Name: Uma técnica para Screen americana Beech para Resistência ao Beech Scale Insect ( Cryptococcus fagisuga Lind.) (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 47 s
Description: Aprenda a distinguir árvores de faia-americana resistentes e suscetíveis à doença da casca da faia usando um protocolo de triagem com Cryptococcus fagisuga. Este método quantitativo emprega ensaios de viabilidade de ovos e árvores-controle.

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Os autores agradecem o financiamento do Monitoramento do Serviço Florestal de Avaliação de Proteção à Saúde EUA Florestal e programas de desenvolvimento tecnológico especiais que apoiaram o desenvolvimento, modificação e aplicação do protocolo descrito aqui para identificar árvores que são resistentes e suscetíveis ao inseto escala de faia. Também somos gratos ao Holden Arboretum, Kirtland, OH, por sua contínua parceria e apoio do nosso programa de triagem resistência faia americano.

Um material vegetal:. Mature Campo árvores, vasos de mudas, ou vasos de Enxertos <ol><li> Para os testes de campo, selecione árvores americanos saudáveis ​​maduros faia que não apresentem sinais de infestação de escala ou de doença para os testes de resistência possível. Visivelmente também terão de ser identificado para ser utilizado como um controlo (Figura 1) árvores susceptíveis. </li><li> Para testar mudas ou enxertos de vasos, recolher e germinar frutos da faia, conforme descrito no Koch &amp; Carey, 2004 ou descendente enxerto, conforme descrito no Carey et al, 2013. </li><li> Crescer mudas ou enxertos em envasamento mix solo com 47 g de micronutrientes, 477 g fertilizante de liberação lenta 15N-3.9P-9.9K, 700 g grosseiro perlita e 75 g de sulfato de alumínio por 2,8 cu. saco de pé. Se necessário mais tarde na estação de crescimento, fertilizar plantas semanais com solúvel 17N-1.3P-14.1K a 200 ppm de nitrogênio. </li><li> Durante a estação de crescimento, manter as plantas em uma casa de sombra. Permitem que as plantas vão dormentes fora no outono antes de movê-lospara uma instalação de armazenamento com temperatura controlada (~ 4 ° C) a partir de novembro a abril. </li></ol> 2. Recolha de Beech Escala Ovos <ol><li> Em um estande BBD-infestado, inspecionar árvores altamente infestados (facilmente identificados pela sua &quot;caiada&quot; aparência, Figura 1A), com uma lupa de mão para confirmar a presença de ovos, normalmente abundantes a partir de meados de julho a meados de agosto. </li><li> Use um pincel para escovar suavemente os pedaços de cera branca de cochonilhas de adultos, ovos e outros detritos, em um saco lacrado coleção um galão de plástico (Figura 1B). Colete de um mínimo de três árvores diferentes de pelo menos 12 m de distância. </li><li> Se necessário, armazenar os ovos no saco de recolha selado durante até duas semanas a 4 ° C. Um pequeno pedaço de fita (2,5 cm quadrados) de espuma de polietileno com amortecimento para dentro do saco, para impedir que os ovos de secar. </li><li> Para separar os ovos escala (0,15 x 0,25 mm) do que os adultos (0,60 mm) e debris, a construção de um peneiro utilizando uma peça curta de 2 &#39;de tubo de PVC e de um acoplamento para suportar uma peça quadrada de 250 micra de malha de nylon (Figura 2). </li><li> Esvaziar a mistura de adultos, cera, ovos e detritos a partir do saco de recolha para o crivo e utilizar um pequeno pincel de pintura para estimular suavemente os ovos para passar através da malha para uma placa de Petri de vidro abaixo. Pratos de plástico de Petri devem ser evitados porque eles detêm eletricidade mais estática, tornando-se difícil de mover os ovos. Ovos antes e após crivagem são mostrados na Figura 3. </li><li> Ovos purificada pode ser armazenada na caixa de Petri, a 4 ° C durante pelo menos uma semana. Para evitar que os ovos de secar, cole um pedaço úmido de espuma para a tampa e lacre com Parafilm. </li></ol> 3. Ovo Viabilidade Ensaios <ol><li> Para avaliar a viabilidade do ovo, com uma seringa de 10 cc para aplicar um anel fino de geleia de petróleo em torno da circunferência da parte inferior de uma placa de Petri de 60 milímetros de vidro (Figura 4A </strong&gt;). </li><li> Transferir cerca de 100 ovos para o centro do anel, coloque a tampa sobre a placa de Petri e selar com Parafilm. Permitir que a placa de Petri selado a permanecer sem perturbação à temperatura ambiente durante 2 semanas, ou 3 semanas, se os ovos foram armazenados a 4 ° C antes de se iniciar o ensaio. </li><li> Eclosão das ninfas vai ficar preso no vaselina e pode ser facilmente contado, e ovos vazias são facilmente distinguidos dos ovos não eclodidos por sua cor e brilho (Figura 4B). Calcular a viabilidade através da divisão do número de ninfas por a soma dos ovos vazios mais os restantes ovos completos. Boa viabilidade deve ser em 75% a 90% de ovos eclodidos gama. </li></ol> 4. Screening Resistência Escala de Grande Mature Faias no Campo <ol><li> Para um teste quantitativo, conte a 500 ovos usando um microscópio de dissecação e usando uma pequena espátula polvilhe-os suavemente em todo o centro de um pré-umedecido, de células abertas de 10 x 15 x 1.3 cm rectângulo de espuma de polietileno. Paraamortecer espuma, molhá-lo, em seguida, espremer o máximo de água possível. Para um teste qualitativo, 500 ovos pode ser contado para fora e colocados em um pequeno frasco de vidro e uma linha de &quot;enchimento&quot; desenhado que pode ser usado para medir lotes adicionais de cerca de 500 ovos. </li><li> Coloque a almofada de espuma para a árvore de teste com o lado do ovo virado contra a casca. Segure o disco no lugar com uma corda, corda, barbante ou fio de hardware plástico revestido. De plástico ou de material à base de metal que deve ser usado ao invés de materiais de fibras naturais, que são mais facilmente eliminado por animais selvagens. </li><li> Linha de cima e dos lados de um cm pedaço de vapor permeável envoltório casa à prova de água com adesivo de silicone de acetato com base pré-cortado 23 x 30 e coloque-a sobre a almofada de teste de espuma. Pressionar as bordas do envoltório casa da árvore para criar um selo à prova de água. Coloque fio de nylon ou arame revestido de plástico hardware ao redor da árvore e da casa envoltório, para segurá-la no lugar, enquanto os conjuntos adesivas (Figura 5). </li><li> Coloque um mínimo de doiscompressas de teste em cada árvore de ensaio, de preferência, em lados opostos do fuste. Em cada local, coloque almofadas de teste em pelo menos duas árvores suscetíveis (com infestação de escala natural, óbvio) como controle. Antes de colocar as almofadas de teste em árvores de controle, remova quaisquer insetos ou ovos escala que ocorrem naturalmente usando uma escova de cerdas firmes. Nota: as almofadas de espuma com ovos também pode ser colocado em árvores com o objectivo de ovos escala criação, o que pode ser particularmente útil em zonas onde o nível de infestação é baixo. </li></ol> 5. Screening Resistência Escala de vasos de mudas ou enxertos <ol><li> Para o teste, selecione árvores em vasos com diâmetro mínimo de 1 cm (pinça 5 cm acima linha do solo), que são altos o suficiente para ter pelo menos 2 almofadas de teste separados colocadas sobre eles. Podar pequenos ramos laterais quando necessário para dar espaço para as almofadas de teste. </li><li> Use um microscópio de dissecação para contar a 150 ovos e espalhá-los ao longo de um pré-cortados e umedecido 2,5 x 7,6 x 1,3 centímetros polyethy de células abertasalmofada de espuma lene. </li><li> Cole a almofada de espuma de mudas com o lado do ovo contra a casca, usando o fio revestido de plástico. Enrole um pequeno quadrado de casa envoltório ao redor da muda logo acima da espuma e selá-lo com silicone à base de acetato (Figura 6A). </li><li> Incluir conhecido famílias suscetíveis de mudas ou enxertos como controles. </li></ol> 6. Coleta de Dados Nota: Cerca de 52-57 semanas após a colocação dos blocos de espuma e ovos nas árvores de teste, os dados podem ser coletados. É importante que este não é feito até adultos após ter começado a pôr ovos de modo a que a sua capacidade para reproduzir pode ser determinada. Em algumas árvores resistentes, não é incomum ver um pequeno número de adultos, mas sem estabelecer reprodução ocorrendo. <ol><li> Remova cuidadosamente a almofada de espuma e contar o número de cochonilhas adulto estabelecidos na casca usando uma lente mão ou lupa (10X). </li><li> Quando a almofada de espuma é removido, ele não é uncommon para alguns adultos ea maioria dos aglomerados de ovos para ser puxado para fora da árvore com a espuma (ver Figura 7). Usando um microscópio de dissecação, a contagem dos aglomerados de ovos e adultos que tenham permanecido ligado à almofada de espuma. </li></ol>

<ol><li>Houston, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+to+artificially+infest+beech+bark+with+the+scale%2C+Cryptococcus+fagisuga+%28Lindinger%29%5BTitle%5D)+AND+%22U.S.+Forest+Service%22%5BJournal%5D)">A technique to artificially infest beech bark with the scale, Cryptococcus fagisuga (Lindinger).</a> U.S. Forest Service. , Northeastern Forest Experiment Station. Broomhall, PA. (1982).</li>
<li>Houston, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((American+beech+resistance+to+Cryptococcus+fagisuga%5BTitle%5D)+AND+%22Proceeding%2C+IUFRO+beech+bark+disease+working+party+conference%22%5BJournal%5D)">American beech resistance to Cryptococcus fagisuga.</a> Proceeding, IUFRO beech bark disease working party conference. , U.S. Department of Agriculture, Forest Service, Northeastern Forest Experiment Station. Washington, D.C. 38-42 (1983).</li>
<li>Ehrlich, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+beech+bark+disease%3A+a+nectria+disease+of+Fagus%2C+following+Cryptococcus+fagi%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">The beech bark disease: a nectria disease of Fagus, following Cryptococcus fagi.</a> 10, 593-692 (1934).</li>
<li>Papaik, M. J., Canham, C. D., Latty, E. F., Woods, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+an+introduced+pathogen+on+resistance+to+natural+disturbance%3A+beech+bark+disease+and+withdrow%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Effects of an introduced pathogen on resistance to natural disturbance: beech bark disease and withdrow.</a> 35, 1832-1843 (2005).</li>
<li>Miller-Weeks, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+status+of+beech+bark+disease+in+New+England+and+New+York%5BTitle%5D)+AND+%22Proceeding%2C+IUFRO+beech+bark+disease+working+party+conference%22%5BJournal%5D)">Current status of beech bark disease in New England and New York.</a> Proceeding, IUFRO beech bark disease working party conference. , U.S. Department of Agriculture, Forest Service, Northeastern Forest Experiment Station. Washington, D.C. 21-23 (1983).</li>
<li>Houston, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beech+bark+disease%3A+The+aftermath+forests+are+structured+for+a+new+outbreak%5BTitle%5D)+AND+%22J.+For%22%5BJournal%5D)">Beech bark disease: The aftermath forests are structured for a new outbreak.</a> J. For. 73, 660-663 (1975).</li>
<li>Twery, M. J., Patterson, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variations+in+beech+bark+disease+and+its+effects+on+species+composition+and+structure+of+northern+hardwood+stands+in+central+New%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Variations in beech bark disease and its effects on species composition and structure of northern hardwood stands in central New.</a> 14, 565-574 (1984).</li>
<li>Jakubus, W. J., McLaughlin, C. R., Jensen, P. G., McNulty, S. A., et al. Alternate year beechnut production and its influence on bear and marten populations. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJakubus%2C+WJ+%22Beech+Bark+Disease%3A+Proceedings+of+the+Beech+Bark+Disease+Symposium%22">Beech Bark Disease: Proceedings of the Beech Bark Disease Symposium</a>. Evans, C. A., et al. , U.S. Forest Service, Northern Research Station. Newtown Square, PA. 79-87 (2005).</li>
<li>Koch, J. L., Carey, D. W., Mason, M. E., Nelson, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+beech+scale+resistance+in+full-+and+half-sib+families%5BTitle%5D)+AND+%22Can.+J.+For.+Res%22%5BJournal%5D)">Assessment of beech scale resistance in full- and half-sib families.</a> Can. J. For. Res. 40, 265-272 (2010).</li>
<li>Koch, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beech+bark+disease%3A+The+oldest+%E2%80%9Cnew%E2%80%9D+threat+to+American+beech+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Outlooks+Pest+Manag%22%5BJournal%5D)">Beech bark disease: The oldest “new” threat to American beech in the United States.</a> Outlooks Pest Manag. 21, 64-68 (2010).</li>
<li>Koch, J. L., Mason, M. E., Carey, D. W., et al. Screening for resistance to beech bark disease: improvements and results from seedlings and grafted field selections. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKoch%2C+JL+%22Proceedings+of+the+4th+International+Workshop+on+Genetics+of+Host-Parasite+Interactions+in+Forestry%22">Proceedings of the 4th International Workshop on Genetics of Host-Parasite Interactions in Forestry</a>. Palmieri, K., et al. , U.S. Forest Service, Pacific Southwest Research Station. Albany, CA. (2012).</li>
<li>Leak, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fifty+year+impacts+of+the+beech+bark+disease+in+the+Bartlett+Experimental+Forest%2C+New+Hampshire%5BTitle%5D)+AND+%22Northern+J.+Appl.+For%22%5BJournal%5D)">Fifty year impacts of the beech bark disease in the Bartlett Experimental Forest, New Hampshire.</a> Northern J. Appl. For. 23, 141-143 (2006).</li>
<li>Koch, J. L., Carey, D. W., et al. Controlled cross-pollinations with American beech trees that are resistant to beech bark disease. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKoch%2C+JL+%22Proceedings+of+the+14th+Central+Hardwood+Forest+Conference%22">Proceedings of the 14th Central Hardwood Forest Conference</a>. Yaussy, D. A., et al. , U.S. Forest Service, Northeastern Research Station. 358-364 (2004).</li>
<li>Carey, D. W., Mason, M. E., Bloese, P., Koch, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hot+callusing+for+propagation+of+American+beech+by+grafting%5BTitle%5D)+AND+%22HortSci%22%5BJournal%5D)">Hot callusing for propagation of American beech by grafting.</a> HortSci. 48, 620-624 (2013).</li>
<li>Koch, J. L., Carey, W. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genetics+of+resistance+of+American+beech+to+beech+bark+disease%3A+knowledge+through+2004%5BTitle%5D)+AND+%22Beech+Bark+Disease%3A+Proceedings+of+the+Beech+Bark+Disease+Symposium%22%5BJournal%5D)">The genetics of resistance of American beech to beech bark disease: knowledge through 2004.</a> Beech Bark Disease: Proceedings of the Beech Bark Disease Symposium. Evans, C. A., et al. , U.S. Forest Service, Northern Research Station. Newtown Square, PA. 98-105 (2005).</li>
</ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Os passos críticos necessários para o sucesso deste ensaio incluem a execução de um teste de viabilidade sobre os ovos e a utilização de controlos sensíveis em cada local de ensaio, e com materiais de vasos. Também é importante o uso de mais de um bloco de teste por árvore ou mudas. Descobrimos que, tanto no campo e em testes mais controlados sobre vasos de plantas, uma fonte freqüente de erro pode ser falha pad. Por exemplo, no campo, mesmo com a modificação de que cobre a almofada de ensaio com o envoltório da casa pa...

Doença casca Beech (BBD) teve um impacto negativo sobre a faia americana na América do Norte desde a introdução do inseto escala faia invasivo, Cryptococcus fagisuga, na província canadense de Nova Escócia, no final de 1890 3. Este complexo de insetos-doença é iniciada quando o inseto escala faia insere seu estilete alimentação na casca criando pequenas fissuras que fornecem entrada para a infecção por uma das espécies de fungos Neonectria (Neonectria ditissima ou Neonectria faginata). Tal como os micélios fúngicos crescer, grandes áreas de tecido podem morrer, eventualmente anelamento completamente a árvore. Os danos da doença enfraquece a árvore, tornando-se propenso à rotura no 4 ventos fortes. Os níveis de mortalidade na primeira onda da doença foram relatados para ser tão alta quanto 50% 5. Árvores sobreviventes são muitas vezes deformado severamente como cancros formar reduzindo o valor da árvore como um produto de madeira.0; Essas árvores têm uma propensão para o root-brotação que leva à formação de &quot;moitas faia&quot; que impedem outras espécies mais desejáveis ​​de estabelecer, reduzindo o valor econômico e ecológico do stand 6. Embora a doença de casca de faia não é susceptível de conduzir à extinção da faia americana, altera ficar composição e saúde levando a uma diminuição nos alimentos e habitat para a vida selvagem 7,8. Em povoamentos afectados por BBD há muitos anos, as árvores que permanecem livres de quaisquer sintomas da doença têm sido relatados. Ensaios inoculação artificial têm demonstrado que estas árvores são resistentes ao inseto escala 2. Sem infestação escala, há poucas oportunidades para infecção Neonectria, minimizando o impacto do fungo. Mortalidade em grande escala em faia americano devido à infecção Neonectria na ausência de infestação de escala antes nunca temforam relatados, por isso os resultados de resistência a insectos escala faia em resistência à BBD. Pesquisas recentes sobre a gestão de BBD centrou-se na identificação, propagação, reprodução e retenção de faias americanas com resistência ao inseto escala de faia. Estudos genéticos mostraram que a resistência ao inseto escala é hereditária e cuidadosa seleção e melhoramento de árvores resistentes podem resultar em melhorias significativas em uma única geração 9. Este achado tem alimentado os esforços de gestores estaduais e floresta nacional nos Estados Unidos para estabelecer pomares regionais de sementes de faia americano resistente para fornecer uma fonte de diversidade genética de sementes resistentes BBD para plantios de restauração 10,11. A pesquisa também indicou que a manipulação genética silvicultural de suporte através da remoção de árvores susceptíveis e retenção de árvores resistentes podem resultar em stand melhoria 9,12. &lt;/ P&gt; Gestão de BBD através de atividades de melhoria de árvores ou através da realização de prescrições silviculturais requer a capacidade de selecionar para e distinguir entre árvores escala resistentes e suscetíveis de faia. Os métodos aqui apresentados foram adaptados a partir de um método introduzido pela primeira vez por Dave Houston para inocular artificialmente mudas com ovos escala faia 1. O método pode ser utilizado como uma ferramenta de rastreio para identificar loci característica quantitativa (QTL) associado com a resistência ou para distinguir entre mudas vasos resistentes e sensíveis ou rametes enxertados em estudos genéticos. Alternativamente, ele pode ser usado para o rastreio de árvores adultas no campo para identificar plantas resistentes para o desenvolvimento de um pomar de sementes, ou a retenção no campo. Árvores sensíveis, podem ser identificados e removidos para minimizar os impactos das doenças.

<table><tbody><tr><td>Folha de Malha de Nylon, 250 mícrons</td><td><a href="http://www.amazonsupply.com/dp/B000FMWH1S/ref=sp_dp_g2c_asin" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Peças Pequenas</a></td><td>CMN-0250-D</td><td>Tamanho da abertura da malha: 250 mícrons quadrados, porcentagem de área aberta: 34, diâmetro do fio: 180 mícrons, largura: 24&amp;rdquo;, Comprimento: 12&amp;rdquo;, Quantidade da embalagem: 1</td></tr><tr><td>Envoltório para Casa Tyvek</td><td><a href="http://www.lowes.com/pd_14582-2020-D13499991_0__" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> DuPont</a></td><td>D1349991</td><td>Rolo de 9 pés x 150 pés, pode solicitar que seja cortado ao meio.</td></tr><tr><td>espuma de polietileno, &amp;frac12;&amp;rdquo; espesso&amp;nbsp;</td><td><a href="http://www.colsfoam.com/apcfp/products.htm" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Columbus Foam Products</a></td><td></td><td>rolo de 2 pés x 50 pés</td></tr><tr><td>MetroMix 510</td><td><a href="http://sungro.com/products_displayProduct.php?product_id=118&amp;amp;brand_id=17" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Sun Gro Horticulture</a></td><td></td><td>2,8 pés cúbicos de casca, musgo de turfa, vermiculita, cinza de casca, carga nutritiva inicial (com gesso), nitrogênio de liberação lenta e&amp;nbsp;calcário dolomítico</td></tr><tr><td>Osmocote Plus 15-9-12</td><td><a href="http://everris.us.com/product/15-9-12" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Everris</a></td><td>E903206</td><td>Liberação padrão de 3-4 meses</td></tr><tr><td>Sight Savers 10X</td><td><a href="http://www.amleo.com/Bausch---Lomb-Illuminating-Codington-Magnifier-10x/p/CM10/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Bausch &amp;amp; Lomb</a></td><td>813434</td><td>Ampliação de 10X com iluminação Coddington</td></tr><tr><td>Nikon Mini Field Estereoscópio</td><td><a href="http://www.opticsplanet.com/nikon-fieldmicroscope.html" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Nikon</a></td><td>7314</td><td>Aumento de 20X</td></tr><tr><td>Silicone II transparente</td><td><a href="http://www.midlandhardware.com/159538.html" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> GE</a></td><td>159538</td><td>2,9 oz com janela transparente &amp;amp; vedação de porta</td></tr></tbody></table>

uma técnica para screen americana beech para resistência ao beech scale insect (<em&gt; cryptococcus fagisuga</em&gt; lind.)

A Technique to Screen American Beech for Resistance to the Beech Scale Insect (Cryptococcus fagisuga Lind.)

Beech doença casca (BBD) resulta em altos níveis de mortalidade inicial, deixando para trás árvores sobreviventes que estão muito enfraquecidos e deformados. A doença é iniciada pela alimentação de actividades da cochonilha faia invasiva, Cryptococcus fagisuga, o que gera os pontos de entrada para a infecção por uma das espécies Neonectria de fungo. Sem infestação escala, há pouca oportunidade para a infecção fúngica. Usando ovos escala para infestar artificialmente árvores saudáveis ​​em povoamentos fortemente impactadas BBD demonstrado que essas árvores eram resistentes à parcela inseto escala do complexo de doenças 1. Aqui apresenta-se um protocolo que temos desenvolvido, com base na técnica de infestação artificial de Houston 2, o qual pode ser utilizado para rastrear para árvores de escala-resistente no campo e em pequenas plântulas envasadas e enxertos. A identificação de árvores de escala-resistente é uma componente importante da gestão da BBD através da árvoreprogramas de melhoria e manipulação silvicultural.

A Figura 6 mostra uma plântulas resistentes (C) e duas mudas susceptíveis (D, E) exibem diferentes graus de susceptibilidade. Um exemplo do que uma árvore madura susceptível parece 57 semanas após o teste de infestação artificial foi configurado é mostrado na Figura 5B. Quando a espuma é retirado da árvore, não é incomum para cochonilhas e seus cachos de ovos para permanecer preso para a espuma, como mostrado na Figura 7, que é por isso...

Doença casca Beech é iniciada através da alimentação atividades do inseto escala de faia que criar pontos de entrada de fungos na casca. Árvores que são resistentes ao inseto escala também são resistentes às doenças. Aqui apresentamos o protocolo que temos desenvolvido para a tela faias individuais de resistência à escala de faia.

Uma técnica para Screen americana Beech para Resistência ao Beech Scale Insect (<em&gt; Cryptococcus fagisuga</em&gt; Lind.)

Beech bark disease (BBD) results in high levels of initial mortality, leaving behind survivor trees that are greatly weakened and deformed.&#160;The ...

O objetivo geral deste procedimento é distinguir entre árvores americanas de faia resistentes e suscetíveis à doença da casca da faia. Isso é realizado primeiramente coletando insetos cochonilhas adultos e seus ovos diretamente das árvores americanas de faia. O segundo passo é obter um lote homogêneo de ovos separando-os dos adultos e de outros detritos.Em seguida, os ovos são contados, colocados sobre almofadas de espuma e fixados na casca das árvores-teste. Ao mesmo tempo, são realizados testes para confirmar a viabilidade dos ovos. Aproximadamente um ano depois, as almofadas-teste são removidas e o número de adultos e de agrupamentos de ovos é contado.Por fim, esta técnica para infestar artificialmente árvores de sobreiro com o inseto cochonilha do sobreiro é utilizada para identificar árvores resistentes e suscetíveis à doença do cancro do sobreiro. A vantagem desta técnica em relação à anteriormente desenvolvida por Dave Houston para infestação artificial por cochonilhas é que o nosso método emprega árvores controle e ensaios de viabilidade dos ovos, sendo quantitativo e reprodutível o suficiente para estudos genéticos. Este método pode auxiliar nas decisões de manejo da doença do cancro do sobreiro ao determinar quais árvores são resistentes à doença e deveriam ser mantidas durante a colheita, ou quais poderiam ser os melhores candidatos para inclusão em pomares de sementes, árvores de sobreiro americano com infestação pesada da cochonilha do sobreiro.Os insetos são facilmente identificados por sua aparência esbranquiçada. Use uma lupa de mão para confirmar a presença de ovos, que normalmente são abundantes de meados de julho a meados de agosto. Prenda com fita adesiva uma bolsa plástica coletora selável de um galão ao tronco de uma árvore infestada e use um pincel para escovar suavemente os aglomerados brancos e cerosos de insetos adultos, ovos e outros detritos para dentro da bolsa.Colete ovos de pelo menos três árvores diferentes separadas por pelo menos 12 metros. Umedeça um pedaço quadrado de espuma de polietileno de 2,5 centímetros e fixe-o com fita adesiva no interior do saco para evitar que os ovos sequem. Em seguida, feche o saco.Respire dentro do saco para adicionar uma camada protetora de ar para o transporte dos ovos. Os ovos podem ser armazenados no saco de coleta fechado por até duas semanas a quatro graus Celsius. Para separar os ovos de escamas dos adultos e detritos, construa uma peneira fazendo um sanduíche.Um pedaço quadrado de malha de náilon de 250 mícrons entre um pequeno trecho de tubo de PVC de duas polegadas e um acoplamento. Coloque uma placa de Petri de vidro sob a peneira e, em seguida, despeje a mistura de adultos, ovos de cera e detritos do saco de coleta sobre a peneira. Em seguida, use um pincel pequeno para encorajar suavemente os ovos a passarem pela malha, caindo na placa de Petri de vidro abaixo.Para evitar que os ovos sequem, fixe com fita um pedaço de espuma úmida à tampa e feche bem. Os ovos purificados podem ser armazenados na placa de Petri a quatro graus Celsius por pelo menos uma semana. Para obter insetos cochonilhas viáveis, primeiramente é necessário ser capaz de identificar os insetos adultos produtores de ovos e separá-los dos ovos utilizando o processo de aspiração.Por fim, você precisa ser capaz de confirmar a viabilidade desses ovos utilizando um teste de viabilidade em ovo. Para avaliar a viabilidade dos ovos, use uma seringa de 10 cc para aplicar um anel fino de vaselina ao redor da circunferência da base de uma placa de Petri de vidro de 60 milímetros. Recolha aproximadamente 100 ovos com uma espátula e transfira-os para o centro do anel.Em seguida, coloque a tampa na placa de Petri e feche com perfil. Deixe a placa de Petri fechada em repouso, sem perturbação, à temperatura ambiente por duas ou três semanas, caso os ovos tenham sido armazenados a quatro graus Celsius. Após duas a três semanas, utilize o microscópio estereoscópico para contar o número de ninfas eclodidas, que frequentemente podem ser encontradas presas ao gel de parafina.Em seguida, conte o número de ovos não eclodidos, que são opacos e amarelados, e o número de ovos eclodidos, que são mais claros e translúcidos. Calcule a viabilidade dividindo o número de ninfas eclodidas pela soma dos ovos vazios mais os ovos não eclodidos remanescentes. Uma boa viabilidade deve estar entre 75 e 90% de ovos eclodidos.Teste de campo para avaliar a resistência à cochonilha-da-praia. O inseto pode ser analisado quantitativamente contando-se 500 ovos com o auxílio de um microscópio estereoscópico portátil, caso seja necessário apenas um teste qualitativo. Coloque os 500 ovos em um pequeno frasco com uma marca de volume que possa ser usada para medir lotes adicionais de aproximadamente 500 ovos.Em seguida, umedeça um retângulo de espuma de polietileno de célula aberta e esprema o máximo de água possível. Usando uma espátula metálica pequena de laboratório, polvilhe suavemente os 500 ovos pelo centro da espuma umedecida. Agora os ovos estão prontos para serem usados na infestação artificial.Selecione árvores maduras e saudáveis de ipê-americano que não apresentem sinais de cochonilhas, infestação ou doença. Amarre uma corda de náilon ao redor da árvore-teste, em seguida posicione o protetor de espuma sobre a árvore com o lado dos ovos voltado contra a casca. Deslize a corda sobre o protetor para fixá-lo.Deslize um segundo protetor sob a corda no lado oposto da árvore. Um mínimo de dois protetores deve ser colocado em cada árvore. Deve-se utilizar material à base de plástico ou metal em vez de corda, barbante ou sisal, pois estes últimos são mais facilmente aproveitados pela vida selvagem. Pré-cortado.Um pedaço de 23 por 30 centímetros de uma barreira contra vapor, permeável e impermeável, revestida com adesivo de silicone à base de acetato. Em seguida, coloque a barreira sobre a almofada de espuma para teste e pressione as bordas contra a árvore para criar um selo impermeável. Coloque barbante de náilon ou arame revestido de plástico ao redor da árvore e da barreira para manter a cobertura no lugar enquanto o adesivo endurece; selecione árvores visivelmente suscetíveis para serem usadas como controles.Use uma escova de cerdas firmes para remover quaisquer insetos cochonilhas ou ovos naturalmente presentes na área onde a placa de teste será colocada. Em seguida, posicione as placas de teste em pelo menos duas árvores suscetíveis em cada local de teste. Comece cultivando mudas ou enxertos em uma mistura aprimorada de solo para vasos.O teste de mudas em vasos ou enxertos é realizado em casa de sombra mais tarde na estação de crescimento. Adube as plantas semanalmente conforme necessário durante a estação de crescimento e mantenha-as em casa de sombra. Deixe as plantas entrarem em dormência ao ar livre no outono antes de transferi-las para um armazenamento a quatro graus Celsius.De novembro a abril, após um a dois anos, quando o tronco for alto o suficiente para ter pelo menos duas placas de teste separadas colocadas nele e tiver um diâmetro mínimo de um centímetro, medido com um paquímetro a cinco centímetros acima da linha do solo. Quando estiver pronto para o teste, podar quaisquer pequenas ramificações laterais, conforme necessário, para abrir espaço para as placas de teste. Utilize um microscópio estereoscópico para contar 150 ovos e espalhá-los sobre uma placa de espuma de polietileno de célula aberta previamente cortada e umedecida.Fixe a almofada de espuma à muda com o lado do ovo voltado para a casca, utilizando arame revestido de plástico. Envolva um pequeno quadrado de filme de proteção ao redor da muda logo acima da espuma e selar com silicone à base de acetato. Para os controles, fixe as almofadas de espuma contendo ovos em famílias de mudas ou enxertos conhecidos como suscetíveis.Cerca de um ano. Após colocar as almofadas de espuma nas árvores, remova cuidadosamente a almofada de espuma da muda ou da árvore adulta. Em seguida, utilize uma lupa ou lente de aumento de 10 x para contar o número de insetos cochonilhas adultos estabelecidos na casca.Quando a almofada de espuma é removida, não é incomum que alguns adultos e a maioria dos aglomerados de ovos sejam arrancados da árvore junto com a espuma. Sob um microscópio estereoscópico, conte os aglomerados de ovos e os adultos que estão aderidos à almofada de espuma. Uma plântula resistente é mostrada aqui.As linhas pretas indicam a extensão da almofada de espuma. Não é observada nenhuma infestação da casca. As duas plântulas suscetíveis vistas aqui exibem diferentes graus de suscetibilidade.Uma árvore suscetível madura, 57 semanas após infestação artificial, é mostrada aqui. As árvores foram infestadas artificialmente com ovos de cochonilha da faia no Bosque Nacional Allegheny, na Pensilvânia, e no Parque Estadual Luton, em Michigan. Este gráfico compara árvores resistentes com árvores controle suscetíveis.O número de árvores testadas em cada grupo está indicado entre parênteses. As contagens de adultos por 100 ovos fornecidos foram médias calculadas em todas as árvores dentro do grupo. Embora haja muita variação no número de adultos estabelecidos nas árvores suscetíveis, diferenças claras são detectadas entre árvores suscetíveis e resistentes.Ao tentar esta técnica, é importante garantir que a cobertura protetora esteja bem selada ao redor da árvore. Isso evitará o acúmulo excessivo de umidade na almofada de espuma, o que poderia comprometer o seu ensaio. Após assistir a este vídeo, você deverá ser capaz de coletar e purificar ovos de cochonilhas e utilizá-los para montar testes destinados a determinar se uma árvore de praia é resistente ou suscetível à cochonilha.O inseto cochonilheira faz parte de um complexo causal com um fungo que realmente leva à doença do cancro do tronco em árvores.

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Research

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