Name: Quantificar Único microvasos Permeabilidade em perfusão isolada-Sangue Rat Lung Preparação (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Aprenda a quantificar a permeabilidade de microvasos únicos em pulmões isolados de ratos perfundidos com sangue usando imagem de fluorescência em tempo real. Este método permite estudar respostas vasculares pulmonares a diferentes estímulos.

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Os estudos foram apoiados pelo NIH HL75503 para KP.

Todos os experimentos realizados em animais foram aprovados pelo Comitê da Universidade de Tennessee Health Science Center Animal Care Institucional e uso. 1. Tubulação de preparações perfusão Rat Lung <ol><li> Preparar um sistema de tubos com um tubo Tygon (# 18) para a perfusão de sangue como mostrado na Figura 1. Ligue transdutores de pressão (P23XL) e colocar o tubo na platina do microscópio. </li><li> Ajustar a temperatura do banho de água a 37 ° C. </li><li> Conecte a entrada e saída de pulmão temporariamente com Tygon tubulação. </li></ol><img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51552/51552fig1highres.jpg" width="500" /> Tubo de perfusão sanguínea Figura 1.. O esquema mostra a configuração tubulação utilizada para a circulação do sangue através da preparação de pulmão isolado. Também estão indicados os componentes associados, através do qual o tubo is roteado. Um diagrama esquemático do coração e pulmão está incluído para mostrar a sítios de ligação entre o tubo e da artéria pulmonar (PA), e atrial (LA) da cânula (azul linhas a tracejado) para a esquerda. 2. Preparação de isolado de rato Pulmões <ol><li> Anestesiar ratos machos (Sprague-Dawley; 250-300 g) com cetamina (80-100 mg / kg) e com xilazina (5-10 mg / kg). Depois de garantir um plano cirúrgico de anestesia, coloque o animal em decúbito dorsal. </li><li> Realizar traqueostomia, inserir uma cânula traqueal (PE-90) e prenda com sutura cirúrgica. </li><li> Infuse heparina (100-200 U) para o coração por punção cardíaca (21 G borboleta agulha), aguarde 60 segundos e sangue desangrar (~ 12-15 ml de sangue). </li><li> Prepare duas cânulas (Tygon tubulação, 3 mm de diâmetro, 4 cm de comprimento; queimado em uma das extremidades) e encher com solução salina. </li><li> Realize uma toracotomia. Faça uma incisão (3 mm) no ventrículo direito e deslize a extremidade alargada de uma cânula na incisão para a pulmonarartéria. Fixar a cânula da artéria pulmonar com suturas cirúrgicas. </li><li> Inciso (3 mm) a ponta do ventrículo esquerdo e deslizar a extremidade alargada da segunda cânula para a incisão. Orientar a cânula no átrio esquerdo. Segura cânula no ventrículo esquerdo com uma fita umbilical (largura 2 mm). </li><li> Dissecar qualquer tecido conjuntivo, e remover o pulmão e coração em conjunto com as cânulas anexas. Coloque pulmão e coração em uma placa de Petri. Reposicionar do pulmão de modo a que a superfície do diafragma está no topo. Os três cânulas deve enfrentar a mesma direção. </li><li> Coloque a preparação de pulmão em uma fase que pode ser manipulado na direcção XY. Qualquer etapa que vem com um microscópio pode ser modificada para manter o tubo ou uma fase feito por encomenda construída, se necessário. </li></ol> 3. Perfusão sanguínea dos pulmões isolados de ratos <ol><li> Misture o sangue sangrados com uma solução de albumina de volume igual (5%) e adicionar ao reservatório. Inicie a bomba peristáltica e definir fluxo de rComeram a 14 ml / min. Deixar o sangue para encher o tubo. </li><li> Com a derivação aberta, remova o conector de entrada-saída temporária de pulmão. Anexar a artéria pulmonar e da cânula do átrio esquerdo para a entrada e a saída do pulmão, respectivamente. Certifique-se de que não há bolhas de ar na tubulação. </li><li> Ligue a cânula traqueal a um transdutor de pressão terceiro (P23XL). Encha os pulmões com 30% de oxigênio através da cânula traqueal e manter a pressão a 5 cm H 2 O. </li><li> Feche a derivação com uma braçadeira para começar a perfusão pulmonar. Manter artéria pulmonar e das pressões do átrio esquerdo em ~ 10 e 3 cm H 2 O, respectivamente. </li></ol> 4. Preparando Lung para microvascular Infusion <ol><li> Levantar a extremidade traseira do tubo de extensão para o cateter acima do nível do pulmão e seguro. </li><li> Preparar um cateter de infusão através da inserção de cerca de 30 cm de um tubo de PE10 40 cm de altura para um tubo de PE90 ~ 30 cm de comprimento. Ligar a extremidade exposta do tubo de PE10 de uma agulha (30 L) aapenso a uma seringa (1 cc). </li><li> Inserir a combinação de cateter para a extremidade posterior saliente do tubo de extensão. Orientar a combinação cateter através do átrio esquerdo e no pulmão até encontrar resistência. Em seguida, empurre o cateter PE10 só mais para o pulmão até encontrar resistência. Note-se que a aplicação de força excessiva durante a inserção do cateter vai prejudicar o pulmão. </li><li> Encha a seringa de 1 cc com solução de Ringer e anexar a uma bomba de seringa. Definir a taxa de infusão de 10 mL / min. </li><li> Local da infusão vai tornar-se pálida em comparação com resto do pulmão. </li><li> Umedeça o pulmão com soro fisiológico e cobrir o pulmão com filme plástico com um buraco grande o suficiente para deixar o local da infusão descoberto. </li><li> Pincelar algumas gorduras torneira no fundo de um O-ring (feito por encomenda) e colocar uma lamela de vidro (# 1.5, diâmetro de 22 mm) na parte inferior do anel de vedação. Suavemente posicionar o anel de vedação com a lamela no local da infusão. Fixe o O-ring com um hol tubo de ensaio padrãoder. A combinação lamela / O-ring não distorce as estruturas alveolares debaixo dela, como relatado recentemente 15. </li><li> Posicionar um objectivo (20X) de um microscópio de fluorescência acima do O-ring e focar na superfície do pulmão. </li></ol> 5. Imagem fluorescente Dextran trânsito através Microvasos <ol><li> Prepare o microscópio para FITC imagem florescimento. </li><li> Selecione uma região a ser trabalhada e adquirir imagens a uma taxa de 1/minuto usando o software de aquisição de imagem. </li><li> Comece a infusão de FITC-dextrano 20 kD (0,5 mg / ml) usando a bomba de seringa. Fluorescência nos vasos sanguíneos vai aumentar gradualmente e atingir um máximo. Continuar infusão por 60 minutos. </li><li> Então mude para a infusão de Ringer para lavar fluorescência luminal. Manter a infusão de mais de 10 min. Continuar a aquisição de imagens em 1/min durante a lavagem-off. </li></ol> 6. Image Analysis <ol><li> Abra o arquivo de aquisição de imagem. </li><li> Coloque regiõesde juros ao longo microvasos dentro da moldura da imagem. </li><li> Jogue o arquivo de imagem frame-by-frame e registrar a intensidade de fluorescência em cada região de interesse para todos os quadros. </li><li> Traça-se a alteração na intensidade da fluorescência para cada região de interesse, como uma função do tempo. </li><li> Quantificar a intensidade máxima da fluorescência e da intensidade de fluorescência residual após 10 min de washoff. </li><li> Calcula-se a razão entre a intensidade máxima de fluorescência residual em cada região de interesse para obter o índice de permeabilidade para os microvasos associados a essa região de interesse. </li></ol>

<ol><li>Ware, L. B., Matthay, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">The acute respiratory distress syndrome.</a> N Engl J Med. 342, 1334-1349 (2000).</li>
<li>Matthay, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">The acute respiratory distress syndrome.</a> J Clin Invest. 122, 2731-2740 (2012).</li>
<li>Bhattacharya, J., Matthay, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+and+repair+of+the+alveolar-capillary+barrier+in+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Physiol%22%5BJournal%5D)">Regulation and repair of the alveolar-capillary barrier in acute lung injury.</a> Annu Rev Physiol. 75, 593-615 (2013).</li>
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<li>Parthasarathi, K., Bhattacharya, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localized+Acid+instillation+by+a+wedged-catheter+method+reveals+a+role+for+vascular+gap+junctions+in+spatial+expansion+of+Acid+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Rec+%28Hoboken%29%22%5BJournal%5D)">Localized Acid instillation by a wedged-catheter method reveals a role for vascular gap junctions in spatial expansion of Acid injury.</a> Anat Rec (Hoboken). 294, 1585-1591 (2011).</li>
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<li>Thorball, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FITC-dextran+tracers+in+microcirculatory+and+permeability+studies+using+combined+fluorescence+stereo+microscopy%2C+fluorescence+light+microscopy+and+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Histochemistry%22%5BJournal%5D)">FITC-dextran tracers in microcirculatory and permeability studies using combined fluorescence stereo microscopy, fluorescence light microscopy and electron microscopy.</a> Histochemistry. 71, 209-233 (1981).</li>
<li>Stevens, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+and+molecular+heterogeneity+of+pulmonary+endothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Am+Thorac+Soc%22%5BJournal%5D)">Functional and molecular heterogeneity of pulmonary endothelial cells.</a> Proc Am Thorac Soc. 8, 453-457 (2011).</li>
<li>Ofori-Acquah, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterogeneity+of+barrier+function+in+the+lung+reflects+diversity+in+endothelial+cell+junctions%5BTitle%5D)+AND+%22Microvasc+Res%22%5BJournal%5D)">Heterogeneity of barrier function in the lung reflects diversity in endothelial cell junctions.</a> Microvasc Res. 75, 391-402 (2008).</li>
<li>Kandasamy, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+imaging+reveals+endothelium-mediated+leukocyte+retention+in+LPS-treated+lung+microvessels%5BTitle%5D)+AND+%22Microvasc+Res%22%5BJournal%5D)">Real-time imaging reveals endothelium-mediated leukocyte retention in LPS-treated lung microvessels.</a> Microvasc Res. 83, 323-331 (2012).</li>
<li>Kandasamy, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipopolysaccharide+induces+endoplasmic+store+Ca2%2B-dependent+inflammatory+responses+in+lung+microvessels%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Lipopolysaccharide induces endoplasmic store Ca2+-dependent inflammatory responses in lung microvessels.</a> PloS One. 8, (2013).</li>
<li>Qiao, R. L., Bhattacharya, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segmental+barrier+properties+of+the+pulmonary+microvascular+bed%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Segmental barrier properties of the pulmonary microvascular bed.</a> J Appl Physiol. 71, 2152-2159 (1991).</li>
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<li>Wu, Y., Perlman, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+methods+for+assessing+alveolar+mechanics%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+1985%22%5BJournal%5D)">In situ methods for assessing alveolar mechanics.</a> J Appl Physiol 1985. 112, 519-526 (2012).</li>
<li>Kuebler, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+signaling+mechanism+between+gas+and+blood+compartments+of+the+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">A novel signaling mechanism between gas and blood compartments of the lung.</a> Journal Clin Invest. 105, 905-913 (2000).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

A preparação isolada de perfusão pulmonar com sangue combinado com imagens em tempo real fornece uma ferramenta simples para a determinação de alterações de permeabilidade em microvasos pulmonares individuais. Aplicamos esse método para definir alterações de permeabilidade em resposta à infusão de LPS. Os nossos dados sugerem claramente que a infusão de LPS causou um aumento da permeabilidade microvascular. Além disso, os dados também indicam que as alterações de permeabilidade induzida por LPS foram similares em ambas ...

O aumento da permeabilidade microvascular nos pulmões leva ao desenvolvimento de edema alveolar e troca gasosa comprometida e é uma das principais características da lesão pulmonar aguda (LPA) 1-3. Assim, estimativas da permeabilidade vascular são importante na definição do grau de lesão dos pulmões e a eficácia das intervenções terapêuticas propostas. Análise gravimétrica como proporção wet-a-seco de pulmão livre sangue e coeficiente de filtração microvascular são amplamente utilizados métodos para estimar a permeabilidade 4,5. Outros métodos incluem a quantificar a retenção de sondas radioactivas ou fluorescentes no tecido pulmonar 6-8. No entanto, os métodos descritos acima requerem processamento postexperiment de amostras de tecido do pulmão para elucidar os dados de permeabilidade. Além disso, uma vez que um animal pode ser usado somente para um único protocolo de tratamento, pode ser necessário um grande número de animais para o estudo completo. Uma característica comum dos métodos acima é que eles determinam a permeabilidade vascular significativo paratodos os vasos sanguíneos no interior da amostra de tecido. No entanto, é bem estabelecido que o micro e macro-vasos pulmonares são fenotipicamente diferente 9. Por isso, as respostas de permeabilidade pode ser heterogênea entre os diversos segmentos de navios, bem 9,10. Assim, a quantificação da permeabilidade média de todos os vasos pulmonares em uma amostra de tecido pode não refletir adequadamente esta heterogeneidade. Na preparação isolada de perfusão pulmonar de sangue, dos vasos sanguíneos na superfície do pulmão podem ser visualizados por um microscópio vertical 4,11,12. Isto permite que caracterizam as respostas em vasos individuais e, assim, tratar qualquer heterogeneidade na resposta 13. Além disso, através da utilização de imagens de fluorescência de microvasos, ensaios de fluorescência com base pode ser incorporada. Além disso, um microcateter atrial esquerda pode ser utilizado para fornecer agentes e as sondas de fluorescência nos vasos sanguíneos 11,14. O microcatheter limita a entrega a uma região de pulmão de pequenas, assim, exposando apenas os vasos sanguíneos na região, para os agentes infundidos e fluoróforos. Isto permite que várias pequenas regiões dentro do mesmo pulmão a ser utilizado para experiências em separado, levando a uma redução global de animais necessários para um estudo. Imagens em tempo real permite a captura de mudanças dinâmicas na vascular e fluorescência extravascular de microvasos individuais da preparação de pulmão isolado. Assim, para cada um dos microvasos dentro de um campo de imagem, as alterações na fluorescência durante a infusão de fluoróforos e washoff pode ser gravada, e quantificado desligada 14. Usando valores de fluorescência máximo e residual vascular, um índice de permeabilidade para cada microvasos no campo de imagem pode ser determinada. Para determinar as alterações de permeabilidade na resposta aos agentes inflamatórios ou prejudiciais, o agente desejado, pode ser administrado em primeiro lugar e, em seguida, o índice de permeabilidade determinada. Além disso, o campo de imagem pode ser colocado em qualquer lugar dentro da região do pulmão infundida pelamicrocatheter, permitindo assim um elevado grau de flexibilidade na escolha da rede vascular desejado. Assim, a preparação isolada de perfusão pulmonar com sangue em conjunto com imagens em tempo real fornece um modelo experimental atraente para quantificar permeabilidade em microvasos pulmonares individuais.

<table><tbody><tr><td>Tygon Tubing</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>#18</td></tr><tr><td>Transdutor de Pressão</td><td>Data Sciences International</td><td>P23XL</td><td>Quantidade necessária 3</td></tr><tr><td>Agulha Borboleta</td><td>Greiner Bio-One</td><td>450081</td><td>21 G</td></tr><tr><td>Bomba peristáltica</td><td>Cole Parmer</td><td>Masterflex L/S</td><td></td></tr><tr><td>PE-90 tubulação</td><td>Becton Dickinson</td><td>427421</td><td>30 cm necessária</td></tr><tr><td>Tubulação PE-10</td><td>Becton Dickinson</td><td>427401</td><td>40 cm necessária</td></tr><tr><td>Bomba de seringa</td><td>Braintree Scientific</td><td>BS8000</td><td></td></tr><tr><td>O-ring</td><td></td><td></td><td>Feito sob medida com um orifício de 20 mm de diâmetro e uma alça para fixar o O-ring ao suporte</td></tr><tr><td>Microscópio de fluorescência vertical</td><td>Olympus America</td><td>BX61WI</td><td></td></tr><tr><td>Software de Aquisição de Imagem</td><td>Dispositivos Moleculares</td><td>Metamorfo</td><td></td></tr><tr><td>FITC Dextran 20KD</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td>0,5 mg/ml (Um dextrano de diferentes tamanhos moleculares pode ser selecionado, se experimentos experimentais indicarem sua adequação com base nos valores calculados do índice de permeabilidade)&nbsp;</td></tr><tr><td>Sorótipo 0111:B4</td> do <td>Sigma Aldrich</td><td></td> do <td>Lipopolissacarídeo</td></tr></tbody></table>

quantificar Único microvasos permeabilidade em perfusão isolada-sangue rat lung preparação

Quantifying Single Microvessel Permeability in Isolated Blood-perfused Rat Lung Preparation

A preparação isolada de perfusão pulmonar com sangue é amplamente usado para visualizar e definir a sinalização em microvasos individuais. Juntando esta preparação com imagens em tempo real, torna-se viável para determinar alterações da permeabilidade em microvasos pulmonares individuais. Aqui nós descrevemos etapas para isolar pulmões de ratos e perfundem-los com sangue autólogo. Em seguida, descrevemos as etapas para infundir fluoróforos ou agentes através de um microcatheter em uma região de pulmão de pequenas. Utilizando estes procedimentos descritos, determinou-se o aumento da permeabilidade em microvasos de pulmão de rato em resposta a infusões de lipopolissacarídeo bacteriano. Os dados revelaram que lipopolissacarídeo aumento de fugas de fluido em ambos os segmentos venulares e microvasos capilar. Assim, este método faz com que seja possível comparar as respostas de permeabilidade entre os segmentos vasculares e, assim, definir qualquer heterogeneidade na resposta. Enquanto os métodos comumente utilizados para definir a permeabilidade pulmonar requerem pós-processamento de amostras de tecido do pulmão, ouso de imagens em tempo real elimina esta exigência, como é evidente a partir do presente método. Assim, a preparação de pulmão isolado combinado com a imagem em tempo real oferece várias vantagens em relação aos métodos tradicionais para determinar a permeabilidade microvascular pulmão, ainda é um método simples para desenvolver e implementar.

Uma preparação isolada de perfusão pulmonar de sangue ligado ao sistema de perfusão e afins é mostrado na Figura 2. Para fins de demonstração, foi utilizado um rato Sprague Dawley, embora os procedimentos aqui descritos podem ser utilizados com qualquer espécie de rato. Infusões com um microcateter atrial esquerdo atingir apenas uma pequena região do pulmão. A região infundido pode ser identificado pela descoloração induzida por infusão (Figura 3). A preparação de pulmão como posicionad...

A preparação isolada de perfusão pulmonar de sangue faz com que seja possível visualizar redes microvasos na superfície do pulmão. Aqui nós descrevemos uma abordagem para quantificar a permeabilidade de microvasos de solteiro em pulmões isolados tempo real usando imagens de fluorescência.

Quantificar Único microvasos Permeabilidade em perfusão isolada-Sangue Rat Lung Preparação

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with ...

O objetivo geral deste procedimento é quantificar a permeabilidade em vasos microscópicos individuais de pulmões isolados de ratos utilizando um método baseado em fluorescência. Isso é realizado primeiramente isolando os pulmões de ratos e perfundindo-os com sangue autólogo. O segundo passo do procedimento consiste em inserir um microcateter atrial esquerdo em uma pequena região do pulmão para infundir dextrina marcada com flora quatro.Em seguida, enquanto a dextrina marcada é infundida, são coletadas imagens dos microvasos pulmonares. O passo final é quantificar a permeabilidade de microvasos individuais a partir das imagens, utilizando um software. Em última análise, os resultados podem mostrar o grau de permeabilidade dos microvasos pulmonares sob diferentes condições, como após tratamento com LPS.Demonstrará este procedimento a Dra. Kava Kasami, pesquisadora pós-doutoranda do meu laboratório. Comece realizando uma traqueotomia em um rato macho em plano cirúrgico confirmado de anestesia. Utilize uma cânula traqueal PE 90 e fixe-a com pontos. Em seguida, infunda o coração com 100 a 200 unidades de heparina usando uma agulha tipo borboleta de calibre 21.Aguarde um minuto e, em seg

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Biologia

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Caracterização do isolado, ventilado, Lung Mouse e Instrumentados perfundidos com fluxo pulsátil

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