Name: Medindo Spinal pré-sináptica Inibição em Ratos por raiz dorsal Gravação Potencial In Vivo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-03-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 48 s
Description: Aprenda a medir inibição pré-sináptica espinhal em camundongos por gravação de potencial de raiz dorsal in vivo. Este método eletrofisiológico permite avaliar a integração de sinais sensoriais e motores na medula espinhal.

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Agradecemos Manfred Heckmann para discussões úteis durante o estabelecimento do método. Além disso, agradecemos a Claudia Sommer para assistência técnica e Frank Schubert para o apoio a produção do vídeo. O trabalho foi apoiado pelo Ministério Federal da Educação e Pesquisa (BMBF), na Alemanha, FKZ: 01EO1002 e do Centro Interdisciplinar de Pesquisa Clínica (IZKF) do Hospital Universitário de Jena.

Todos os procedimentos experimentais mencionados no seguinte protocolo foi aprovado pelas autoridades do estado da Turíngia (Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Reg.-Nr. 02-044/12). 1. Preparativos para Experiment <ol><li> Fabricação de eletrodos de sucção <ol><li> Puxe uma micropipeta usando um capilar de vidro de borosilicato de fábrica com um puxador de micropipeta, por exemplo, um eletrodo de patch padrão. </li><li> Freio o eletrodo de ponta diâmetro de 0,5-1 mm (um pouco maior do que o diâmetro das raízes dorsais), usando um arquivo de diamante. </li><li> Polonês de calor na ponta para que ele não irá prejudicar a raiz dorsal quando ele é sugado dentro Uma tocha do laboratório padrão será adequado. </li><li> Montar o filamento de vidro sobre um suporte de eléctrodo ligada a uma seringa por meio do qual a pressão negativa pode ser aplicada. </li></ol></li><li> Preparação de soluções <ol><li> Injeção de anestesia para ratos: Misturar 0,75 ml de cetamina 10%, 0,24 ml de xilazina 2% aond 5 ml 0,9% de soro fisiológico. 10 mL / g de peso corporal (BW) da solução será injectado por via intraperitoneal (ip). </li><li> Fluido cerebroespinal artificial (ACSF): Dilui-se em água destilada duas vezes os seguintes sais (em mM): NaCl 134; KCl 3, KH 2 PO 4 1,25; MgSO4 • H 2 O 2, NaHCO3 25, CaCl2 2, D- glicose 10. Adicionar H 2 O 2 a uma concentração final de 0,003%. Use solução sempre preparados na hora. </li></ol></li><li> Preparação de a configuração de gravação (Figura 2) <ol><li> Ligue o amplificador a uma interface de PC para a digitalização de dados. </li><li> Use um programa baseado em PC ou um temporizador analógico para acionar um estimulador de pulso quadrado e aquisição de dados no disco rígido do PC. </li><li> Use silverwires clorada conectados à porta eletrodos de vidro padrão como para a estimulação e gravação. </li><li> Montar três manipuladores de estimulação, gravação e eletrodo de referência, respectivamente, em torno de um stereQuadro otactic para ratinhos, de modo a que todos os eléctrodos de ter acesso à medula espinal preparada posteriormente. </li><li> Conecte tubulações e seringas para os detentores de eletrodo a ser maçã para aplicar pressão negativa. </li></ol></li></ol> 2. Comentários Gerais para Experimentação Animal e Preparação Animal para Procedimento de gravação <ol><li> Realizar todos os experimentos com ratos de acordo com as diretrizes da respectiva comissão cuidados com os animais institucional e uso. Realize todas as cirurgias e gravações sob anestesia profunda, garantindo que o sofrimento animal é minimizado. </li><li> Anestesiar os animais por injecção ip de cetamina / xilazina (125 mg e 8 mg por g de peso corporal de cetamina e xilazina, respectivamente, 10 mL / g de peso corporal de solução preparada como descrito acima). Se necessário durante as gravações de longo prazo, injeções adicionais podem ser feitas ip ou im Nota: im injecções repetitivas de 0,05-0,1 ml de solução de cetamina / xilazina na parte superior das coxas têm provado ser adequadospara manter o animal durante a anestesia profunda durante até 3 horas. </li><li> Use veterinário pomada nos olhos para evitar a secura sob anestesia. </li><li> Fixe a cabeça do animal em um quadro estereotáxico e usar uma almofada de aquecimento com sonda retal e loop reflexo para controlar a temperatura do corpo do animal durante o experimento. A fixação da medula espinhal em uma estrutura estereotáxica não é necessário. </li><li> Antes de iniciar a preparação, verifique a profundidade da narcose por reflexo piscar de olhos e se contorcendo entre os dedos dos ratos. Reflexos deve ser abolido. </li><li> Abra a pele ao longo da linha mediana da medula espinal acima do nível superior do tórax para diminuir áreas lombares para obter um campo operacional claro usando um bisturi. Não use a tesoura para fazer incisões na pele. Afrouxar cuidadosamente a pele do tecido subjacente. Durante as etapas subsequentes de manter a ferida humedecidos em 0,9% de solução salina. </li><li> Corte tendões e tecido conjuntivo em ambos os lados das vértebras da lombar para os níveis torácicos usando bisturi e tesoura. </li&gt; <li> Remover os processos espinhosos e resto de tecido conjuntivo em torno das vértebras com uma pequena pinça. </li><li> Cuidadosamente quebrar vértebras com a pinça a partir de níveis lombares (L4/L5) sob um microscópio de dissecação. Enfiar a ponta da pinça, no espaço entre as vértebras e a medula espinal e levantar pedaços de osso distante. Não danificar a dura-máter e evitar a pressão para a medula espinhal. Ambos são críticos para o sucesso. Manter a medula espinhal humedecido durante todo o procedimento. Prossiga para níveis de meados de tórax. </li></ol> 3. A separação de raízes dorsais e DRP Gravação (Figura 2) <ol><li> Abra a dura-máter com cuidado usando uma agulha fina (30 g) com uma ponta dobrada. Use aCSF para umedecer a partir de agora. </li><li> Separa-se as raízes dorsais, tanto quanto possível, utilizando o medidor e cortar duas raízes adjacentes como distal possível. Vigorosa puxando as raízes durante a separação afecta o sucesso da experiência. </li><li> Abaixe o eletrodo de sucção para baixo para o fazerRsal raízes. Adicionar tanto ACSF para a medula espinhal possível porque o líquido auxilia a chupar nas raízes dorsais. </li><li> Chupar a extremidade cortada de uma raiz dorsal em uma pipetas de vidro pela aplicação de pressão negativa por meio de uma seringa. Se necessário, passar da raiz dorsal, em frente da abertura do eléctrodo utilizando uma agulha fina. </li><li> Se a raiz dorsal fica seco no interior do eletrodo de sucção, adicione um pouco aCSF a sua ponta, enquanto cuidadosamente sugando até que a pipeta está suficientemente preenchido com aCSF. </li><li> Depois da raiz dorsal é sugado, levantar a ponta do eletrodo a partir da medula espinhal. Tome cuidado para que não &quot;ponte de água&quot; entre a ponteira ea medula espinhal de curto-circuito do eletrodo de gravação / estimulação. </li><li> Repita os passos de 3,3-3,6 para uma raiz adjacente ipsilateral. </li><li> Posicione o eletrodo de referência mais próximo possível às raízes dorsais e mantê-lo úmido, aplicando aCSF. </li><li> Ao estabelecer a configuração de gravação, uma raiz já está escolhido para a estimulação, ooutra para gravação. O aumento gradual da tensão durante a gravação da segunda raiz dorsal é feito no modo braçadeira atual. Pode-se notar uma deflexão para baixo curto, que é seguido por um, de longa duração deflexão ascendente lento representando o DRP. </li><li> Ajuste a tensão de estímulo à supramáximos níveis e gravar várias varreduras (pelo menos 20 - 30 varreduras / raiz dorsal de 0,1 Hz, filtro entre 0,3 Hz-3 kHz). </li><li> Grave comboios curtos de três estímulos (100 Hz) para obter informações sobre o somatório tempo-dependente do DRP. </li><li> Mudar de gravação e local de estimulação para gravações contralateral adicionais. </li><li> Os animais não têm a intenção de sobreviver ao processo. Sacrificar animais após a última gravação por decapitação, ainda sob anestesia profunda (cetamina / xilazina, veja acima, o passo 2.2). </li></ol> 4. Análise de Dados <ol><li> Transferência de dados para programa de análise (por exemplo, Sigma Plot, Igor Pro, ou MATLAB). </li><li> Calcular média traços from 20-30 varreduras. </li><li> Leve a amplitude máxima de deformação da tensão (a partir da linha de base; DRP amplitude do pico), para posterior análise (Figura 3). </li><li> Calcula-se a razão entre a amplitude de pico de DRP após três pulsos e pulso único para obter uma medida do tempo de soma dependente de potenciais subsequentes. </li></ol>

<ol><li>Eccles, J. C., Eccles, R. M., Magni, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+inhibitory+action+attributable+to+presynaptic+depolarization+produced+by+muscle+afferent+volleys%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Central inhibitory action attributable to presynaptic depolarization produced by muscle afferent volleys.</a> J. Physiol. 159, 147-166 (1961).</li>
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<li>Manjarrez, E., Rojas-Piloni, J. G., Jimenez, I., Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+synaptic+transmission+from+segmental+afferents+by+spontaneous+activity+of+dorsal+horn+spinal+neurones+in+the+cat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Modulation of synaptic transmission from segmental afferents by spontaneous activity of dorsal horn spinal neurones in the cat.</a> J. Physiol. 529 Pt 2, 445-460 (2000).</li>
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<li>Martinez-Gomez, J., Lopez-Garcia, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+and+pharmacological+characterisation+of+ascending+anterolateral+axons+in+the+in+vitro+mouse+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological and pharmacological characterisation of ascending anterolateral axons in the in vitro mouse spinal cord.</a> J. Neurosci. Methods. 146, 84-90 (2005).</li>
</ol>

Os autores declaram não haver interesses financeiros concorrentes.

Registros eletrofisiológicos extra e intracelulares de atividade neuronal e potenciais sinápticos in vivo são o estado da arte das técnicas de investigação de funções neuronais do sistema nervoso central e fisiopatologia. Spinal integração é fundamental para o funcionamento do motor, por exemplo, os movimentos dos membros e para a percepção sensorial multimodal. Inibição pré-sináptica é um mecanismo fundamental neste processo computacional garantindo respostas adequadas aos estímulos sensoriais. Sinaps...

A inibição pré-sináptica é um dos mais poderosos mecanismos de inibição na espinal medula. Inibe potenciais pós-sinápticos excitatórios (EPSPS) em motoneurónios monosynaptically excitado sem alterar o potencial da membrana pós-sináptica e a excitabilidade de neurónios motores 1-3. Despolarização aferente primário (PAD) induzida por GABAergic sinapses axo-axonal em fibras pré-sinápticas sensoriais é o mecanismo subjacente 4-7 (ver também Figura 1A). Essas sinapses contêm GABA A e GABA-B (receptores GABA A e GABA B R R). A actividade do GABA R conduz a um aumento da condutância de cloreto que provoca PAD, devido à distribuição de iões local. Esta despolarização bloqueia a propagação dos potenciais de ação nos terminais do axônio e reduz a sua força levando a uma diminuição da Ca 2 +-influxo e uma redução da liberação do transmissor. A ativação dos receptores GABA B não fazt contribuir para PAD, mas leva a uma redução de Ca 2 +-influxo reforçando assim a inibição pré-sináptica. Enquanto a activação de receptores GABA A R parece estar envolvido na inibição de curto prazo, o GABA B R estão envolvidos na modulação de longo prazo de 8-10. Além de GABA, que representa a maior parte do PAD e inibição pré-sináptica, outros sistemas transmissores também pode modular e contribuir para este mecanismo 11,12. As alterações patológicas na inibição pré-sináptica parece ser crucial em vários estados de doença, por exemplo, inflamação e dor neuropática periférica 13,14, bem como anormal processamento da dor central 15, lesão medular 16, e doença do SNC com hiperexcitabilidade motora mediada pela transmissão gabaérgica defeituoso 17, 18. Assim, a estimativa inibição pré-sináptica a pena investigar patologias experimentais no nível da medula espinhal in vivo </em&gt;. PAD dá origem a volumes conduzidos potenciais fornecem uma medida directa da inibição pré-sináptica na medula espinal. Esses potenciais são chamados potenciais de raiz dorsal (DRP) e pode ser medido a partir de raízes dorsal da coluna vertebral após a estimulação das raízes dorsais adjacentes 7. As primeiras medidas de DRP foram relatados em gatos e sapos 19 e foram intensamente estudado em gatos por Eccles, Schmidt, e outros no início dos anos 1970 3,4,20,21. Enquanto in vivo gravações de DRP em gatos 22 e 23 ratos foram amplamente usadas, as medidas em ratinhos foram realizados quase exclusivamente em preparações isoladas ex vivo da medula espinhal 15,24. Aqui, descrevemos um método para gravar DRP em ratos anestesiados in vivo, permitindo uma medida direta da inibição pré-sináptica no organismo intacto.

<table><tbody><tr><td>Tubos de vidro (diâmetro interno 1,16 mm)</td><td>Science Products (Hofheim, Alemanha)</td><td>GB200F-10</td><td>Outros tubos de vidro também podem ser adequados</td></tr><tr><td>Solução de superfusão (estéril, 0,9% NaCl)</td><td>Braun Melsungen AG</td><td>3570350</td><td></td></tr><tr><td>Rompun 2% (Xilazina)</td><td>Bayer Animal Health GmbH (Leverkusen, Alemanha)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cetamina 10%</td><td>Medistar GmbH (Ascheberg, Alemanha)</td><td>KETAMIN 10%</td><td></td></tr><tr><td>30 G Microneedle/ Sterican</td><td>Braun Melsungen AG</td><td>4656300</td><td></td></tr><tr><td>Sais para aCSF</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Diverse</td><td></td></tr><tr><td>S88 Dual Output Square Pulse</td><td>Grass Technologies (Warwick, EUA)</td><td>S88X</td><td></td></tr><tr><td>SIU5 RF Transformer Isolation</td><td>Unit Grass Technologies (Warwick, EUA)</td><td>SIU-V</td><td></td></tr><tr><td>InstruTECH LIH 8+8</td><td>HEKA ( Lambrecht, Deutschland)</td><td>LIH 8+8 + software Patchmaster Amplificador</td><td></td></tr><tr><td>universal</td><td>NPI (Tamm, Deutschland)</td><td>ELC-03X</td><td></td></tr><tr><td>Extrator de micropipetas</td><td>Sutter Instruments (Novato, EUA)</td><td>P-1000</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio de dissecação</td><td>Olympus (Tóquio, Japão)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulador</td><td>Sutter Instruments (Novato, EUA)</td><td>MPC-200/MPC-325</td><td>Micromanipuladores mecânicos também são possíveis</td></tr><tr><td>Sistema de Manta Homeotérmica</td><td>Stoelting (Wood Dale, EUA)</td><td>50300V</td><td></td></tr><tr><td>Suporte de eletrodo de gravação intra/extracelular</td><td>Harvard Apparatus (Holliston, EUA)</td><td>641227</td><td></td></tr></tbody></table>

medindo spinal pré-sináptica inibição em ratos por raiz dorsal gravação potencial<em&gt; in vivo</em

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

A inibição pré-sináptica é um dos mais poderosos mecanismos de inibição na espinal medula. O mecanismo fisiológico subjacente é uma despolarização das fibras aferentes primários mediadas por GABAergic sinapses axo-axonal (despolarização aferente primário). A força de despolarização aferente primário pode ser medido por registo dos potenciais conduzida de volume na raiz dorsal (potenciais de raiz dorsal, DRP). As alterações patológicas de inibição pré-sináptica são cruciais para o processamento central anormal de determinadas condições de dor e em alguns transtornos de hiperexcitabilidade motor. Aqui, descrevemos um método de gravação DRP in vivo em camundongos. A preparação das raízes dorsais da medula espinhal do animal anestesiado eo procedimento de gravação usando eletrodos de sucção são explicados. Este método permite medir GABAergic DRP e, assim, estimar a inibição pré-sináptica da medula em ratos vivos. Em combinação com os modelos de camundongos transgênicos, a gravação DRP pode serve como uma ferramenta poderosa para investigar associada à doença da coluna vertebral fisiopatologia. In vivo gravação tem várias vantagens em relação ao ex vivo preparações medulares isoladas, por exemplo, a possibilidade de gravação ou manipulação de redes supra-e indução de DRP por estimulação de nervos periféricos simultâneos.

Vestígios de DRP típicos são mostrados na Figura 3. O destaque artefato estimulação é geralmente seguido por uma deflexão para baixo curto. Posteriormente um, de longa duração deflexão ascendente lento, representando o DRP é claramente distinguíveis. Num subgrupo de gravações, reflexos de raiz dorsal são visíveis como pequenos picos no topo da DRP. Em camundongos normais do tipo selvagem, os reflexos da raiz dorsal aparecem mais frequentemente quando a tensão estimulação excessiva. Como os reflexos da r...

GABAérgica inibição pré-sináptica é um poderoso mecanismo de inibição na espinal medula importante para o motor e a integração do sinal sensorial em redes da medula espinal. Subjacente despolarização aferente primário pode ser medido por registo dos potenciais de raiz dorsal (DRP). Aqui demonstramos um método in vivo de gravação de DRP em ratinhos.

Medindo Spinal pré-sináptica Inibição em Ratos por raiz dorsal Gravação Potencial<em&gt; In Vivo</em

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of ...

A inibição pré-sináptica é um dos mecanismos inibitórios mais potentes na medula espinhal. Alterações patológicas na inibição pré-sináptica estão envolvidas em vários mecanismos de doenças. Por exemplo, dor neuropática e inflamatória, bem como processamento anormal da dor central.É importante em lesões da medula espinhal e em distúrbios do sistema nervoso central com hiperexcitabilidade motora. Assim, ao investigar modelos animais desses distúrbios, conhecer a intensidade da inibição pré-sináptica forneceria informações significativas. Apresentamos aqui um método para avaliar a inibição pré-sináptica em um modelo de camundongo.A inibição pré-sináptica in vivo é mediada pela despolarização das fibras aferentes primárias, que é induzida por sinapses axo-axonais GABAérgicas sobre as fibras pré-sinápticas sensoriais. A atividade do receptor GABA_A leva a um aumento na condutância de cloreto, o que então provoca a despolarização aferente primária devido à distribuição iônica local. Essa despolarização bloqueia a propagação dos potenciais de ação até os terminais axonais e reduz sua intensidade, resultando em uma diminuição da entrada de cálcio e na redução da liberação do neurotransmissor.Assim, os potenciais pós-sinápticos excitatórios em neurônios monossinápticos podem ser inibidos sem alterar o potencial da membrana pós-sináptica e a excitabilidade dos potenciais conduzidos pelo volume dos neurônios modernos; a despolarização primária desses potenciais fornece uma medida direta da inibição pré-sináptica na medula espinhal, e esses potenciais podem ser medidos nas raízes dorsais da medula espinhal após estimulação, sendo denominados potenciais das raízes dorsais. A medição dos potenciais das raízes dorsais é bem estabelecida e tem sido amplamente utilizada em gatos, ratos e sapos, mas em camundongos, os registros foram realizados quase exclusivamente em preparações ex vivo de medula espinhal isolada. Aqui descrevemos um método para registrar esses potenciais das raízes em camundongos anestesiados in vivo, permitindo uma medida direta da inibição pré-sináptica no organismo intacto.Para a gravação de DRP em camundongos in vivo, o seguinte equipamento é necessário. Instrumentos cirúrgicos padrão, um microscópio estereoscópico e três micromanipuladores para posicionar respectivamente o eletrodo de estimulação, o eletrodo de gravação e o eletrodo de referência. Além disso, um estereotáxico para camundongo e um sistema de aquecimento para controlar a temperatura corporal do camundongo durante a estimulação e a gravação, isoladamente ou com estimulador.Um amplificador padrão e uma coleta de dados são necessários para melhorar a relação sinal-ruído. Durante a gravação do DRP, eletrodos de seção feitos sob medida são necessários para a fabricação dos mesmos. Puxe tubos de vidro convencionais com um puxador de micropipetas padrão.Quebre a ponta do eletrodo usando uma lima de diamante para alargar a abertura da ponta. Polir a ponta com uma chama padrão de laboratório para suavizar a extremidade. Antes de iniciar o preparo, anestesie o animal com uma injeção intraperitoneal de quetamina e fixe a cabeça do camundongo dentro do estereotáxico.Em seguida, teste a profundidade da anestesia pinçando o membro posterior (PO) do camundongo. Inicie o preparo somente quando não for observada nenhuma retirada do PO; a profundidade da anestesia deve ser verificada repetidamente durante o procedimento. Injeções repetidas de cetonamina no músculo quadríceps posterior.Prologar a anestesia, monitorar a temperatura corporal do animal com o sensor retal. Para a preparação da coluna dorsal. Abrir a pele ao longo da linha média dorsal.Solte a pele do tecido subjacente para separar a vértebra do tecido conjuntivo ao redor. Faça dois cortes em ambos os lados da coluna vertebral e alargue os cortes empurrando o tecido para os lados com o bisturi. Em seguida, remova os processos espinhosos S usando uma pequena pinça óssea.Iniciando nos níveis lombares. Prosseguir para os níveis torácicos médios para evitar o ressecamento dessa ferida operacional. Colocar pequenos pedaços de gaze ao redor da ferida e umedecê-los com cloreto de sódio 0,9%.Em seguida, inicie o preparo da medula espinhal começando pela região lombar. Empurre cuidadosamente a ponta do estilete ósseo no espaço entre duas vértebras adjacentes. Tenha especial cuidado para reduzir ao máximo a pressão aplicada sobre a medula espinhal.Prossiga para os níveis torácicos úmidos na medula espinhal com fluido cerebroespinhal artificial. Faça isso repetidamente durante todas as etapas subsequentes. Abra o durometro cuidadosamente usando uma agulha de 30 furos.Em seguida, solte e separe duas raízes adjacentes ipsilaterais da coluna vertebral. Depois, corte as raízes o mais distal possível. Durante o procedimento.Evite puxar excessivamente as raízes, pois isso acabará prejudicando um registro bem-sucedido do PDR. Após posicionar o eletrodo de referência próximo à medula espinhal, mova a ponta de um dos eletrodos de seção para uma proximidade próxima da extremidade proximal de uma raiz dorsal. Em seguida, posicione a raiz dorsal sobre a abertura da ponta do eletrodo de sucção.Em seguida, aspire a raiz dorsal para dentro do eletrodo aplicando uma pressão negativa breve por meio de uma seringa conectada ao eletrodo. Então, preencha o eletrodo com LCR enquanto aplica uma pressão negativa contínua e baixa até que a solução envolva tanto a raiz dorsal quanto o fio de cloreto de prata dentro do eletrodo. Posteriormente, levante a ponta do eletrodo da medula espinhal para que nenhuma ponte líquida cause curto-circuito no eletrodo.Repita os passos para a segunda raiz ipsilateral adjacente. Uma vez que ambos os eletrodos estejam posicionados, inicie a gravação dos potenciais da raiz dorsal estimulando uma via enquanto grava da outra, aumentando a voltagem do estímulo até níveis supramáximos. Os registros típicos dos potenciais da raiz dorsal são semelhantes ao mostrado no painel esquerdo.Um breve artefato de estimulação é seguido por uma pequena deflexão positiva e uma deflexão negativa prolongada. A última deflexão é o potencial real da raiz dorsal. Sua amplitude pode ser calculada em relação à linha de base registrada imediatamente antes do registro do estímulo.Várias trilhas de um par de raízes podem conter artefatos provocados por movimentos respiratórios e/ou artefatos de EKG que podem interferir no PRD registrado. Após um registro bem-sucedido, é possível trocar o local de estimulação e registro e realizar um segundo registro. O método apresentado de registro.Medir os potenciais da raiz no meu modelo in vivo permite a avaliação da entrada primária, da despolarização e do animal intacto, especialmente em combinação com camundongos geneticamente modificados. Pode ser uma ferramenta poderosa para investigar os mecanismos subjacentes à inibição espinhal. A integração espinhal é fundamental para a função motora e a percepção sensorial multimodal.Este método é útil em pesquisas que abordam dor, lesão da medula espinhal, lesão do nervo periférico e inflamação. O registro do DRP in vivo permite analisar as interações entre a atividade supramedular e o pad. Isso não é possível em preparações isoladas da medula espinhal, geralmente utilizadas para medir o DRP em camundongos.Em princípio, é possível aplicar medicamentos na medula espinhal durante a gravação. A aplicação local por meio de pipetas adicionais poderia aumentar e acelerar o controle da concentração local do medicamento.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Imagens ao vivo de axônios da raiz dorsal após rizotomia

Uma técnica de imagem para monitoramento de mudanças potenciais de membrana com sub-micrômetro espacial e sub-milissegundo resolução temporal é descrito. A técnica, com base na excitação do laser de corantes sensíveis à voltagem, permite a medição de sinais em axónios e colaterais, ramos terminais axonais e dendríticas individuais espinhas dendriticas.

Tensão sensível Gravação Dye de axônios, dendritos e espinhas dendríticas de neurônios individuais em fatias de cérebro

Fonte: Shannonhouse, J., et al. In vivo Imagem de cálcio de conjuntos neuronais em redes de neurônios sensoriais primários em gânglios da raiz dorsal intactos. J. Vis. Exp. (2023). O vídeo demonstra uma técnica de imagem de cálcio in vivo para monitorar a atividade neuronal nos gânglios da raiz dorsal (DRG) de um camundongo transgênico. Os neurônios DRG expressam um indicador de cálcio que aumenta a intensidade da fluorescência ao se ligar ao cálcio. Estímulos mecânicos ou térmicos aplicados a...

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Fonte: Lai, J., et al. Registro eletrofisiológico simultâneo e microinjeções de agentes inibitórios no cérebro de roedores. J. Vis. Exp. (2015)Este vídeo demonstra uma técnica baseada em microinjeção para registro e inibição neuronal simultânea no colículo superior de ratos. O procedimento envolve direcionamento estereotáxico, perfuração do crânio e a inserção de um injetor, que fornece um neurotransmissor inibitório enquanto registra a atividade neuronal. A estimulação da luz evoca potenciais...

Inibição da atividade neuronal e sua detecção usando eletrofisiologia em um rato

Medições das propriedades de condução nervosa em vivo exemplificar uma ferramenta poderosa para caracterizar vários modelos animais de doenças neuromusculares. Aqui, apresentamos um protocolo de fácil e confiável pelo qual análise eletrofisiológica em nervo ciático de ratos anestesiados pode ser realizada.

Em Medidas Vivo eletrofisiológicos nos nervos ciático Rato

Mostramos como preparar fatias oblíquas da medula espinhal em ratos jovens. Esta preparação permite que a estimulação das raízes ventrais.

A Preparação de Oblique Spinal Cord Fatias de Estimulação raiz ventral

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Na Vivo Eletrofisiológica medição do potencial de ação muscular composto de membros dianteiros em modelos de Mouse de degeneração do neurônio Motor

A gravação da único-fibra é uma técnica eletrofisiológicos eficaz que seja aplicável aos sistemas nervosos centrais e periféricos. Junto com a preparação de DRG intact com o nervo ciático Unido, o mecanismo da falha da condução é examinado. Ambos os protocolos melhoram a compreensão da relação do sistema nervoso periférico com a dor.

Uso da gravação in vivo da único-fibra e do gânglio dorsal intacto da raiz com nervo sciatic Unido para examinar o mecanismo da falha da condução

Este protocolo descreve a gravação intracelular in vivo de motoneurons lombares de rato com estimulação simultânea de corrente trans-espinhal. O método permite medir as propriedades da membrana e registrar disparos rítmicos de motoneurons antes, durante e depois da polarização anodal ou catódal da medula espinhal.

In Vivo Intracelular Gravação de Motoneurons vertebrais de rato identificados tipo durante estimulação de corrente direta trans-espinhal

O presente protocolo descreve imagens de cálcio in vivo para medir as respostas de conjuntos de neurônios lombares-6 DRG a estímulos somáticos e viscerais. Comparações completas podem ser feitas entre neurônios que respondem a diferentes estímulos. Este protocolo é valioso para investigar mecanismos de dor visceral e estimulação somática, como a acupuntura.

in vivo Imagem de cálcio da resposta dos neurônios dos gânglios da raiz dorsal a estímulos somáticos e viscerais

Este estudo apresenta uma manipulação cirúrgica para expor o T-DRG em camundongos anestesiados para imagens de cálcio in vivo , juntamente com registros de ECG síncronos. Este método representa uma ferramenta de ponta para estudar a estimulação elétrica nervosa periférica e as entradas de órgãos viscerais torácicos, bem como suas interações no nível sensorial primário.

Imagem de cálcio dos gânglios da raiz dorsal torácica (DRG) in vivo e registro de ECG para estudar a estimulação de nervos periféricos

Aprenda a medir inibição pré-sináptica espinhal em camundongos por gravação de potencial de raiz dorsal in vivo. Este método eletrofisiológico permite avaliar a integração de sinais sensoriais e motores na medula espinhal.

Medindo Spinal pré-sináptica Inibição em Ratos por raiz dorsal Gravação Potencial

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