Name: Coloração histoquímica de Arabidopsis thaliana Celular Secundária parede Elements (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-13T23:10:00.000+00:00
Duration: 10 min 39 s
Description: Aprenda técnicas de coloração histoquímica para visualizar elementos da parede celular secundária em Arabidopsis thaliana. Este método permite analisar a composição de tecidos lignificados em caules de plantas.

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Somos gratos a Sabin Russell para a assistência edição. Este trabalho fez parte do Instituto Joint BioEnergy DOE (http://www.jbei.org), apoiado pelo Departamento de Energia dos EUA, Escritório de Ciência, Instituto de Pesquisa Ambiental e Biológica, por meio do contrato DE-AC02-05CH11231 entre Lawrence Berkeley Laboratório Nacional e do Departamento de Energia dos EUA.

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</ol>

Os autores não têm conflitos financeiros a divulgar.

Secções tronco de A. thaliana são amplamente usados ​​para o estudo da organização das células da parede celular secundária e para examinar qualitativamente as diferenças entre o tipo selvagem e plantas transgénicas. As técnicas comumente utilizadas para a secção dos espécimes são corte manual direta; ou quando as amostras são incorporados em agarose ou fixador, o seccionamento pode ser feito com um vibratome ou micrótomo. Em contraste com o lado de corte, os dois últimos permitem reduzir o risco de produzir di...

A parede celular da planta tem uma infinidade de informações dentro de seus vários componentes: lignina, celulose, hemicelulose (xilana, glucuronoxylan, xiloglucano, arabinoxilano, ligação mista glucana, ou glucomanana) e pectina. Técnicas histológicas fornecer dicas visuais importantes no estudo das diferenças dentro das paredes celulares secundárias a nível da organização e celulares. Várias técnicas histológicas foram desenvolvidos e podem ser encontrados na literatura, mas estas técnicas pode ser um desafio para principiantes e demorada porque os protocolos muito detalhado com instruções visuais simples são raramente, se alguma vez disponível. O objetivo deste estudo é fornecer orientações simples para técnicas de coloração histológicas para obter imagens de alta qualidade. Seccionamento do tecido do tronco é o primeiro passo para a visualização de células e paredes celulares de formas. Embora seções cortados à mão são baratos e levam menos tempo para se preparar, o uso de um vibratome oferece consistência eproduz imagens de alta qualidade. Usando um vibratome permite produzir melhor qualidade de dados, gerando até secções com a mesma espessura, o que ajuda a produzir imagens nítidas e reduz significativamente o risco de produzir diferenças entre amostras imprecisos que seria simplesmente causada por uma preparação de amostra mau. Usando resinas para fixar espécimes frescos pode ser um desafio para iniciantes e ainda pode ser demorado, mesmo para especialistas, quando uma análise precisa ser feito rapidamente. Além disso, torna-se impossível de medir qualquer actividade biológica com a amostra quando tiver sido incorporado numa resina. Uma técnica simples que emprega um molde de agarose e caseiro é útil para a incorporação de tecidos do caule, e que também pode ser utilizado em outras aplicações que requerem uma dissecção de tecidos moles. Em comparação com a incorporação de espécimes em resina, este método tem a vantagem de manter os tecidos vivos e reduzindo a manipulação da amostra. Seccionamento dos tecidos por meio de um vibratome é altamente preciso e gera homogeneaous secções, que, dependendo do objectivo do estudo, poderá, então, ser usados ​​com várias técnicas de coloração diferentes. Os métodos mais simples de visualizar lignina e outros compostos aromáticos empregar ultravioleta (UV). Excitação de moléculas aromáticas à base de luz UV é uma técnica antiga, mas ainda é uma das abordagens mais rápido para visualização de lignina. No entanto, a visualização UV na verdade não é ideal para a detecção de lignina porque a luz UV vão animar outros compostos aromáticos. A lignina é composta basicamente de três blocos de construção, as monolignóis (álcoois hidroxicinamil: álcool coniferil, álcool sinapyl e álcool p-cumaril) 1-3. Floroglucinol mancha pode proporcionar pistas para a extensão da cinnamaldehydes presentes no xilema, fibras e tecidos da traqueia 4. Floroglucinol é um bom indicador de cinnamaldehydes gerais e pode diferenciar entre cinnamaldehydes e outros aromáticos. Os monómeros de álcool sinapyl pode ser detectadae diferenciando-se pelo uso de Maule mancha. Azul de toluidina O é um corante policromático e, portanto, tem a capacidade de manchar os diferentes elementos da parede celular em diferentes cores 5,6. O principal uso do azul de toluidina O é detectar pectina e lignina 5,6. A vantagem do uso de azul de toluidina O é que muitos elementos da parede da célula pode ser visualizado num único passo. Ambos calcoflúor branco e vermelho congo são fáceis de trabalhar e pode ser usado para visualizar celulose. Calcofluor manchas brancas celulose, calose, e outros β-glucanas não-substituídos ou substituídos fracamente 6-9, ao passo que congo manchas vermelhas directamente para β-(1 → 4)-glucanos e em particular a celulose 10,11. O objetivo deste estudo é fornecer orientações simples para o uso das técnicas de coloração acima mencionados para obter imagens de alta qualidade a partir de A. thaliana hastes.

<table><tbody><tr><td>Agarose</td><td>EMD</td><td>MERC2125</td><td>Número CAS: 9012-36-6</td></tr><tr><td>Cloroglucinol</td><td>Sigma</td><td>P 3502</td><td>1,3,5-trihidroxibenzeno [Número CAS: 108-73-6]</td></tr> <tr><td>Ácido clorídrico</td><td>EMD</td><td>HX0603-75</td><td>Número CAS: 7647-01-0</td></tr><tr><td>Hidróxido de amônio</td><td>EMD</td><td>AX1303-6</td><td>Número CAS: 1336-21-6</td></tr><tr><td>Toulidine Blue O</td><td>Sigma</td><td>T3260</td><td>Cloreto de Blutene, Cloreto de Tolônio [Número CAS 92-31-9]&nbsp;</td></tr><tr><td>Permanganato de potássio</td><td>Sigma</td><td>223468</td><td>Número CAS 7722-64-7&nbsp;</td></tr><tr><td>Etanol 190 prova</td><td>KOPTEC</td><td>V1401</td><td>Número CAS: 64-17-5</td></tr><tr><td>Congo Red</td><td>Sigma&nbsp;</td><td>C6277</td><td>3,3'-[[1,1'-bifenil]-4,4'-diilbis(azo)]bis(4-aminonaftaleno 1-sulfonato) [Número CAS 573-58-0]</td></tr><tr><td>Branqueador Fluorescente 28/ Calcofluor White Stain</td><td></td><td>Sigma F3543&nbsp;</td><td>Ácido 4,4'-bis[[4-[bis(2-hidroxietil)amino]-6-anilino-1,3,5-triazina-2-il]amino]estilbeno-2,2'-dissulfônico [Número CAS 4404-43-7]&nbsp;</td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica</td><td>Leica Lâmina vibratória micrótomo VT1000S</td><td>http://www.leicabiosystems.com/products/sectioning/vibrating-blade-microtomes/details/product/leica-vt1000-s/</td></tr> <tr><td>Navalha</td><td>American Safety razor company</td><td>Item # 60-0139-0000&nbsp;</td><td>Lâmina de borda dupla de aço inoxidável (Personna Super)</td></tr><tr><td>Tubos de Microcentrífuga com Tampa de Rosca (2 ml)</td><td>VWR</td><td>16466-044</td><td></td></tr><tr><td>Tubos de Microcentrífuga (0.6 ml)</td><td>Axygen Scientific</td><td>MCT-060-C</td><td></td></tr><tr><td>Mitt</td><td>Bel-Art</td><td>380000000</td><td>SCIENCEWARE&nbsp; Protetor de Mão Quente Mitt</td></tr><tr><td>Adesivo de Tecido</td><td>Ted Pella Inc</td><td>10033</td><td>Loja em 4 &deg; C ou 20 & C para armazenamento de 3 meses ou mais</td></tr><tr><td>Microondas</td><td>Panasonic</td><td>NN-SD762S</td><td>PELCO Pro CA 44 Adesivo de tecido instantâneo&nbsp;</td></tr><tr><td>Câmera com chip CCD sem obturador mecânico</td>Câmera colorida de alta velocidade <td>Hamamatsu</td><td>C4742-95</td><td></td></tr><tr><td> &nbsp; &nbsp;</td>Software de câmera <td>RTV</td><td></td> <td>QImaging</td> MicroPublisher 5.0</tr><tr><td></td><td>&nbsp; Molecular Devices</td><td>MetaMorph versão 7.7.0.0</td><td></td></tr><tr><td>Imagining anaylsis&nbsp;</td><td>Adobe&nbsp;</td>Óculos de cobertura micro <td>Photoshop CS4</td><td></td></tr><tr><td>, quadrados, nº 1</td><td>VWR</td><td>48366-067</td><td>22 x 22 mm (7/8 x 7/8") - Os óculos de cobertura são resistentes à corrosão e uniformemente espessos e planos. A espessura nº 1 é de 0,13 a 0,17 mm.</td></tr><tr><td>Micro lâminas foscas, 1 mm</td><td>VWR</td><td>48312-003</td><td>75 x 25 mm - 1 mm</td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>Embalagem Alcan</td><td>BRNDPM998</td><td></td></tr><tr><td>cubo de filtro TX2 Filtro</td><td>Leica</td><td>11513851/11513885</td><td>utilizado para análise de vermelho Congo com uma passagem de banda de 560/40.</td></tr></tbody></table>

coloração histoquímica de<em&gt; arabidopsis thaliana</em&gt; celular secundária parede elements

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Arabidopsis thaliana é um organismo modelo comumente usado para entender e manipular vários processos celulares em plantas, e tem sido amplamente utilizado no estudo da formação de paredes celulares secundárias. A deposição da parede celular secundária ocorre após a fixação da parede celular primária, um processo realizado exclusivamente por células especializadas, como as que formam vasos e tecidos fibrosos. A maioria das paredes celulares secundárias é composta de celulose (40-50%), hemicelulose (25-30%) e lignina (20-30%). Várias mutações que afetam a biossíntese da parede celular secundária foram isoladas, e os mutantes correspondentes podem ou não exibir mudanças óbvias na composição bioquímica ou fenótipos visuais, uma vez que essas mutações podem ser mascaradas por respostas compensatórias. Os procedimentos de coloração têm sido historicamente usados para mostrar diferenças em uma base celular. Esses métodos são meios exclusivamente visuais de análise; no entanto, seu papel na análise rápida e crítica é de grande importância. O vermelho Congo e o branco calcofluor são corantes usados para detectar polissacarídeos, enquanto o Mäule e o floroglucinol são comumente usados para determinar diferenças na lignina, e o azul de toluidina O é usado para corar diferencialmente polissacarídeos e lignina. As técnicas aparentemente simples de seccionamento, coloração e imagem podem ser um desafio para iniciantes. Começando com a preparação de amostras usando o modelo de A. thaliana, este estudo detalha os protocolos de uma variedade de metodologias de coloração que podem ser facilmente implementadas para observação da organização celular e tecidual nas paredes celulares secundárias das plantas.

Stem Embedding e Seccionamento: A utilização do molde de plástico caseiro para incorporar os caules em 7% de agarose revelou-se fácil e rapidamente (Figura 1). As duas partes (A e B; Figura 1) do sistema de frasco incorporado torná-lo simples para liberar facilmente a haste incorporado em agarose como a agarose não se ater às partes dos frascos que são inertes, mantendo o sistema limpo. Os frascos podem ser reutilizados várias vezes durante anos. A conveniência de armazenamento a...

A composição da parede celular vegetal varia entre os tipos de tecido e pode incluir lignina, celulose, hemiceluloses e pectina. Várias técnicas de coloração foram desenvolvidas para visualizar as diferenças no nível do tipo de célula. Este artigo é uma compilação de técnicas de coloração da parede celular comumente usadas.

Coloração histoquímica de<em&gt; Arabidopsis thaliana</em&gt; Celular Secundária parede Elements

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively ...

O objetivo geral deste procedimento é demonstrar a coloração histoquímica dos elementos da parede celular secundária ANA de Arabidopsis. Isso é realizado primeiramente embutindo o caule da planta em aros. Em seguida, o caule embutido em aros é desmoldado e transferido para discos de espécime, os quais são então seccionados em cortes transversais de STEM utilizando um vibrátomo.Em seguida, as seções são submetidas a diversos procedimentos de coloração histoquímica. Por fim, a microscopia é utilizada para demonstrar as alterações diferenciais nos elementos da parede celular secundária obtidos pela coloração histoquímica. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais sobre a parede celular, como as alterações nos tecidos parenquimatosos em caules de plantas.Em geral, indivíduos novos neste método enfrentarão dificuldades porque etapas simples, porém críticas, mencionadas nos protocolos aqui apresentados, não foram documentadas minuciosamente ou apresentadas de maneira simplificada anteriormente. Para começar, prepare um molde caseiro para embutir os caules utilizando frascos plásticos. Primeiro, use uma lâmina de barbear para cortar a parte cônica inferior de um tubo de centrífuga com tampa de rosca de dois mililitros.Este componente é denominado parte A com uma perfuração de agulha de seringa, um orifício na tampa do tubo ligeiramente maior que o diâmetro da haste a ser embutida. Em seguida, corte meio centímetro da base de um tubo microcentrífugo de 0,6 mililitro. Este componente será denominado parte B. Adicione a porção cortada de meio centímetro do tubo microcentrífugo de 0,6 mililitro ao tubo microcentrífugo de dois mililitros previamente cortado.Selar as duas partes usando parafina. Com uma lâmina de barbear, cortar uma seção do caule da área de interesse, derreter uma solução de 7% de aros no micro-ondas em baixa intensidade. Uma vez que o aros derretido esfrie até cerca de 50 graus Celsius, pipetar lentamente cinco mililitros do agros para dentro do molde plástico pré-fabricado para preencher o frasco.Após o aros ter esfriado por 30 a 60 segundos e estar em estado semi-sólido, coloque o estilete no frasco contendo o aros. Em seguida, posicione a tampa perfurada de modo que a ponta do estilete seja mantida pela tampa. Deixe o frasco em temperatura ambiente ou a quatro graus Celsius por 10 a 30 minutos até que solidifique.Remova o molde deslizando-o suavemente para fora do tubo. Abra o filme de parafina e empurre suavemente a parte inferior da parte B do molde com o polegar para soltar os aros solidificados da parte A sobre um microscópio de vidro. Corte deslizante.Corte o caule inserido nos aros em três partes aproximadamente iguais, com 1,2 centímetro de comprimento. Remova e descarte a parte do caule que não estava nos aros. Certifique-se de que o disco do espécime esteja limpo e completamente seco.Use lenços de papel macios para remover qualquer umidade do bloco aros contendo os espécimes. Coloque uma pequena gota de adesivo para tecidos sobre o disco do espécime. Posicione rapidamente o bloco aros de modo que os espécimes fiquem perpendiculares à placa para seções transversais ou paralelos à placa.Para seções transversais longitudinais, deixe a cola fixar a amostra no disco de espécime à temperatura ambiente ou a quatro graus Celsius por 10 a 30 minutos. Fixe o disco de espécime na posição sobre a bandeja de tampão ou calha, de modo que o bloco de aros com as seções fique paralelo à lâmina de barbear. Encha a bandeja de tampão com água destilada à temperatura ambiente até que as amostras fiquem completamente submersas.Corte uma lâmina de barbear ao meio e, em seguida, aparar as pontas com uma tesoura resistente para que a lâmina permaneça completamente plana. Fixe uma metade da lâmina de barbear pré-cortada no suporte da lâmina. Ajuste o ângulo no suporte da lâmina para 84 graus, a velocidade para 0,90 milímetros por segundo e a frequência para 50 hertz.Corte as seções com espessura de 100 mícrons usando o modo contínuo. Colete as seções utilizando uma pipeta plástica descartável durante o corte na bandeja de tampão. Transfira algumas seções para tubos microcentrífugos de dois mililitros para coloração com fluorol.Transfira as seções do caule para um tubo de microcentrífuga. Adicione um mililitro da solução de fluorol ao tubo e tampe-o imediatamente. Como o ácido clorídrico na coloração de fluoro gluc anol é altamente corrosivo, mova suavemente o tubo para garantir que todas as seções sejam coradas.Pipete suavemente as seções para dentro de uma ponta de pipeta cortada e sobre uma lâmina de microscópio. Cubra as seções com uma lamínula. Observe as seções em iluminação de campo claro.A solução seca em cinco a 10 minutos, causando uma deterioração das amostras. Portanto, a obtenção de imagens deve ser concluída dentro desse período. Para coloração com fucsina, transfira as seções do caule para um tubo de microcentrífuga.Adicione um mililitro da solução de permanganato de potássio 0,5% ao tubo contendo as seções. Pipete a solução de permanganato de potássio 0,5% para cima e para baixo suavemente, preferencialmente sem perturbar as seções. Após uma incubação de dois minutos e pipetagem repetida, deixe o tubo de microcentrífuga em repouso até que todas as seções sedimentem completamente.Usando uma pipeta de um mililitro, retire 700 microlitros de solução de permanganato de potássio a 0,5%, adicione 700 microlitros de água destilada para enxaguar o permanganato de potássio. Repita três a quatro vezes ou até que a solução aquosa permaneça incolor. Após descartar rapidamente a água, adicione um mililitro de ácido clorídrico a 3% até que a coloração marrom-escura desapareça das seções.Isso pode ocorrer em três a cinco minutos ou pode exigir duas lavagens de cinco minutos. Aspire completamente toda a solução de ácido clorídrico a 3% com uma pipeta e adicione imediatamente um mililitro de solução concentrada de hidróxido de amônio. Antes da análise por microscopia em campo claro para a coloração com vermelho Congo, transfira as seções do caule para um tubo de microcentrífuga e adicione um mililitro da solução de vermelho Congo a 0,5%.Pipete suavemente a solução de vermelho de congolês 0,5% para cima e para baixo sem perturbar as seções. Antes de incubá-las e lavá-las conforme descrito no protocolo textual, pipete suavemente os espécimes para uma ponta de pipeta cortada e sobre uma lâmina de microscópio. Em seguida, cubra-os com uma lamínula.Observe as amostras ao microscópio. Deslize sob excitação com luz azul utilizando um filtro de emissão de 560 nanômetros para a coloração com calcior branco. Transfira as seções do caule para um tubo de microcentrífuga e adicione um mililitro da solução de calcior branco a 0,02%.Pipete suavemente a solução para cima e para baixo. Prossiga para incubar e lavar as seções conforme detalhado no protocolo descrito no texto, antes de observar as seções sob luz ultravioleta. Para a coloração com azul de toluidina O, transfira as seções de caule para um tubo de microcentrífuga.Em seguida, adicione um mililitro da solução de azul de toluidina O 0,02% ao tubo e pipete suavemente a solução para cima e para baixo. Incube e lave as seções conforme descrito no protocolo textual antes de observá-las sob iluminação de campo claro. Consulte o protocolo textual para obter detalhes sobre as configurações do microscópio e da câmera para aquisição de imagens, bem como para o procedimento de imagem ultravioleta e de campo claro.Os compostos aromáticos, incluindo a lignina nas células, podem ser visualizados por sua autofluorescência sob luz ultravioleta. O xilema e as fibras interfasciculares exibiram autofluorescência sob iluminação UV, mas não na medula, córtex ou epiderme, porque a lignina e o polímero aromático são depositados durante a parede celular secundária, enquanto a coloração com florol reage com grupos aldeído terminais da lignina, produzindo uma coloração rosa ou fúcsia, como observado sob iluminação UV. Uma coloração fúcsia é observada no xilema e nas fibras interfasciculares, mas está ausente na medula, córtex ou epiderme.Normalmente, a intensidade da cor correlaciona-se com o nível de lignificação de maneira qualitativa. A coloração MALS é específica para detectar unidades de lignina ingal no xilema e nas fibras interfásicas. A coloração vermelha indica a presença de unidades de lignina ingal nos elementos lignificados.No entanto, uma coloração vermelha mais intensa é observada nas fibras em comparação com os tecidos do xilema, o que sugere que as fibras contêm um nível mais elevado de lignina ingal, enquanto o xilema é mais enriquecido em unidades de lignina gua. Secções do caule coradas com branco de calcio foram observadas sob luz ultravioleta e revelaram que a epiderme, o córtex e a medula foram corados, pois todos esses tecidos contêm celulose como polímero majoritário de polissacarídeos em suas paredes celulares. Secções coradas com vermelho Congo foram observadas sob excitação com luz azul e também coraram a epiderme, o córtex e a medula.Em contraste com o calcior, o vermelho Congo cora melhor os polissacarídeos no xilema e nas fibras interfásicas e pareceu menos afetado pela presença de lignina odina. O azul O é classificado como um corante policromático porque resulta em um espécime multicolorido. O azul O odina é um corante iônico que se liga a grupos com carga negativa e gera diferentes cores.Quando o corante se liga a diferentes grupos iônicos na célula, a coloração azul de O com seções transversais de caule revelou que o xilema e as fibras interfasciculares são lignificadas, pois apresentam uma coloração azul-esverdeada ou azul, o que está de acordo com os resultados de UV e fluoro glucana. Em contraste, os tecidos medula, córtex e epiderme apresentam coloração azul-esverdeada ou azul, pois, embora não sejam lignificados, contêm alguns polímeros de pectina em suas paredes celulares. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como seccionar caules de plantas e colorir diferencialmente os diversos tecidos da parede celular vegetal com diferentes corantes histoquímicos.

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JoVE Journal

Biology

Biologia

Neste vídeo, descrevemos a técnica de coloração de Wiesner para colorir a lignina presente em células vegetais especializadas. Esta técnica de coloração ajuda a visualizar as paredes celulares lignificadas nos caules de Arabidopsis thaliana e ajuda a quantificar a lignificação nas paredes celulares de diferentes tipos de células.

Coloração de Wiesner para visualização de lignina: uma técnica para corar depósitos de lignina presentes em caules de Arabidopsis thaliana

Neste vídeo, descrevemos a técnica de coloração Maule para coloração de lignina siringil presente nas células vegetais especializadas. Essa técnica de coloração ajuda a caracterizar a distribuição da lignina no xilema e nas fibras interfasciculares.

Coloração Maule para lignina: uma técnica para caracterizar a distribuição de lignina em seções de caule de Arabidopsis thaliana

Neste vídeo, demonstramos o método de coloração com vermelho Congo para visualizar depósitos de celulose em seções de caule de Arabidopsis thaliana.

Coloração com vermelho Congo: uma técnica para visualizar depósitos de celulose em seções de caules de plantas

Neste vídeo, descrevemos um procedimento de coloração para visualizar a deposição de celulose dentro das paredes celulares de Arabidopsis thaliana, uma planta dicotiledônea, usando branco de calcofluor, que se liga especificamente a glucanos ligados à β, exibindo fluorescência sob luz UV.

Coloração branca de calcofluor: um método simples para visualização de fluorescência induzida por UV de depósitos de celulose em paredes celulares de seções de caule de plantas dicotiledôneas

Este vídeo demonstra uma técnica de imunocoloração para localizar proteínas arabinogalactâcticas (AGPs) e pectinas em tecidos vegetais. Seções de tecido vegetal fixas e embebidas em resina são coradas com anticorpos primários e secundários fluorescentes específicos para AGP e pectina e um corante fluorescente de ligação à celulose para revelar sua colocalização específica do tecido na parede celular.

Imunolocalização de proteínas e pectinas de arabinogalactana em tecido vegetal

Nós fornecemos aqui um protocolo eficiente e confiável para a imunocoloração, hibridação in situ fluorescente, a coloração do DNA seguido de quantitativo, imagem de alta resolução em Arabidopsis thaliana óvulos inteiros de montagem. Este método foi utilizado com sucesso para analisar as modificações da cromatina e arquitectura nuclear.

Um método eficiente para Quantitativa, Análise de células Único de cromatina Modificação e Arquitetura Nuclear em Todo-mount óvulos em<em&gt; Arabidopsis</em

Neste protocolo, descrevemos técnicas para a adequada dissecção da Arabidopsis flores e siliques, algumas técnicas básicas de compensação e selecionados coloração procedimentos para observações de toda a montagem de estruturas reprodutivas.

Compensação de toda a montagem e coloração de Siliques e órgãos de flor de Arabidopsis

O objetivo deste protocolo é mostrar como carregar o CFDA em diferentes locais das partes inferiores de Arabidopsis. Apresentamos, então, o padrão de distribuição resultante da FC nas brotações.

Shootward movimento de CFDA Tracer carregado no fundo pia tecidos de Arabidopsis

Este protocolo descreve em detalhes como o material vegetal para imunolocalização de proteínas e pectinas arabinogalactanas é fixado, embutido em uma resina acrílica hidrofílica, seccionada e montada em lâminas de vidro. Mostramos que epítopos relacionados à parede celular serão detectados com anticorpos específicos.

Imunolocalização fluorescente de proteínas árabes e pectinas na parede celular de tecidos vegetais

Vários métodos comumente usados são introduzidos aqui para estudar os eventos de tráfego de membrana de uma quinase do receptor de membrana plasmática. Este manuscrito descreve protocolos detalhados, incluindo a preparação do material vegetal, tratamento farmacológico e configuração de imagens confocais.

Métodos Baseados em Imagem para Estudo de Eventos de Tráfego de Membranas em Células de Linhagem Estomática

Este protocolo descreve a preparação de amostras intactas da camada de células do endosperma em sementes de Arabidopsis thaliana . O método requer apenas equipamentos de laboratório comuns, como agulha de injeção e pinça de precisão, e permite imagens fluorescentes de células vivas de alta resolução de células do endosperma em sementes em desenvolvimento e maduras.

Preparação de tecido intacto para análise microscópica da camada de células do endosperma em sementes de Arabidopsis em desenvolvimento e maduras

Aprenda técnicas de coloração histoquímica para visualizar elementos da parede celular secundária em Arabidopsis thaliana. Este método permite analisar a composição de tecidos lignificados em caules de plantas.

Coloração histoquímica de

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