Name: Músculo liso da bexiga Faixa Contractility como um método para avaliar do trato urinário inferior Farmacologia (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-08-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 26 s
Description: Aprenda a avaliar a contratilidade do músculo liso vesical em tecido de rato usando estímulos farmacológicos e elétricos. Este método permite caracterizar efeitos de compostos no trato urinário inferior.

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Este estudo foi financiado pelo NIH R37 e R01 DK54824 DK57284 subvenções a LB.

Todos os procedimentos aqui descritos são aprovados pelo comitê IACUC na Universidade de Pittsburgh. 1. Solutions <ol><li> Preparar a solução de Krebs de acordo com a receita. Composição em mM: NaCl 118, KCl 4,7, CaCl2 1,9, MgSO4 1,2, NaHCO3 24,9, KH 2 PO 4 1,2, dextrose 11,7. </li><li> Arejar Krebs com 95% de O2, 5% de CO 2 e coloque-o em um banho de 37 ° C a água para ser usado durante todo o experimento. Coloque lado ~ 200 ml de solução de Krebs arejada à temperatura ambiente até ser utilizado para a dissecção do tecido. </li><li> Medir pH (~ 7,4) e osmolaridade (~ 300 mOsm) de aerado Krebs. </li></ol> 2. Experimental Set-up (esquemático Figura 1A) <ol><li> Encha gaseificado (95% O2, 5% de CO 2) câmaras com 10 ml de Krebs. </li><li> Ligue a bomba de circulação de água para aquecer as câmaras a 37 ° C; ligar o equipamento necessário: amplificador (s), estimulador (s) e gravação de software. </li><li> Calibração de transdutores com um peso de 1 g. </li></ol> 3 Tecido (Figura 1B) Retire a bexiga de um adulto do sexo feminino ingênuo Sprague Dawley (200-250 g; ~ 10-12 semanas de idade) seguindo estes passos: <ol><li> Prepare área de dissecção e instrumentos necessários: máquinas de barbear, pinças com dentes, lâmina de bisturi, tesouras de dissecação, microtesouras, duas pinças de dissecação (autores preferem Dumont fórceps # 3), clips de tecido (ou fio de seda), um prato dissecção Sylgard revestido com Krebs e pinos de dissecação de tecidos. </li><li> Anestesiar os animais com a inalação de isoflurano (4% em O 2) na câmara de indução. Use pomada veterinária nos olhos para evitar a secura sob anestesia. Continuamente monitorizar o nível de anestesia mediante a observação da taxa de respiração, resposta a estímulos externos, e perda do membro posterior retirada reflexa. </li><li> Quando o animal é anestesiado barbear a um menor abdominalrea. Expor os órgãos pélvicos através de uma incisão abdominal na linha média. Identificar a bexiga e uretra. Retirar a bexiga através do corte no colo da bexiga perto da uretra proximal. Colocar o tecido imediatamente no prato revestido Sylgard cheio com solução de Krebs arejada. </li><li> Se for necessário, remover o tecido adicional neste momento: uretra, pedaços de gastrintestinais (GI) e / ou da próstata, etc </li><li> Sacrificar o animal, utilizando métodos IACUC aprovados (por exemplo, por overdose do anestésico ou CO 2 asfixia seguida de um método secundário). </li><li> Insira tecido dissecando pinos através da cúpula da bexiga, pescoço e ureteres, para estabilizar o tecido para posterior dissecação. Não estique o tecido. Remover o tecido adiposo, conjuntivo, uretra proximal e ureteres se presente. </li><li> Abra a bexiga a partir da base de cúpula para criar uma folha plana, lado serosa baixo / lado luminal up (Figura 1B). Coloque dissecando pinos em cada canto do tecido. Remover dom bexigae tecido e pescoço. </li><li> Se o objectivo da experiência é determinar a contribuição da mucosa (urotélio e lâmina própria - ver diagrama Figura 1C) para a contracção do músculo liso, comparar as propriedades das tiras do detrusor, com e sem a mucosa ligada. Por isso, antes de cortar o tecido em tiras, retire cuidadosamente a camada mucosa usando íris primavera tesouras e pinças finas sob um microscópio de dissecação. No final da experiência, para fixar as tiras de coloração de H &amp; E para confirmar a remoção completa da mucosa. Note-se que este procedimento é mais fácil em rato bexiga do que em bexiga de ratos. </li><li> Cortar o tecido longitudinalmente a partir da base de cúpula em tiras de ~ 2 x 8 mm (Figura 1B). Amarre ou anexar um clipe de tecido para ambas as extremidades de cada tira. Observação: Uma bexiga de rato pode normalmente ser cortado em tiras de 4, mas o número de tiras pode aumentar ou diminuir de acordo com o tamanho do animal / bexiga. </li><li> Transfira as tiras para o expercâmaras imental. Anexar uma extremidade de cada tira de um transdutor de força, que mede a contracção do tecido, e a outra para uma vareta de vidro / metal fixo. NOTA: câmaras do tecido variam em tamanho (0,2 ml a 20 ml ou maiores). Câmaras típicas para bexigas de roedores são 5-20 ml, as quais proporcionam uma altura suficiente para que as tiras ser completamente submerso na solução. Algumas câmaras vêm com alto-eletrodos de estimulação, outros não. Cuidados devem ser tomados para garantir que todas as conexões dos eletrodos estão em boas condições, caso contrário, a estimulação campo elétrico não é confiável. </li><li> Aplicar uma quantidade definida de força para cada tira de tecido que se estende suavemente até que a tensão da linha de base atinge um g (~ 10 min). Inicialmente, o tecido tende a relaxar, que é registrado como uma diminuição da tensão da linha de base. Tecido de lavagem aproximadamente a cada 15 min, utilizando a quente de Krebs gaseificado e ajustar a tensão da linha de base de 1 g após cada lavagem. Permitir que o tecido equilibrar durante ~ 1-2 horas ou até que a tensão da linha de base é estável (ou seja, não mais relaxamento do tecido). </li><li> Teste de viabilidade do tecido pela adição de KCl (80 mM) directamente para o banho de ~ 5 minutos, ou até que uma resposta de patamar é atingido. As respostas às elevadas concentrações de KCI, também pode ser repetida durante a experiência ou no fim da experiência e utilizada para normalizar as respostas a outras drogas ou entre as tiras (ver normalização na secção de análise de dados). </li><li> Tecidos de lavagem várias vezes (3-5x) com a quente de Krebs gaseificado para permitir que o tecido para voltar às condições de pré-tratamento. </li></ol> 4. Estimulação Protocolos <ol><li> Para investigar os efeitos da patologia sobre a actividade miogénica espontânea ou tom do músculo liso, usar tiras de músculo liso a partir de modelos de animais diferentes, tais como a SCI, BOO, ou recém-nascidos. Figura 2 ilustra a utilização deste método para investigar mudanças na actividade da bexiga e espontânea durante o desenvolvimento após SCI. Além disso, os agentes farmacológicos podem ser usados ​​para modular spontaneous actividade. Figura 3 ilustra o efeito dos moduladores de canais KCNQ, a flupirtina e XE991, sobre a actividade espontânea e tonicidade do músculo liso. </li><li> Para a estimulação do músculo construção de curvas de concentração-resposta lisas farmacológicas por adição de compostos a partir de soluções de reserva concentradas directamente para o banho em intervalos de tempo definidos. Uso de drogas e veículos em faixas paralelas para dar conta de veículos e tempo efeitos. <ol><li> Faça soluções estoque de compostos de teste desejados em 1000x a concentração de trabalho final. Para carbacol (CCh), um agonista do receptor muscarínico, preparar seguintes unidades: 10 -5 M, 3 x 10 -5 M, 10 -4 M, 3 x 10 ~ 4 M, 10 -3 M, 3 x 10 -3 M , 10 -2 M. As concentrações finais no banho é de 10 ~ 8 M a 10 -5 M (Figuras 4C, D). Para neuromedina B (NMB), um receptor bombesina subtipo 1 agonista, preparar seguintes unidades populacionais: 10 -8 M, 10 -7M, 10 -6 M, 10 -5 M, 10 -4 M, 10 -3 M e as concentrações finais no banho são 10 -11 M a 10 -6 M. Ambos CCh e NMB são esperados para aumentar a contratilidade do tecido. </li><li> Para um banho de tecido de 10 ml, adicionar 10 ul de cada solução de estoque CCh, logo que a resposta atinge um platô (Figura 4C, D). Em tiras paralelas adicionar quantidades iguais de veículo (água). Da mesma forma, adicionar 10 ul de cada solução de estoque neuromedina B cada ~ 5 min. NOTA: Observe o efeito excitatório do NMB e CCh no tônus ​​da musculatura lisa em tiras de diferentes espécies na Figura 4. </li><li> Investigar as propriedades de relaxamento da musculatura lisa em tecido pré-contraído com um agente excitatório, geralmente CCh ou KCl. </li><li> Para bloquear uma resposta agonista, o pré-tratamento de tecidos durante 10-20 minutos com o antagonista para permitir a penetração do tecido, antes da estimulação agonista. </li></ol></li><li> Para stim neuraismento do músculo liso, também chamado de estimulação campo elétrico (EFS) siga os passos de 1-3,13 e continuar como descrito abaixo. EFS destina-se a activar selectivamente nervos, contra o músculo liso. Parâmetros para a estimulação deve ser cuidadosamente escolhido para evitar a estimulação direta do músculo liso. <ol><li> Estabelecer parâmetros de estimulação: tipo de estímulo (pulsos individuais ou trens), duração (duração do pulso ea duração de trem), frequência e intensidade, conforme descrito nas etapas a seguir e ilustrado nas Figuras 5A, B. <ol><li> Para a estimulação único pulso, duração de pulso set, intervalo inter-estímulo e número de estímulos desejados. Parâmetros de duração estimulação usuais são pulsos únicos de 0,05-0,3 mseg de duração entregue em intervalos desejados (Figura 5A). Siga o passo 4.3.1.4 para a intensidade do estímulo. </li><li> Para a estimulação trem, definir a duração do trem e inter intervalo de trem. Os valores típicos para o tecido da bexiga são 3-10 seg entregue pelo menos 1 mem separado (Figura 5B). Se ocorrer fadiga tecido (ou seja, EFS contrações diminuir durante o período de controle), aumente o intervalo entre trem. </li><li> Estabelecer a freqüência de estímulos de trem (número de pulsos em um trem - A Figura 5B). Executar uma curva de resposta de freqüência que varia 0,5-50 Hz. Frequências típicas para bexiga são 10-20 Hz, que dão contrações reprodutíveis e estáveis ​​mediadas pelo ATP e acetilcolina. Observe as respostas dependentes de freqüência à estimulação EFS em tiras rato bexiga na Figura 5 que demonstram como este método pode ser utilizado para avaliar a contribuição de mecanismos colinérgicos e purinérgicos a neurotransmissão. </li><li> Estabelecer intensidade do estímulo: aumentar sistematicamente a intensidade (voltagem) do estímulo até que a amplitude da contração atinge um patamar (se estiver usando trens manter constante a freqüência). </li><li> Definir a intensidade do estímulo, dependendo doobjetivo do experimento. Se o objectivo é o de aumentar as contracções evocadas por neuralmente, em seguida, utilizar a intensidade sub-máxima tal que a amplitude da contracção é de ~ 50% da contracção máxima. Se o objetivo é diminuir as contrações evocadas por Neurally, em seguida, definir a intensidade de ~ 80% da amplitude máxima para evitar a fadiga dos tecidos. </li></ol></li><li> Uma vez que os parâmetros de estimulação (duração, frequência e intensidade) são estabelecidos, permitir ~ 20-30 min para EFS- evocado contrações para estabilizar antes de testes de drogas. NOTA: Para verificar a seletividade de EFS para a transmissão neural, transmissão neural bloco com o bloqueador do canal de Na +, a tetrodotoxina (TTX; 0,5-1 mM). Executar este passo, no início da experiência, enquanto TTX lava relativamente fácil. Além disso, esta realização, no final da experiência (ver o passo 4.3.5. Abaixo). </li><li> Preparar soluções estoque de 1000X as concentrações de trabalho finais para: alfa, beta-metileno ATP (ABMA; um ativador do receptor purinérgicoe dessensibilizante) 10 -2 M, atropina (um antagonista do receptor muscarínico) 10 -3 M (Figura 5C). Observar outros exemplos na Figura 6. O agonista do receptor 5HT4, cisaprida (3 x 10 -6 M, 10 -6 M, 3 x 10 -5 M, 10 -5 M, 3 x 10 ~ 4 M, 10 -4 M, 3 x 10 -3 M, 10 -3 M), aumenta a contractilidade do tecido e SB-203186 (3 x 10 -3 M), um antagonista do receptor 5HT4, inverte os efeitos de cisapride. </li><li> Para testar os efeitos da ABMA e atropina sobre EFS (Figura 5C), realizar duas curvas de resposta de freqüência de controle. Adicionar 10 ul de 10 -2 M ABMA para o banho para uma concentração final de 10 uM. Isto irá contrair o tecido devido a estimulação directa do receptor purinérgico do músculo liso. Após a resposta retorna à linha de base, repita as curvas de resposta de freqüência. Adicionar 10 ul de 10 -3 M de atropina para um final de concentratião de 1 uM. Após cerca de 10 min (necessário para a atropina para bloquear os receptores muscarínicos), curvas de resposta de freqüência de repetição. Em tiras paralelas adicionar 10 ul de veículo, água, em cada passo. NOTA: Para outros exemplos na Figura 6, adicionar 10 ul de cada solução de cisaprida em intervalos definidos de tempo (~ 15 min cada, ver a discussão), seguidos por 10 ml de SB-203186 solução estoque directamente para o banho e monitorizar o seu efeito em EFS contração induzida. Em tiras paralelas adicionar 10 ul de veículo, DMSO. Observar os efeitos de cisaprida, um agonista do receptor 5HT4, em contrações EFS-evocados em bexiga e íleo tecidos humanos na Figura 6. Além disso, observar o efeito do DMSO, o veículo para a cisaprida, a EFS evocados contrações na bexiga humana e tecidos íleo . </li><li> No final do protocolo de EFS verificar a selectividade de EFS, bloqueando a transmissão nervosa com o bloqueador do canal de Na +, a tetrodotoxina (TTX; 0,5-1 &amp;# 181; M). Se contracções resistentes TTX estão ainda presentes, recomenda-se a ajustar a duração e intensidade do estímulo em experiências subsequentes. </li></ol></li><li> Para determinar os efeitos das drogas em locais pré ou pós-sináptica (Figura 7A) siga os passos de 1 a 4.3.2. Estabelecer respostas reprodutíveis ao carbacol e EFS, em seguida, adicione X. droga </li><li> No final da experiência, ou desatar desencaixe das tiras, apagá-las cuidadosamente sobre um pedaço de papel de tecido para eliminar o fluido extra e medir o peso de cada tira utilizando uma balança. Também medir o comprimento do tecido, utilizando um paquímetro para determinar a área transversal. Esta informação é usada para a normalização dos dados (ver secção 5.4). </li></ol> Análise de Dados 5. Analisar dados usando o software adequado (por exemplo, Windaq, LabChart). <ol><li> Para a atividade espontânea, selecione uma janela de pelo menos 30 segundos antes e no pico da resposta induzida por drogas e meamplitude asure e frequência de atividade miogênica (Figura 3). <ol><li> Use a análise de transformação rápida de Fourier para determinar o espectro de freqüências que contribuem para respostas contráteis e se há diferenças entre as diferentes partes da bexiga (por exemplo, a cúpula vs. pescoço) ou com o desenvolvimento, patologia e medicamentos 8. </li></ol></li><li> Para efeitos no tônus ​​da musculatura lisa selecionar uma janela de pelo menos 10-30 segundos antes e no pico da resposta induzida por drogas e medir a amplitude de contração. </li><li> Para efeitos sobre as contracções evocadas neuralmente medem a amplitude, a duração e a área sob a curva de contracções (pelo menos 3), antes e no pico da resposta induzida por drogas. NOTA: É necessário medir a amplitude e área sob a curva de contracções induzidas por EFS, porque os componentes purinérgicos e colinérgicos têm diferentes cinéticas. O componente purinérgico é rápida e transiente (ATP activa purinergic canais ionotrópicos como P2X1, que permitem o influxo rápido de cálcio, em seguida, eles dessensibilizar), contribuindo, assim, mais para o pico de resposta de amplitude e menos para a área sob a curva. O componente colinérgica é mais lenta e sustentada (ACh activa receptores muscarínicos metabotrópicos, que necessitam de mais tempo para activar vias de sinalização intracelular que em última análise, activam os canais iónicos que despolarizar o músculo liso para induzir uma contracção). Assim, o componente muscarínico é capturado melhor através da medição da área sob a curva. </li><li> Normalizar os dados para poder comparar resultados entre tiras e tratamentos farmacológicos. O parâmetro escolhido para a normalização não deverá ser influenciada por os compostos de teste, estudou condição patológica ou desenho experimental. Entre estes parâmetros, a utilização de peso tira, a área de corte transversal, as respostas de KCl (Figura 4B),% da resposta máxima (Figura 7B) ou% da resposta máxima para um outro agente contráctil(Por exemplo, CCh) ou agentes relaxantes (por exemplo, papaverina). </li></ol>

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<li>Liu, G., Daneshgari, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alterations+in+neurogenically+mediated+contractile+responses+of+urinary+bladder+in+rats+with+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22American+journal+of+physiology.+Renal+physiology%22%5BJournal%5D)">Alterations in neurogenically mediated contractile responses of urinary bladder in rats with diabetes.</a> American journal of physiology. Renal physiology. 288, 1220-1226 (2005).</li>
</ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Neste artigo descrevemos um simples método in vitro contratilidade do músculo liso que pode ser usada para abordar uma série de questões científicas importantes relacionados à fisiologia e patologia da bexiga, bem como auxiliando na descoberta de novos medicamentos para tratar disfunções de bexiga. Ilustramos o uso deste método para avaliar as propriedades de desenvolvimento, patológicos e farmacológicos da contractilidade do músculo liso da bexiga (Figuras 2-4), modulação da neurotransmissão <...

O músculo liso da bexiga relaxa para permitir o armazenamento da urina, e os contratos para provocar a eliminação de urina. Relaxamento é mediada por propriedades intrínsecas do músculo liso e pela liberação tônica de norepinefrina (NE) dos nervos simpáticos, que ativa os receptores adrenérgicos beta (β 3 AR em humanos) no detrusor. Anulação é conseguido através da inibição da entrada simpático e ativando os nervos parassimpáticos que liberam acetilcolina / ATP para contrair o músculo liso da bexiga 1. Diversas condições patológicas, incluindo cérebro e / ou lesão da medula espinhal, doenças neurodegenerativas, diabetes, obstrução da saída da bexiga ou cistite intersticial, pode alterar profundamente a função da bexiga, com grave impacto na qualidade de vida do paciente 2. Estas condições de alterar a contractilidade do músculo liso por afectar um ou mais componentes da bexiga: a musculatura lisa, o aferente ou nervos eferentes e / ou omucosa. Vários in vivo e em métodos in vitro para estudar a função da bexiga têm sido desenvolvidos. In vivo, a cistometria é a medida primária da função da bexiga. Embora isto seja uma preparação intacta que permite a recolha de informação em condições próximas das condições fisiológicas, há um número de circunstâncias, em que é preferido o uso de tiras de músculo liso. Estes incluem situações em que as manipulações cirúrgicas e / ou farmacológicos que afectam a sobrevivência e estabilidade da preparação, in vivo, ou quando os estudos requerem a utilização de tecido humano ou de produtos químicos caros. Este método também facilita o exame dos efeitos de drogas, a idade e patologia em cada componente da bexiga, do músculo liso, ou seja, a mucosa, nervos aferentes e eferentes. Tiras de bexiga têm sido utilizados ao longo dos anos por muitos grupos para responder a uma série de questões científicas. Eles foram usados ​​para evamudanças luate em atividade espontânea miogênica induzida pela patologia. Acredita-se que esta atividade para contribuir para a urgência e frequência sintomas de bexiga hiperativa (OAB), e é, portanto, um alvo para drogas que está sendo desenvolvido para OAB 3-9. Tiras de bexiga também foram utilizados para investigar fatores miogênicos e neuronais que modulam tônus ​​da musculatura lisa, com o objetivo de descobrir os canais iônicos e / ou receptores e / ou vias intracelulares que poderiam ser direcionados para induzir qualquer relaxamento ou contração da musculatura lisa 3,10- 13. Outros estudos focaram-se na natureza da neurotransmissão, incluindo os transmissores e receptores envolvidos e as mudanças induzidas pela patologia 14,15. Além disso, o método tem sido usado para as comparações entre os tecidos a partir de diferentes espécies de 16 a 18, entre os órgãos de 19-21, e a avaliação das relações estrutura-actividade de drogas 22-24. Uma extensão deste método tem sido usado para MEASURÊ O efeito de drogas na liberação do transmissor de nervos eferentes 25. Além disso, uma variedade de tecidos (bexiga, uretra, tracto gastrintestinal, GI), colhidas a partir de animais ou seres humanos (a partir de cirurgias ou tecido do dador de órgãos aprovados para a pesquisa) e a partir de uma variedade de modelos animais, incluindo lesão da medula espinal (SCI), obstrução da saída da bexiga (BOO), ou cistite intersticial (IC) pode ser investigada usando esta técnica. Neste trabalho, ilustramos o uso deste método, juntamente com protocolos experimentais necessárias, para solucionar diversas questões científicas mencionadas acima.

<table><tr><tbody><td colspan="4">EquipmentSistema de Banho de</td></tr> <tr><td>Tecidos com Reservatório</td><td>Radnoti, LLC</td><td>159920</td><td>banhos de tecidos isolados</td></tr><tr><td>Bomba recirculadora de água quente</td><td>Kent Scientific Corporation&nbsp;</td><td>TPZ-749</td><td>para manter os banhos de tecido em 37 &#176; C</td></tr><tr><td>Sistema de aquisição de dados</td><td>de</td> computador <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr> DataQ Instruments DI-710-UH Para visualizar, registrar e analisar dados <tr><td>Amplificador de transdutor Transbridge</td><td>World Precision Instruments</td><td>SYS-TBM4M</td><td>Amplificador de transdutor</td></tr><tr><td>Estimulador de grama</td><td>Grass Technologies</td><td>Modelo S88</td><td></td></tr><tr><td>Estimulador Sistema de anestesia</td><td>Kent Corporação Científica&nbsp;</td><td>ACV-1205S</td><td>Para anestesiar o animal</td></tr><tr><td>Caixa de anestesia</td><td>Aparelho de Harvard</td><td>500116</td><td>Para anestesiar o animal</td></tr><tr><td>Máscaras de anestesia</td><td>Kent Scientific Corporation&nbsp;</td><td>AC-09508</td><td>Para anestesiar o animal</td></tr><tr><td colspan="4">Materiais e Instrumentos Cirúrgicos</td></tr><tr><td>Sylgard</td><td>Dow Corning Corp</td><td>184 SIL ELAST KIT</td><td>Para fixar, dissecar e cortar tecido</td></tr><tr><td>Placa de Petri</td><td>Corning</td><td>3160-152</td><td>Para dissecar/cortar tecido</td></tr><tr><td>Alfinetes de insetos</td><td>ENTOMORAVIA Austerlitz Pinos de insetos</td><td>Tamanho 5</td><td>Para fixar tecido</td></tr><tr><td>Almofada de Banco</td><td>VWR International</td><td>56617-014</td><td>Almofadas de bancada absorventes</td></tr> Kit <tr><td>cirúrgico para ratos</td><td>Kent Scientific Corporation&nbsp;</td><td>INSRATKIT</td><td>Para remover e dissecar tecido</td></tr><tr><td>2 Fórceps Dumont #3 Kent</td><td>Scientific Corporation&nbsp;</td><td>INS500064</td><td>Para remover e dissecar tecidos</td></tr><tr><td>Pinças de Tecidos</td><td>Kent Scientific Corporation&nbsp;</td><td>INS500092</td><td>Para remover e dissecar tecidos</td></tr><tr><td>Bisturi</td><td>Kent Scientific Corporation&nbsp;</td><td>INS500236</td><td>Para remover e dissecar tecido</td></tr><tr><td>Lâmina de bisturi</td><td>Kent Scientific Corporation&nbsp;</td><td>INS500239</td><td>Para remover e dissecar tecidos</td></tr><tr><td>Clipper Profissional&nbsp;</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>CLP-223&nbsp; 45</td><td>Para remover o fio de sutura de pele</td></tr><tr><td></td><td>Ferramentas Fine Science</td><td>18020-50</td><td>Amarrar o tecido</td></tr><tr><td>Clipes de tecido</td><td>Radnoti, LLC</td><td>158802</td><td>Anexar o tecido à haste/transdutor</td></tr><tr><td>Peso de 1 g</td><td>&nbsp; 11119525 Mettler Toledo</td><td></td><td>Para calibração</td></tr><tr> do transdutor<td colspan="4">Chemicals</td></tr><tr><td>Krebs Solution: Cloreto de sódio Cloreto de potássio Fosfato de potássio monobásico Sulfato de magnésio Dextrose Bicarbonato de sódio Cloreto de cálcio Cloreto</td> <td>de magnésio&nbsp; Sigma Fisher Fisher Fisher Fisher Sigma EMD Baker</td><td>&nbsp; S7653 P217-500 P285-3 M65-500 D16-500 S5761 CX0130-2 2444</td><td>Para preparar a solução de Krebs</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Henry Schein</td><td>029405</td><td>Para anestesiar o animal</td></tr><tr><td>&nbsp; Tanque de oxigênio</td><td>Matheson Tri Gas</td><td>ox251</td><td>Para usar com sistema de anestesia</td></tr><tr><td>Tanque de carbogênio (95% de oxigênio; 5% de dióxido de carbono)&nbsp;</td><td>Matheson Tri Gas</td><td>Moxn00hn36D</td><td>Para arejar soluções Krebs</td></tr></tbody></table>

músculo liso da bexiga faixa contractility como um método para avaliar do trato urinário inferior farmacologia

Bladder Smooth Muscle Strip Contractility as a Method to Evaluate Lower Urinary Tract Pharmacology

Descreve-se um método in vitro para medir a contractilidade do músculo liso da bexiga, e a sua utilização para a investigação de propriedades fisiológicas e farmacológicas do músculo liso, assim como as alterações induzidas pela patologia. Este método proporciona informação crítica para compreender a função da bexiga ao superar grandes dificuldades metodológicas encontradas em experimentos in vivo, tais como as manipulações cirúrgicas e farmacológicas que afetam a estabilidade ea sobrevivência das preparações, o uso de tecidos humanos, e / ou o uso de produtos químicos caros. Também proporciona uma forma a investigar as propriedades de cada componente da bexiga (por exemplo, músculo liso, mucosa, nervos) em condições saudáveis ​​e patológicas. A bexiga é removida a partir de um animal anestesiado, colocada em solução de Krebs e cortada em tiras. As tiras são colocadas dentro de uma câmara cheia com solução de Krebs quente. Uma das extremidades é conectada a um tenso isométrican transdutor para medir a força de contracção, a outra extremidade está ligada a uma haste fixa. O tecido é estimulado pela adição de compostos diretamente para o banho ou por campo de eletrodos de estimulação elétrica que ativam os nervos, semelhante a provocar contrações da bexiga in vivo. Nós demonstramos a utilização deste método para avaliar a contractilidade do músculo liso espontânea durante o desenvolvimento e depois de uma lesão da medula espinal experimental, a natureza da neurotransmissão (transmissores e receptores envolvidos), os factores envolvidos na modulação da actividade do músculo liso, o papel dos componentes individuais da bexiga, e as espécies e as diferenças de órgãos em resposta a agentes farmacológicos. Além disso, poderia ser utilizada para investigar as vias intracelulares envolvidas na contracção e / ou relaxamento do músculo liso, drogas relações estrutura-actividade e da avaliação da libertação do transmissor. O método in vitro a contractilidade do músculo liso tem sido usado extensivamente for mais de 50 anos, e forneceu dados que contribuíram significativamente para a nossa compreensão da função da bexiga, bem como para o desenvolvimento farmacêutico de compostos actualmente utilizados clinicamente para o controle da bexiga.

Espontâneo Atividade Miogênica Atividade miogênica espontâneo é uma importante característica do músculo liso que sofre alterações com o desenvolvimento pós-natal 6-9 e patologia (por exemplo, SCI, BOO) 3-5. Porque se acredita que essa atividade contribui para os sintomas de bexiga hiperativa (OAB) 2, uma avaliação de receptores, vias intracelulares e agentes farmacológicos que modulam, é de grande interesse para o desenvolvimento de...

Este manuscrito apresenta um simples, mas poderoso, método in vitro para a avaliação da contratilidade do músculo liso em resposta a agentes farmacológicos ou estimulação do nervo. As principais aplicações são triagem de drogas e fisiologia do tecido entendimento, farmacologia e patologia.

Músculo liso da bexiga Faixa Contractility como um método para avaliar do trato urinário inferior Farmacologia

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties ...

O objetivo geral deste procedimento é avaliar as propriedades fisiológicas e farmacológicas do tecido muscular liso da bexiga. Isso é feito dissecando a bexiga do rato, abrindo-a em uma folha plana e cortando tiras contendo o músculo liso do urotélio e os nervos. Na segunda etapa, o tecido é ligado a um transdutor de força conectado a amplificadores e estimuladores para medir a contratilidade muscular.Na próxima etapa, o tônus basal e a viabilidade tecidual são estabelecidos e, em seguida, as tiras são expostas à estimulação farmacológica e/ou elétrica. Em última análise, os efeitos dos estímulos na contratilidade do tecido muscular liso da bexiga podem ser medidos. Este método é usado para caracterizar os efeitos de compostos patológicos e farmacológicos em toda a bexiga, bem como componentes específicos do tecido da bexiga, como os nervos musculares lisos no urotélio, em humanos e em animais.Essa técnica tem sido amplamente utilizada durante o desenvolvimento de terapias para várias disfunções da bexiga, pois representa um método de triagem rápido, fácil e reprodutível para agentes farmacológicos em um ambiente bem definido e controlado. Após confirmar a anestesia por perda do me

bladder-smooth-muscle-strip-contractility-as-method-to-evaluate-lower

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Cistometria é uma técnica eficiente para medir a função da bexiga em animais de pequeno...

O Uso de cistometria em pequenos roedores: Um Estudo de Chemosensation Bexiga

Estádios cirúrgicos de aumento da bexiga são descritos utilizando 3-D andaimes em modelos murinos e de rato. Para testar a eficácia de configurações de biomateriais para utilização no aumento da bexiga, as técnicas para cistometria tanto acordado e anestesiados são apresentados.

Avaliação de Biomateriais para ampliação vesical utilizando análises cistométricos Em modelos de roedores Vários

Este protocolo descreve a medição da contração isométrica em uma preparação isolada de músculo liso, usando um sistema de banho de tecido isolado e aquisição de dados baseada em computador.

A medição da função do músculo liso nas Isolado tecido de banho-aplicativos para Farmacologia Research

Este artigo descreve os protocolos experimentais para o estudo ex vivo contrações do miométrio humano e sua aplicação na descoberta de medicamentos. Esta técnica é usada para melhorar a compreensão das myometrial fisiologia e fisiopatologia, bem como para validar dados farmacológicos de sondas de pesquisa romance ou drogas leva.

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Nós descrevemos o uso do ultra-som de alta freqüência com imagem latente do contraste como um método para medir o volume da bexiga, a espessura de parede da bexiga, a velocidade da urina, o volume vago, a duração do vácuo, e o diâmetro uretral. Esta estratégia pode ser usada para avaliar a Disfunção miccional e a eficácia do tratamento em vários modelos de camundongo de disfunção do trato urinário inferior (LUTD).

Ultrassonografia do trato urinário masculino adulto para testes funcionais urinários

Descrevemos um método de preparação das únicas células musculares lisas dedestruição recém-isoladas de espécimes da bexiga urinária humana que empregam um procedimento enzimático de duas etapas. As células DSM viáveis obtidas podem ser estudadas por várias técnicas de células únicas, incluindo a biosfisiologia de grampo-patch-grampo dentre-aniciana-B descrita para revelar propriedades fisiológicas e farmacológicas.

Preparação e Utilização de células musculares lisas recém-isoladas para caracterização de correntes de cisão sensíveis ao 9 fenantropo

O modelo de bexiga livre de detrusor permite o acesso direto ao suburotelio para estudar os mecanismos locais de regulação da disponibilidade de mediadores biologicamente ativos na propria suburotelio/laminado durante o armazenamento e a anulação da urina. A preparação assemelha-se pròxima ao enchimento de uma bexiga intata e permite que os estudos do pressão-volume sejam executados sem influências sistemáticas.

Modelo de bexiga de urina de urina descentralizada (Ex Vivo) com o músculo destrusor removido para acesso direto ao suburotelio durante o enchimento da bexiga

Este protocolo descreve o procedimento para medir as concentrações de ATP no lúmen da bexiga em um roedor anestesiado.

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Rato injeção parede da bexiga é uma abordagem útil para estudo de células da bexiga ortotopicamente-tronco e biologia do câncer. Este método de microcirurgia delicada pode ser dominada com técnica cuidadosa e prática.

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Sobreviventes da síndrome da angústia respiratória aguda (ARDS) e doença crítica freqüentemente desenvolvem longa duração fraqueza muscular. Teste muscular manual (MMT) é um exame clínico padronizado comumente usados ​​para medir a força de grupos periféricos do músculo esquelético. Este vídeo demonstra MMT usando os 6 pontos de Pesquisa Médica do Conselho escala.

Teste muscular manual: um método de medir a força muscular Extremidade Aplicada à pacientes criticamente enfermos

Aprenda a avaliar a contratilidade do músculo liso vesical em tecido de rato usando estímulos farmacológicos e elétricos. Este método permite caracterizar efeitos de compostos no trato urinário inferior.

Músculo liso da bexiga Faixa Contractility como um método para avaliar do trato urinário inferior Farmacologia

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