Name: Monitoramento da sistêmicas e hepática Hemodinâmica em Ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 9 s
Description: Aprenda a monitorar a hemodinâmica sistêmica e hepática em camundongos usando pressão arterial, pressão venosa central e fluxo portal. Este método permite avaliar funções fisiológicas com precisão em experimentos agudos.

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Esta pesquisa foi apoiada pelo Ministério Federal Alemão de Educação e Pesquisa (BMBF) financiado &quot;Rede Fígado Virtual&quot;. Eu gostaria de agradecer a Frank Schubert e Rene Gumpert do centro de mídia do Hospital Universitário de Jena por sua ajuda na produção do vídeo e criar a animação e Isabel Jank para a gravação do áudio.

Habitação e todos os procedimentos realizados estavam de acordo com o Animal Welfare alemão Legislação. 1 Sensores de Calibração (siga as instruções do fabricante para calibração dos sensores) 1.1) calibração Millar cateter. Pré-embeber a ponta do cateter em água estéril ou solução salina, durante 30 minutos, antes do equilíbrio (zero) e de calibração. <ol><li> Ligue o sensor Millar ao canal de amplificador millar1 ponte e insira a ponta do sensor Millar na coluna de água. </li><li> Defina o valor da coluna de água a 0 cmH 2 O. Na janela do software de análise de dados, escolha ponte amplificar e zerá-lo. O valor da linha de base 0 cm H 2 O pode ser configurado. </li><li> Defina o valor da coluna de água a 20 cmH 2 O. Executar análise de dados janela Progress Software, e parar. Escolha &quot;unidades&quot; na janela da ponte de ampliar, definir a linha de base de 0 a 20 cmH 2 O em conformidade. Ajuste a &quot;unidade&quot; para cmH &lt;sub&gt; 2 O. </li><li> Calibre o millar2 para medir CAP da mesma forma (conjunto de duas linhas de base 90 e 110 cmH 2 O). </li></ol> 1.2) calibração da sonda de fluxo de sangue <ol><li> Coloque a sonda em água deionizada. Ligue a sonda com sistema sonda de fluxo transônico. </li><li> Na janela do software de análise de dados, escolha Input amplificar a zero a sonda de fluxo. Ajuste as unidades. </li><li> Pressione o botão para &quot;canal de teste&quot; para coletar o sinal: se o sinal tem de 3-4 bares, isso significa que o sinal é bom. No caso de um bom sinal é adquirido, o processo pode ser continuado. </li><li> Pressione o botão para &quot;zero canal&quot; eo canal de escala para ver se o valor foi calibrado ou não. </li><li> Pressione o botão para &quot;canal de medida&quot; para a medição mais tarde. </li></ol> 2 Prepare o mouse para o procedimento cirúrgico <ol><li> Posicione o mouse em uma câmara de indução e anestesiar o mouse com 2% de isoflurano e0,3 ml / min de oxigênio. A operação pode ser realizada se a retirada reflexo toe-pitada de o rato está ausente. </li><li> Raspar a pele das regiões cirúrgicos, que incluem o pescoço esquerdo e abdômen. </li><li> Posicione o mouse sobre a mesa de operação e corrigi-lo usando fitas. Use vet pomada nos olhos para evitar o ressecamento durante o período de operação. </li><li> Coloque uma almofada de gaze sob o pescoço para a exposição ideal do campo de operação do pescoço. </li><li> Desinfetar o campo de operação e coloque gazes esterilizadas para cobrir o mouse apenas deixando o campo cirúrgico aberto. </li></ol> 3. Parâmetros Vitais Medição <ol><li> Insira as agulhas de ECG por via subcutânea nas patas de rato. </li><li> Colocar o sensor respiratório sob a parte traseira do rato. </li><li> Coloque a sonda de temperatura no reto do mouse. </li><li> Temperatura Record, ECG e freqüência respiratória do mouse no software de análise de dados. </li></ol> 4. Neck Operação para SMonitoramento Cardiovascular ystemic 4.1) dissecção navio <ol><li> Identificar a linha média do pescoço, ponto médio da clavícula, o ângulo da mandíbula. </li><li> Fazer uma incisão longitudinal, dois centímetros a partir do ângulo de mandíbula para o ponto do meio da clavícula, que é 0,5 centímetros para o lado esquerdo da linha média. </li><li> Dissecar a glândula submandibular, vire-o e cubra-a com gaze embebida de solução salina. </li><li> Identifique a veia jugular, dissecá-lo e colocar três 6-0 fio de seda sob a veia para a ligação mais tarde e fixação. </li><li> Identificar o músculo esternocleidomastóideo, separá-lo do ventre superior do omo-hióideo e ventre posterior do músculo digástrico, e puxe-o com um afastador para facilitar a exposição da artéria carótida. </li><li> Dissecar a artéria carótida e colocar três 6-0 suturas de seda por baixo da artéria para ligação e fixação posterior. </li></ol> 4.2) a medição do fluxo sanguíneo da artéria carótida <ol><li> Coloque o transsoniquesondar em torno da artéria carótida, mantê-lo estável, e otimizar o contato usando gel de ultra-som ou soro fisiológico. </li><li> Grave velocidade do fluxo sanguíneo da artéria carótida, como indicado na tela pequena do dispositivo transsonique usando software de análise de dados </li><li> Remover a sonda depois de completar a medição </li></ol> 4.3) a medição da pressão da artéria carótida (PAC) <ol><li> Ligadura a extremidade distai da artéria carótida e fixar a sua extremidade proximal. </li><li> Coloque 2 suturas de fixação em torno da artéria carótida. Use 10-0 prolene para sutura estadia. </li><li> Fazer uma pequena incisão na parede anterior do recipiente. </li><li> Insira o cateter Millar e corrigi-lo com suturas pré-colocados. </li><li> Anote o CAP em software de análise de dados. </li></ol> 4.4) a medição do fluxo de sangue da veia jugular <ol><li> Levante a veia jugular e colocar a sonda de fluxo transônico para medir a taxa de fluxo. </li><li> Grave a vazão em software de análise de dados. </li></ol> 4.5) medida da pressão venosa central (PVC) <ol><li> Prender a extremidade proximal da veia jugular e ligar a extremidade distal. </li><li> Cortar uma pequena incisão utilizando microtesouras na parede anterior do recipiente. </li><li> Insira o cateter cheio de líquido e corrigi-lo com as linhas de sutura pré-colocados. </li><li> Registre a CVP em software de análise de dados. </li></ol> 5. Operação Abdominal para Aquisição de hepáticas Hemodinâmica 5.1) Identificação do navio <ol><li> Faça uma incisão transversal no abdômen. </li><li> Eventerate os intestinos para o lado esquerdo e cobrir com gaze molhada. </li><li> Identificar a veia cava inferior, veia portal, a artéria hepática comum e a artéria hepática adequada. </li><li> Abandonar algumas salina quente no abdômen e na superfície dos intestinos cada 5 min durante o processo de acompanhamento conjunto. </li></ol> 5.2) Quantificação do fluxo portal <ol><li> Dissecar a veia porta. </li><li> Coloque 6-0 seda sob a veia portal para facilitar a retirada da embarcação na colocação da sonda de fluxo. </li><li> Coloque a sonda de fluxo em torno transónico na veia porta e medir a taxa de fluxo de sangue. </li><li> Gravar a taxa de fluxo de sangue da veia porta. </li></ol> 5.3) A medição do fluxo da artéria hepática comum <ol><li> Dissecção da artéria hepática comum com cautela. </li><li> Inserir uma sutura de seda 6-0 à volta do vaso para facilitar o levantamento do recipiente. </li><li> Coloque a sonda de fluxo em torno da artéria. </li><li> Meça o seu fluxo sanguíneo e obter os dados. </li></ol> 5.4) A medição da pressão da veia porta (PVP) <ol><li> Escolha um ramo da veia mesentérica com poucos ramos laterais, que drena diretamente na veia portal. </li><li> Ligadura a extremidade distal da veia mesentérica seleccionado. Certifique-se de que a ligação está perto do tubo intestinal. Ligadura seus pequenos ramos </li><li> Coloque 2 fixing suturas usando 6-0 prolene ao redor da veia. O ponto-chave deste procedimento é evitar tocar a artéria mesentérica quando a ligadura da veia. </li><li> Prender a extremidade proximal da veia portal. </li><li> Coloque 2 suturas estadia utilizando 10-0 prolene. Alguns sangramento vai ocorrer uma vez que o fio de sutura permanência deve penetrar a parede vascular da veia mesentérica fina. </li><li> Fazer uma pequena incisão na veia utilizando um microtesoura obliquamente a um ângulo de 45 graus. </li><li> Insira o cateter Millar através da veia mesentérica na veia porta e corrigi-lo </li><li> Registre a pressão da veia porta. No final do procedimento, o sacrifício dos ratinhos por sangria sob anestesia. </li></ol>

<ol><li>Albuszies, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+increased+cardiac+output+on+hepatic+and+intestinal+microcirculatory+blood+flow%2C+oxygenation%2C+and+metabolism+in+hyperdynamic+murine+septic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Effect of increased cardiac output on hepatic and intestinal microcirculatory blood flow, oxygenation, and metabolism in hyperdynamic murine septic shock.</a> Crit Care Med. 33 (10), 2332-2338 (2005).</li>
<li>Bernhard, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphatidylcholine+molecular+species+in+lung+surfactant%3A+composition+in+relation+to+respiratory+rate+and+lung+development%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Phosphatidylcholine molecular species in lung surfactant: composition in relation to respiratory rate and lung development.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 25 (6), 725-731 (2001).</li>
<li>Cheever, A. W., Warren, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Portal+vein+ligation+in+mice%3A+portal+hypertension%2C+collateral+circulation%2C+and+blood+flow%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Portal vein ligation in mice: portal hypertension, collateral circulation, and blood flow.</a> 18, 405-407 (1963).</li>
<li>Costa, G., Aguiar, B. G., Coelho, P. M., Cunha-Melo, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+increase+of+portal+pressure+during+the+acute+and+chronic+phases+of+murine+schistosomiasis+mansoni+and+its+reversibility+after+treatment+with+oxamniquine%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Trop%22%5BJournal%5D)">On the increase of portal pressure during the acute and chronic phases of murine schistosomiasis mansoni and its reversibility after treatment with oxamniquine.</a> Acta Trop. 89 (1), 13-16 (2003).</li>
<li>Cui, S., Shibamoto, T., Zhang, W., Takano, H., Kurata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Venous+resistance+increases+during+rat+anaphylactic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Venous resistance increases during rat anaphylactic shock.</a> Shock. 29 (6), 733-739 (2008).</li>
<li>Geerts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+three+research+models+of+portal+hypertension+in+mice%3A+macroscopic%2C+histological+and+portal+pressure+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Exp.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Comparison of three research models of portal hypertension in mice: macroscopic, histological and portal pressure evaluation.</a> Int. J. Exp. Pathol. 89 (4), 251-263 (2008).</li>
<li>Huang, H., Deng, M., Jin, H., Dirsch, O., Dahmen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraoperative+vital+and+haemodynamic+monitoring+using+an+integrated+multiple-channel+monitor+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Intraoperative vital and haemodynamic monitoring using an integrated multiple-channel monitor in rats.</a> Lab Anim. 44 (3), 254-263 (2010).</li>
<li>Krege, J. H., Hodgin, J. B., Hagaman, J. R., Smithies, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+noninvasive+computerized+tail-cuff+system+for+measuring+blood+pressure+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">A noninvasive computerized tail-cuff system for measuring blood pressure in mice.</a> Hypertension. 25 (5), 1111-1115 (1995).</li>
<li>Kuga, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+and+local+autoregulation+of+cerebrovascular+blood+flow%3A+a+deep-brain+imaging+study+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol.%22%5BJournal%5D)">Rapid and local autoregulation of cerebrovascular blood flow: a deep-brain imaging study in the mouse.</a> J. Physiol.. 587 (Pt 4), 745-752 (2009).</li>
<li>Muraki, T., Strain Kato, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((difference+in+the+effects+of+morphine+on+the+rectal+temperature+and+respiratory+rate+in+male+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">difference in the effects of morphine on the rectal temperature and respiratory rate in male mice.</a> Psychopharmacology (Berl). 89 (1), 60-64 (1986).</li>
<li>Nielsen, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+volume+measurement+in+mice+by+conductance+catheter%3A+evaluation+and+optimization+of+calibration%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration.</a> Am. J. Physiol Heart Circ. Physiol. 293 (1), H534-H540 (2007).</li>
<li>Sakamoto, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+portal+hypertension+and+hepatic+blood+flow+in+cirrhotic+rats+by+oestrogen%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Improvement of portal hypertension and hepatic blood flow in cirrhotic rats by oestrogen.</a> Eur. J. Clin. Invest. 35 (3), 220-225 (2005).</li>
<li>Reverter, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+deep+sedation+on+the+accuracy+of+hepatic+and+portal+venous+pressure+measurements+in+patients+with+cirrhosis%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Int%22%5BJournal%5D)">Impact of deep sedation on the accuracy of hepatic and portal venous pressure measurements in patients with cirrhosis.</a> Liver Int. 34 (1), 16-25 (2014).</li>
</ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Monitoramento da hemodinâmica hepática é uma importante ferramenta de hepatologia e cirurgia hepatobiliar. Aquisição de dados hemodinâmicos hepáticas ajuda a caracterizar o efeito de procedimentos hepatobiliares sobre o sistema circulatório. Aquisição de dados hemodinâmicos hepáticas também são necessárias para estudar o efeito de drogas que afetam a pressão portal e do fluxo portal, por exemplo, conforme a necessidade de estudos que avaliem drogas vasoativas. Apesar do pequeno tama...

O objetivo geral deste vídeo foi demonstrar um procedimento de monitoramento em tempo real para a aquisição de parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepáticas. A justificativa para o desenvolvimento deste processo é a sua grande valor para intervenções experimentais em camundongos que exigem a obtenção de parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepáticas. O procedimento pode ser aplicado a animais naive e, durante ou após um determinado intervenção cirúrgica experimental hepato-biliares, tais como a hepatectomia parcial, a ligadura da veia porta e o transplante de fígado. Aquisição de dados hemodinâmicos hepática em roedores requer o procedimento invasivo proposto. Perfusão hepática não podem ser obtidas de forma não invasiva. No entanto, existem alternativas para a aquisição da pressão arterial sistêmica. Técnicas de monitoramento, tais como a técnica de cauda manguito 8 foram utilizados para a aquisição da pressão arterial em ratos e camundongos. A técnica da palmada na cauda pode ser aplicado em conscianimais OUs. Ao medir a pressão arterial, o animal precisa ser colocado e fixado em uma posição desconfortável específico. No manual do aparelho tail-cuff, o fabricante afirma que os ratos podem ficar nervosos, o que pode diminuir a circulação na cauda. Sob esta circunstância, a pressão arterial periférica adquirida na cauda pode ser muito menor do que a pressão arterial central. O processo de acompanhamento completo foi realizado com um monitor de múltiplos canais integrado com uma série de sensores para aquisição de dados. A pressão sanguínea foi obtida por inserção de um cateter dentro do respectivo recipiente após a dissecação cuidadosa microcirúrgico e exposição ao microscópio. A taxa de fluxo foi medido colocando uma sonda de fluxo em torno de cada recipiente transónico. Já registramos um procedimento de controlo intra-operatória semelhante em ratos, resultando em uma ampla série de dados hemodinâmicos fisiológicos comparáveis ​​Single dados relatados de outros grupos 7. Por isso consideramos este procedimento para representar uma boa base para adaptá-lo para o mouse, uma espécie de 10 vezes menor do que o rato. A diferença fundamental para o processo de rato é o uso de cateteres de Millar para adquirir os dados da pressão arterial, em vez de um sistema de cateter à base de fluido. Dados de fluxo também foram adquiridos com sondas de fluxo transônico, apenas muito menores do que para os vasos de ratos correspondentes. Devido ao pequeno tamanho do animal, a instrumentação dos ratos é tecnicamente desafiador, mas viável. Uma vez que a instrumentação é completada, a aquisição de dados e análise de dados de vida primária é simples, uma vez que um ficheiro de configuração predefinida pode ser utilizado. O ficheiro de configuração tem de ser definida, uma vez no início de uma série de experiências e pode ser armazenada e utilizada para todas as experiências subsequentes. Até agora foi aplicado este procedimento para avaliar os efeitos hemodinâmicos hepáticas em experimentos agudos. Medimos CAP e PVP antes e imediatamente após hepatectomia parcial de 70% (PH) e de aperto / experiências de fixação de. Nós presa do ligamento hepato-duodenal do lobo direito que representa 20% da massa de fígado, seguido por breve (5min) de aperto da mediana e lobo lateral esquerdo que representa 90% do total da massa do fígado. De-aperto começou com a abertura da pinça do lobo direito seguido de libertar a mediana e lobo lateral esquerdo. Pinçamento máxima foi inferior a 10 min.

<table><tbody><tr><td>PowerLab 16/30&nbsp;</td><td>ADInstruments</td><td>PL3516</td><td></td></tr><tr><td>Amplificador de Ponte Quádrupla</td><td>ADInstruments</td><td>FE224</td><td>Amplificador&nbsp;</td></tr><tr><td>Animal Bio Amp</td><td>ADInstruments</td><td>FE136</td><td></td></tr><tr><td>Eletrodos de Agulha para FE136 (3 pk)</td><td>ADInstruments</td><td>MLA1213</td><td></td></tr><tr><td>Módulo de Medidor de Vazão Perivascular</td><td>Transônico</td><td>TS420</td><td></td></tr><tr><td>Sonda de Fluxo MA0.5PSB/MA1PSB</td><td>Transônico</td><td>MA0.5PSB/MA1PSB</td><td></td></tr><tr><td>SPR-1000 Cateter de Pressão de Mouse Instrumentos</td><td>Millar</td><td>841-0001</td><td></td></tr><tr><td>cateter cheio de fluido&nbsp;</td><td>Terumo</td><td>SR+DU2619PX</td><td>26G, 0,64&vezes; Tesoura micro de 19mm</td></tr><tr><td></td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>No. 14058-09</td><td></td></tr><tr><td>micro serrefine</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>No.18055-05</td><td></td></tr><tr><td>Aplicador de micro grampos</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>No. 18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Micro fórceps retos</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>No. 00632-11</td><td></td></tr><tr><td>Micro fórceps curvo</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>No. 00649-11</td><td></td></tr><tr><td>porta-agulha</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>No. 12061-01</td><td></td></tr><tr><td>6-0 ethicon de seda</td> 6-0 <td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>de prolene</td> 7-0 <td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>de prolene</td></tr><tr><td>10-0 ethicon</td><td></td><td></td><td></td>de prolene</tr><tr><td>Dispositivo de corte de cauda&nbsp;</td><td>Kent Scientific</td><td></td><td>www.kentscientific.com</td></tr><tr><td>LabChart7</td><td>ADInstruments</td><td></td><td>software de análise de dados&nbsp;</td></tr></tbody></table>

monitoramento da sistêmicas e hepática hemodinâmica em ratos

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

O uso de modelos de ratos na pesquisa experimental é de enorme importância para o estudo da fisiologia hepática e distúrbios fisiopatológicos. No entanto, devido ao pequeno tamanho do rato, detalhes técnicos do processo de monitorização intra-operatória adequada para o mouse raramente foram descritas. Anteriormente nós relatamos um procedimento de controlo para obter parâmetros hemodinâmicos para ratos. Agora, nós adaptamos o procedimento para adquirir os parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepática em ratos, uma espécie dez vezes menor do que os ratos. Este filme demonstra a instrumentação dos animais, bem como o processo de aquisição de dados necessária para avaliar a hemodinâmica sistémica e hepática em ratos. Os parâmetros vitais, incluindo a temperatura corporal, freqüência respiratória e freqüência cardíaca foram registradas durante todo o procedimento. Parâmetros hemodinâmicos sistêmicos consistem de pressão da artéria carótida (PAC) e da pressão venosa central (PVC). Parâmetros de perfusão hepática incluem v portalein pressão (PVP), a taxa de fluxo portal, bem como a taxa de fluxo da artéria hepática comum (tabela 1). Instrumentação e aquisição de dados para registrar os valores normais foi concluída no prazo de 1,5 h. Parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepáticas permaneceram dentro da normalidade durante este procedimento. Este procedimento é desafiador, mas viável. Nós já aplicou este procedimento para avaliar a hemodinâmica hepática em ratos normais, bem como durante a 70% hepatectomia parcial e no lobo hepático aperto experimentos. A média de PVP após a ressecção (n = 20), foi de 11,41 ± 2,94 cmH 2 O que foi significativamente maior (P &lt;0,05) do que antes da ressecção (6,87 ± 2,39 cmH 2 O). Os resultados do lobo hepático aperto experimento indicou que este procedimento de fiscalização é sensível e adequado para detectar pequenas mudanças na pressão portal e taxa de fluxo portal. Em conclusão, este procedimento é confiável nas mãos de um micro-cirurgião experiente, mas deve ser limitado a experiments onde os ratos são absolutamente necessárias.

Os parâmetros vitais dos ratos, como freqüência respiratória e freqüência cardíaca são, obviamente, muito maior do que em ratos. A média da pressão arterial sistêmica e da pressão da veia jugular são semelhantes aos valores de ratos e até mesmo semelhantes aos dados humanos. Dados hemodinâmicos hepáticos são obviamente diferentes. Obtivemos os valores normais das 8 camundongos. Fluxo portal em ratos normais variou entre 1,6-2,3 ml / min. O fluxo na artéria hepática comum variou entre 0,10 e ...

Este filme demonstra como adquirir hemodinâmica sistêmica e hepática em ratos. Todo o monitoramento inclui a aquisição de parâmetros vitais, pressão arterial sistêmica, pressão venosa central, a taxa de fluxo da artéria hepática comum, e pressão da veia porta, bem como a taxa de fluxo portal em camundongos.

Monitoramento da sistêmicas e hepática Hemodinâmica em Ratos

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Neste filme, o procedimento de monitoramento da hemodinâmica sistêmica e hepática e camundongos é demonstrado. O monitoramento inclui a aquisição de parâmetros vitais, pressão arterial sistêmica, pressão venosa central, pressão da veia porta, bem como a taxa de fluxo portal em camundongos. O que é necessário para o procedimento de monitoramento completo é um computador com gráfico de laboratório sete, um microscópio estéreo e uma máquina de anestesia e um sistema DI.Componentes Um sistema DI. Os componentes incluem tempo de trânsito, perivascular, medidor de vazão, laboratório de potência e ponte quádrupla. Para aquisição de dados, também precisamos de temperatura e condicionador de sinal de ECG para registro, temperatura diretiva e frequência cardíaca.Aqui estão os instrumentos de que precisamos. Os materiais de sutura de que precisamos são seis seda zero, seis zero prolina, sete zero prolina, 10 zero prolina. Este é o sensor de temperatura, sensor de ECG e sensor respiratório.Esta é a sonda de fluxo sanguíneo, MA um PSB para medir a taxa de fluxo da veia porta. Esta é a sonda de fluxo sanguíneo, MA 0,5 PSB para medir a taxa de fluxo da artéria comum do corpo, artéria carótida e veia uug. Este é o Milli C Theater, um transdutor de pressão altamente sensível para medir a pressão arterial.Calibração de teatro Milli C. Conecte um sensor Miller aos dois canais Miller, que são configurados para adquirir a pressão da veia porta. Insira a ponta do sensor Miller na coluna de água milímetro.Primeiro, defina o valor da coluna de água para zero centímetro de água na janela do gráfico de laboratório sete. Escolha bridge amplify e zero It.Execute o progresso E depois pare. E dessa forma, podemos obter o valor da linha de base para zero centímetro de água.Em seguida, defina o valor da coluna de água para 20 centímetros de água. Execute o progresso e pare aqui. A linha de base da coluna de água de 20 centímetros é mostrada.Escolha unidades na janela. Defina a linha de base de zero e 20 centímetros de água para o valor de tensão correspondente. Ajuste a unidade para calibração da sonda de fluxo sanguíneo de água centimétrica.Coloque a sonda em água deionizada. Conecte a sonda com o sistema de sonda de fluxo transônico e a janela de acelga de laboratório. Escolha input amplify para zerar a sonda de fluxo.Ajuste as unidades. Pressione o botão para testar o canal para coletar o sinal. Se o sinal tiver de três a quatro barras, significa que o sinal é bom.Caso um bom sinal seja adquirido, podemos prosseguir. Pressione o botão para ver o canal da estrada e o canal de escala para ver se o valor foi calibrado ou não. aperte o botão Para medir canal para medição posterior e Ize o mouse com 2%ISO flúor e 0.3 mililitro por minuto de oxigênio.Fixe o mouse na mesa de operação com almofada de aquecimento. Coloque uma almofada de gaze sob o pescoço para uma exposição ideal do campo de operação. Insira as agulhas de ECG por via subcutânea na pausa.Coloque o sensor respiratório sob a parte de trás do mouse. Coloque a sonda de temperatura no reto do mouse. Registre a temperatura do camundongo, ECG e frequência respiratória em laboratório.Gráfico sete operação cervical para monitorização cardiovascular sistêmica. Desinfete o pescoço do mouse. Identifique a linha média do pescoço, o ponto médio da clavícula, o ângulo da mandíbula.Faça uma incisão longitudinal de dois centímetros do ângulo da mandíbula até o ponto médio da clavícula cerca de 0,5 centímetro no lado esquerdo da linha média. Esta animação demonstrará a anatomia do pescoço. Podemos identificar a glândula submandibular imediatamente após a abertura da incisão.Após virar a glândula submandibular, podemos identificar a veia ular externa e seus ramos. Sob a veia ular, podemos ver a camada muscular, incluindo o músculo esternal lato mastóideo, o ventre superior do omo-hióideo e o músculo hióideo esternal. Depois de puxar esses músculos para o lado, podemos identificar a artéria carótida com foco especial na artéria carótida e na veia ula externa.Esses dois vasos são necessários para as inserções dos ceds. Aqui vamos demonstrar o procedimento cirúrgico. Primeiro, disseque a subglândula, vire-a e cubra-a com gaze com meia salina.Podemos identificar a veia externa de eula. Disseque imediatamente a veia ugla e coloque 3 6 0 suturas de seda, uma para ligadura e as outras duas para fixação. Libere a parede do vaso cortando o tecido adiposo na superfície da veia.Certifique-se de não ferir a parede do vaso, caso contrário, causará sangramento grave. Em seguida, separe o músculo mastóideo esternal de Platão, barriga superior do músculo omo-hióideo e esterno. Puxe o músculo mastóideo esternal para o lado com um afastador.Então podemos identificar a artéria carótida. Disseque a artéria carótida e coloque três suturas para fixação e ligadura com seis medidas de fluxo sanguíneo da artéria carótida de seda zero. Coloque a sonda transônica MA 0.5 PSB ao redor da artéria carótida.Mantenha-o estável. Otimize o contato usando gel de ultrassom ou solução salina. Registre a taxa de fluxo sanguíneo da artéria carótida conforme indicado na pequena tela do dispositivo transônico.Usando o gráfico de laboratório sete, remova a sonda após concluir a medição. A medição da pressão da artéria carótida liga a extremidade distal da pinça da artéria carótida. Sua extremidade proximal.Amarre as suturas de fixação frouxamente para mais tarde. Fixação do Millia Theater Coloque uma sutura de elevação usando 10 zero prolina na parede anterior. Para facilitar a abertura da incisão, faça uma pequena incisão na parede anterior do vaso.Insira o Millia Theatre e conserte-o. Solte o clamp. Registre a pressão da artéria carótida usando a medição do fluxo sanguíneo da veia esquerda sete ulo veia.Meça o fluxo sanguíneo da veia ulo usando a corda de fluxo transônico MA 0.5 P sb. Registre a taxa de fluxo. Remova a sonda Depois de concluir a medição, medição da pressão venosa central Prenda a extremidade proximal da veia ular como ligar a extremidade distal.Corte uma pequena incisão usando uma micro tesoura. Insira o cateter cheio de líquido, fixe-o com linhas de sutura pré-colocadas. Solte o clamp.Registre a pressão venosa central Operação abdominal para aquisição de hemodinâmica hepática. Faça uma incisão transversal no abdômen. Mova os intestinos para o lado esquerdo e cubra-o com gaze úmida.Depois de retirar os intestinos, podemos identificar a veia kava inferior, a veia porta, a artéria hepática comum e a medida adequada do fluxo sanguíneo portal da artéria hepática. Disseque a veia porta. Coloque seis suturas de seda zero sob a veia porta para facilitar a elevação do vaso.Coloque a sonda de fluxo MA um PSB ao redor do recipiente. Meça sua taxa de fluxo sanguíneo. Registre os dados, remova a sonda.Depois de completar a medição, medição do fluxo da artéria hepática comum, identifique a artéria hepática comum, disseque-a com cautela. Coloque 1 6 0 Sutura de seda para facilitar a elevação do vaso. Coloque a sonda de fluxo MA 0.5 PSB.Meça seu fluxo sanguíneo e adquira os dados. Remova a sonda Depois de completar o portal de medição, medição de pressão da veia, escolha um ramo da veia mesentérica com poucos ramos do local, que drena diretamente para a veia porta, conforme mostrado no local da animação. Duas suturas de fixação ao redor da veia.Mais tarde, eles servirão para consertar o lugar de mili cedro. Duas suturas de permanência usando prolina 10 zero. Também podemos colocar um sutura de elevação na parede interna da veia, o que deve facilitar o levantamento da parede frontal.Para abrir totalmente a incisão, faça uma pequena incisão na veia usando uma microtesoura. Insira o mili CED na veia mesentérica. Avance para a confluência da veia porta para adquirir a pressão da veia porta.Agora vamos demonstrar o procedimento cirúrgico de medição do portal. A pressão da veia liga a extremidade distal da veia mesentérica selecionada. Pequenos ramos ligados colocados dois pontos de fixação usando seis zero prolina.O ponto chave deste procedimento é evitar o toque da artéria mesentérica. Ao ligar a pinça da veia, a extremidade proximal da veia. Coloque duas suturas de estada usando 10 zero prolina em ambos os lados da veia.Algum sangramento ocorrerá, pois as suturas de permanência devem penetrar na parede vascular da veia mesentérica fina. Use micross finos para fazer uma pequena incisão obliquamente em um ângulo de 45 graus. Insira a sala de teatro mili C com cuidado e fixe-a.Solte o clamp. Insira o Teatro mili C até atingir a confluência da veia porta, registre a pressão da veia porta. O cateterismo pode permanecer no local até o final da conclusão do procedimento experimental.Apesar dos parâmetros vitais de pequeno tamanho, a hemodinâmica sistêmica e hepática pode ser monitorada mesmo em camundongos. Até o momento, esse procedimento utilizado é adequado para avaliar os efeitos hemodinâmicos hepáticos em experimentos agudos ou finais. Já coletamos parâmetros hemodinâmicos normais de camundongos e aplicamos este procedimento em hepatectomia parcial de 70% e pinçamento de alça hepática.Experimente observar as alterações da perfusão hepática. Parâmetros vitais como frequência respiratória, frequência cardíaca são obviamente muito mais altos do que no vermelho, o que significa que a pressão arterial sistêmica e a pressão da veia ullal são semelhantes aos vermelhos e até semelhantes aos dados humanos. Os dados hemodinâmicos hepáticos são obviamente diferentes.O fluxo sanguíneo total e normalizado varia entre 1,6 e 2,3 mililitros por minuto O fluxo na artéria hepática varia normalmente de 0,1 a 0,35 mililitro por minuto. A pressão portal está na faixa de 4,4 a 11,2 centímetros de água, a pressão média da veia porta antes e depois da hepatectomia parcial de 70% com 6,9 e 11,4 centímetros de água, o que coincidiu com as variações em humanos ou outros animais experimentais. Isso indica que esse procedimento de monitorização direta é sensível e preciso para avaliar esses parâmetros hemodinâmicos.Os resultados do experimento de clampeamento do lobo hepático mostraram que as pequenas alterações da perfusão hepática podem ser detectadas por esse procedimento de monitoramento. Portanto, esse procedimento pode ser usado em muitos campos de pesquisa experimental, como cirurgia hepatobiliar e intervenção farmacológica para documentar alterações hemodinâmicas. Subsequentemente.

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