação distal.Olá, meu nome é Alexander Schultz. Trabalho no Instituto Ance para Pesquisa em H, em Gina, Alemanha, sob a supervisão da Dra. Helen Morrison. Em colaboração com o Professor Re

in-vivo-electrophysiological-measurements-on-mouse-sciatic-nerves

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Este vídeo demonstra uma técnica in vivo para medir o potencial de ação muscular composto (CMAP) em camundongos. Ele descreve as etapas para configurar eletrodos, estimular os neurônios dos membros anteriores que inervam as fibras musculares e registrar as respostas musculares. A técnica avalia a desmielinização neuronal e a perda funcional de neurônios.

Medindo potenciais de ação muscular compostos em músculos de membros anteriores de camundongos in vivo

Este vídeo demonstra o procedimento para registrar o potencial de ação muscular composto (CMAP) em ratos, aplicando estímulos elétricos ao nervo ulnar, ajustando eletrodos para sinal ideal e aumentando a estimulação para avaliar a funcionalidade do nervo. Este método permite a investigação in vivo das funções dos nervos periféricos em distúrbios neurológicos.

Medição in vivo do potencial de ação muscular composto em um rato

Este vídeo demonstra uma gravação de fibra única da condução nervosa da fibra C em ratos. Um rato anestesiado é incisado para expor o nervo ciático, que fornece suprimento sensorial e motor aos membros inferiores. As fibras C individuais são então expostas. A estimulação elétrica é fornecida usando eletrodos de estímulo implantados no pé e uma resposta é registrada a partir de uma única fibra nervosa.

Registro in vivo de fibras C do nervo ciático em ratos

Fonte: Shannonhouse, J., et al. In vivo Imagem de cálcio de conjuntos neuronais em redes de neurônios sensoriais primários em gânglios da raiz dorsal intactos. J. Vis. Exp. (2023). O vídeo demonstra uma técnica de imagem de cálcio in vivo para monitorar a atividade neuronal nos gânglios da raiz dorsal (DRG) de um camundongo transgênico. Os neurônios DRG expressam um indicador de cálcio que aumenta a intensidade da fluorescência ao se ligar ao cálcio. Estímulos mecânicos ou térmicos aplicados a...

Imagem de cálcio in vivo de conjuntos neuronais nos gânglios intactos da raiz dorsal de um camundongo

GABAérgica inibição pré-sináptica é um poderoso mecanismo de inibição na espinal medula importante para o motor e a integração do sinal sensorial em redes da medula espinal. Subjacente despolarização aferente primário pode ser medido por registo dos potenciais de raiz dorsal (DRP). Aqui demonstramos um método in vivo de gravação de DRP em ratinhos.

Medindo Spinal pré-sináptica Inibição em Ratos por raiz dorsal Gravação Potencial<em&gt; In Vivo</em

Os nervos aferentes mesentéricos transmitem informações do trato gastrointestinal para o cérebro sobre a homeostase normal, bem como a fisiopatologia. A atividade do nervo aferente gastrointestinal pode ser avaliada montando segmentos intestinais isolados com nervos aferentes anexados em um banho de órgãos, isolando o nervo e avaliando a atividade basal e estimulada.

In Vitro A gravação de mesentérica aferentes a atividade do nervo no mouse jejuno e segmentos do cólon

Técnicas de excitabilidade axonal fornecem uma poderosa ferramenta para examinar a fisiopatologia e alterações biofísicas que precedem eventos degenerativas irreversíveis. Este manuscrito demonstra a utilização destas técnicas no nervo ulnar de ratos anestesiados.

Na Vivo Medida eletrofisiológica do nervo Ulnar rato com teste de excitabilidade Axonal

A medição da condução nervosa é uma ferramenta útil para avaliar modelos de rato de neurodegeneração, mas frequentemente é aplicado apenas para estimular o nervo ciático em membros traseiros. Aqui, descrevemos uma técnica para medir os compostos muscular potencial de ação (CMAP) na vivo dos músculos do membro anterior de rato inervados pelo plexo braquial.

Na Vivo Eletrofisiológica medição do potencial de ação muscular composto de membros dianteiros em modelos de Mouse de degeneração do neurônio Motor

A gravação da único-fibra é uma técnica eletrofisiológicos eficaz que seja aplicável aos sistemas nervosos centrais e periféricos. Junto com a preparação de DRG intact com o nervo ciático Unido, o mecanismo da falha da condução é examinado. Ambos os protocolos melhoram a compreensão da relação do sistema nervoso periférico com a dor.

Uso da gravação in vivo da único-fibra e do gânglio dorsal intacto da raiz com nervo sciatic Unido para examinar o mecanismo da falha da condução

A avaliação clínica da espasticidade baseada no reflexo de Hoffmann (reflexo H) e utilizando a estimulação elétrica de nervos periféricos é um método estabelecido. Aqui, nós fornecemos um protocolo para uma estimulação nervosa terminal e direta para quantificação do reflexo H na pata dianteira de camundongos.

Medições do reflexo H terminal em camundongos

Este artigo detalha como realizar a miografia de impedância elétrica in vivo (usando matrizes de eletrodos de superfície e agulha) e ex vivo (usando uma célula dielétrica) no músculo gastrocnêmio de roedores. Ele demonstrará a técnica em camundongos e ratos e detalhará as modificações disponíveis (ou seja, animais obesos, filhotes).

Realização de Miografia de Impedância Elétrica In Vivo e Ex Vivo em Roedores

Aprenda a realizar medições eletrofisiológicas em nervos ciáticos de camundongos anestesiados. Este método permite analisar propriedades de condução nervosa em modelos animais de doenças neuromusculares.

Em Medidas Vivo eletrofisiológicos nos nervos ciático Rato

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