Name: Embolic artéria cerebral média Oclusão (MCAO) para Acidente Vascular Cerebral Isquêmico com homólogos Coágulos de sangue em ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Aprenda a criar um modelo de AVC isquêmico em ratos usando oclusão da artéria cerebral média com coágulos sanguíneos homólogos. Este método simula condições humanas para pesquisa pré-clínica de terapias trombolíticas.

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Este trabalho foi apoiado por bolsas do National Institutes of Health HL087990 (G.L.).

Declaração de Ética: Adulto Masculino ratos Sprague-Dawley (pesando 330-380 g) foram utilizados neste protocolo. Este protocolo foi aprovado pelo Comitê de Cuidados e Uso de Animais Institucional (IACUC) na LSU Health Science Center, Shreveport e está em conformidade com o &quot;Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório &#39;(oitava edição, da Academia Nacional de Ciências, 2011 ). 1 Preparação da modificação do tubo de PE-50 <ol><li> Segure um tubo de 30 centímetros de comprimento PE-50 acima de uma lareira a gás por mãos, gradualmente suavizar o tubo. Gentilmente esticar o tubo. </li><li> Selecione um ponto no tubo alongado utilizando um paquímetro digital (Figura 1), marcá-lo e cortar o tubo PE-50 modificado em um longo segmento de 25 cm com uma ponta longa 1 cm (diâmetro externo: ,30-,34 mm). </li></ol> 2 Preparação de homólogos Coágulos de sangue <ol><li> Anestesiar os ratos com isoflurano (5% para indução, 2-3% para manutenção) em 70% de N2O e 30% de O &lt;sub&gt; 2 por uma máscara facial antes da coleta de sangue. Confirme anestesia por uma pitada dedo do pé. </li><li> Realizar a canulação arterial femural de um rato dador com o método publicado em 4 e transferir sangue da artéria femoral directamente num 20 cm de comprimento de tubo PE-50. Colocar o tubo durante 2 horas à temperatura ambiente para coagular o sangue, e em seguida reter o tubo durante 22 horas a 4 ° C. Nota: A canulação é realizado utilizando uma técnica asséptica tal como descrito na etapa 3.1. O rato doador é recuperado para posterior amostragem. </li><li> Cortar o tubo de PE-50 a 50 mm e segmentos de expulsar o coágulo do tubo numa placa de Petri estéril contendo solução salina normal. </li><li> Transferir os 50 mm de comprimento de coágulo num comprimento de 60 mm de PE-10 e tubo de ligar cada extremidade do tubo de PE-10 a uma 20 cm de comprimento de tubo PE-50 ligado a uma seringa contendo ml de solução salina normal com 23 L de agulha (Figura 2) . </li><li> Deslocar o coágulo por movimento alternativo contínuo de uma seringa para a outra durante 5 minutos, o que é possível remover as células de sangue a partir deo coágulo e minimizar a fragilidade dos coágulos coagulado extravascular, sem interromper o núcleo de fibrina. </li><li> Cortar o coágulo em um segmento de 40 milímetros de comprimento e transferir o segmento de coágulo modificado num cateter PE-50, tal como descrito na etapa 1.2, em condições assépticas. Nota: Todos os tubos PE é esterilizado com óxido de etileno. </li></ol> 3. Embolic artéria cerebral média Oclusão (Figura 3A, B) <ol><li> Esterilizar todos os instrumentos cirúrgicos por autoclavagem (mínimo 121 ° C, 15 PSI, por 15 min). Higienizar a mesa de cirurgia e equipamentos cirúrgicos associados com 70% de etanol. </li><li> Anestesiar os ratos com isoflurano, conforme descrito no passo 2.1. Teste da profundidade da anestesia através da realização de uma ponta de aperto em ambos os pés traseiros, e qualquer movimento observado (retirada da pata), indica que o animal não seja suficientemente anestesiado para fazer a cirurgia. Aplique uma pequena quantidade de pomada veterinário em ambos os olhos para evitar a secura sob anestesia. Raspar a pele no pescoço e cabeça ventral reregiões com cortador elétrico para expor as áreas da pele. </li><li> Coloque o rato em decúbito dorsal sobre uma almofada de aquecimento. Insira uma sonda rectal, controlar e manter a temperatura do corpo entre 36,5-37,5 ° C, utilizando uma unidade de controlo cobertor homeotérmica. </li><li> Desinfetar a pele raspada e pele circundante com 10% de iodopovidona seguido por 70% de etanol. </li><li> Faça uma incisão na linha média 2 cm de comprimento no pescoço sob um microscópio de dissecação. Use retratores para expor o campo cirúrgico e dissecção da artéria carótida comum direita (CCA), artéria carótida externa (ECA), artéria carótida interna (ACI) e artéria pterigopalatina (PPA), isenta de nervos circundantes e fáscia (Figura 3A). Nota: Antes da cirurgia, mudar luvas estéreis se não houver assistente ajuda a preparar o animal. </li><li> Dissecar o CCA livre dos nervos que rodeiam (sem prejudicar o nervo vago) e coloque um estéril sutura 5-0 seda sob a artéria. Amarre um nó corrediço (# 1) e compreender a sutura usando uma pequena hemostat e puxe ensinado em direção ao corpo. </li><li> Dissecar o ECA e seus dois ramos, a artéria occipital (OA) e da artéria tireoidiana superior (STA). Coagular dois ramos usando uma unidade eletrocirúrgica veterinária. Coloque dois pedaços de estéreis 6-0 seda sob o ECA. </li><li> Separa-se as duas sedas colocados por baixo da artéria, uma peça para a cabeça (extremidade distal) e o outro na direcção do corpo. Amarre uma ligadura apertada (# 2) no lado mais próximo da cabeça, segure a seda com pequenas hemostatos e puxe ensinado em direção à cabeça. Prepare um nó frouxo (# 3) com a outra de seda para usar mais tarde. </li><li> Dissecar o ICA e PPA dos nervos circundantes (sem causar danos ao nervo vago). Amarre o PPA com um 6-0 (# 4). Faça um nó corrediço com 6-0 ao redor do ICA (# 5). Alternativamente, o clipe de ICA usando um clipe microvascular. </li><li> Corte um pequeno buraco (meia thru) na ECA entre o apertado (# 2) e soltos (# 3) ligaduras com uma tesoura primavera Vannas de estilo. Insira o modificada 50 PE-banheirae contendo coágulo de sangue na incisão e avançar para a bifurcação da CCA. Aperte a ligadura solta (# 3) em torno do lúmen apenas o suficiente para garantir a preservação da mobilidade do tubo em que habitam. </li><li> Corte o ECA no site do pequeno buraco para liberar o coto e posicionar o tronco abaixo da bifurcação da ECA e da ACI; isso vai permitir que o tubo modificado facilmente deslizar para o ICA. Abra o ICA e avançar suavemente o tubo a partir do lúmen da ECA na ICA até que a ponta do cateter atinge a origem da MCA (~ 17 mm da bifurcação). Nota: Antes de introduzir a ponta do tubo para o CEA, estéril a superfície exterior do tubo com etanol a 70%, e, em seguida, lava-se com solução salina normal estéril. </li><li> Injectar o coágulo através da modificação do cateter PE-50, juntamente com 10 ul de solução salina durante 10 segundos, utilizando uma seringa Hamilton de 100 l (Figura 3B). </li><li> Retirar o cateter da ECA cinco minutos mais tarde. Amarre o ECA e reabrir CCA. Suturar a incisão no pescoço. </li></ol> 4 Monitoramento Regional Cerebral Blood Flow (rCBF) <ol><li> Antes de oclusão MCA, fazer um 1,2 centímetros de comprimento incisão na linha média do couro cabeludo em expor o osso do crânio. Retire os tecidos no osso do crânio com um raspador dental e swaps de algodão estéril. Nota: Antes da cirurgia, a área do couro cabeludo exposto e pele circundante são desinfetados com 10% de iodopovidona seguido por 70% de etanol. </li><li> A broca de 1,5 mm de orifício de trépano diâmetro localizado a 2 mm posterior e 5 mm lateral ao bregma usando uma rebarba esférica de aço inoxidável de 0,7 milímetros (Figura 4). Nota: Mantenha a dura intacta. </li><li> Coloque a sonda de 0,5 milímetros acima da superfície da dura-máter. Monitorizar o rCBF a 0 (linha de base), 5, 15, 30, 60, 90, e 120 minutos após a embolização e continuar a 5, 15, 30, 45, e 60 min após a administração intravenosa de tPA. Depois da última medição de rCBF, a incisão no couro cabeludo é fechada por sutura. Nota: Antes da incisão no pescoço medimos rCBF como base antes MCA Occlusião. Oclusão pós MCA medimos rCBF após o fechamento da sutura de incisão no pescoço. Assim, a incisão do pescoço é mantida estéril. </li></ol> Cuidados 5. Pós-operatório <ol><li> Injectar 2,5 mL de solução salina por via subcutânea para evitar desidratação e injectar Buprenex (0,05 mg / kg, SC), imediatamente após a cirurgia a cada 6-12 horas e quando necessário para alívio da dor. </li><li> Pare de anestesia isoflurano. Colocar o rato numa câmara de recuperação veterinária 37 ° C (manter animais quente) e manter observação. Geralmente, leva 10 min para o rato para se recuperar da anestesia. Em seguida, coloque o animal em uma gaiola esterilizado, coloque um pouco de comida molhada em uma placa de Petri na gaiola, e voltar a gaiola para sala de esterilização animal. </li><li> 24 horas após o derrame, a eutanásia ratos com uma overdose de pentobarbital de sódio (100 mg / kg de peso corporal, IP). </li></ol> 6. Neurological Pontuação Deficit <ol><li> Execute o placar Bederson antes e 2 horas após a embolização. Use uma classificação de scale de 0-3 como descrito anteriormente 5: 0, levantando o rato pela cauda, ​​a animais que se estende para ambos os membros anteriores e apresentando o piso sem outros déficits (movimento normal); 1, elevando o rato pela cauda, ​​flexionar o membro anterior contralateral; 2, diminuição da resistência à pressão lateral (e membro anterior flexão), sem circular; 3, o mesmo comportamento de grau 2 com circulando. NOTA: Os ratos que mostram Bederson score = 0 (sem déficit) em 2 horas após a embolização são excluídos do estudo mais aprofundado. </li></ol>

<ol><li>Overgaard, K., Sereghy, T., Boysen, G., Pedersen, H., Høyer, S., Diemer, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+reproducible+cerebral+infarction+using+thrombotic+blood+clot+emboli%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">A rat model of reproducible cerebral infarction using thrombotic blood clot emboli.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 12 (3), 484-490 (1992).</li>
<li>Zhang, R. L., Chopp, M., Zhang, Z. G., Jiang, Q., Ewing, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+focal+embolic+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">A rat model of focal embolic cerebral ischemia.</a> Brain Res. 766 (1-2), 83-92 (1997).</li>
<li>Dinapoli, V. A., Rosen, C. L., Nagamine, T., Crocco, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+MCA+occlusion%3A+a+precise+embolic+stroke+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Selective MCA occlusion: a precise embolic stroke model.</a> J. Neurosci. Methods. 154 (1-2), 233-238 (2006).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling%2C+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> J Vis Exp. 59 (3496), (2012).</li>
<li>Bederson, J. B., Pitts, L. H., Tsuji, M., Nishimura, M. C., Davis, R. L., Bartkowski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+middle+cerebral+artery+occlusion%3A+evaluation+of+the+model+and+development+of+a+neurologic+examination%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination.</a> Stroke. 17 (3), 472-476 (1986).</li>
<li>Henninger, N., Bouley, J., Bråtane, B. T., Bastan, B., Shea, M., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+Doppler+flowmetry+predicts+occlusion+but+not+tPA-mediated+reperfusion+success+after+rat+embolic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Laser Doppler flowmetry predicts occlusion but not tPA-mediated reperfusion success after rat embolic stroke.</a> Exp Neurol. 215 (2), 290-297 (2009).</li>
<li>Zhu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Annexin+A2+combined+with+low-dose+tPA+improves+thrombolytic+therapy+in+a+rat+model+of+focal+embolic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Annexin A2 combined with low-dose tPA improves thrombolytic therapy in a rat model of focal embolic stroke.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 30 (6), 1137-1146 (2010).</li>
<li>Cheng, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activated+protein+C+inhibits+tissue+plasminogen+activator-induced+brain+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Activated protein C inhibits tissue plasminogen activator-induced brain hemorrhage.</a> Nat Med. 2 (11), 1278-1285 (2006).</li>
<li>Taniguchi, H., Andreasson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hypoxic-ischemic+encephalopathy+model+of+perinatal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">The hypoxic-ischemic encephalopathy model of perinatal ischemia.</a> J Vis Exp. 21 (955), (2008).</li>
<li>Sicard, K. M., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+focal+brain+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Transl+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of focal brain ischemia.</a> Exp Transl Stroke Med. 1 (7), (2009).</li>
<li>Florian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+hypothermia+reduces+infarct+volume+in+aged+rats+after+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia.</a> Neurosci Lett. 438 (2), 180-185 (2008).</li>
<li>Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+hyperthermia+on+infarct+volume+in+focal+embolic+model+of+cerebral+ischemia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats.</a> Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).</li>
<li>Westendorp, W. F., Nederkoorn, P. J., Vermeij, J. D., Dijkgraaf, M. G., van de Beek, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-stroke+infection%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurol%22%5BJournal%5D)">Post-stroke infection: a systematic review and meta-analysis.</a> BMC Neurol. 11 (110), (2011).</li>
</ol>

Não temos nenhum potencial conflito de interesses a divulgar.

Neste estudo, foi demonstrado um método padrão para a realização de um modelo de acidente vascular cerebral embólico MCAO em ratos, em que a origem da MCA é tapada por um coágulo rico em fibrina. A principal vantagem deste modelo é: a oclusão da haste de MCA com um coágulo de sangue ricos em fibrina, é semelhante ao derrame tromboembólico em humanos, o modelo de acidente vascular cerebral embólico é adequado para a realização de investigação pré-clínica da terapêutica fibrinolítica, e que este modelo pode desenvolver um...

A correction was made to <a href="/video/51956">Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats</a>. The institution information was updated.
The institution "Louisiana State University Health Science Center" was changed to "Louisiana State University Health Science Center, Shreveport".

A correction was made to <a href="/video/51956">Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats</a>. The institution information was updated.

Erratum: Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats

O AVC é a terceira principal causa de morte nos Estados Unidos, mas as opções de tratamento para o AVC agudo permanecem limitados. No momento, a perfusão intravenosa de ativador do plasminogênio tecidual recombinante (tPA) para dissolver os coágulos de sangue é a terapêutica mais eficaz para AVC isquêmico agudo. No entanto, o uso de tPA é limitada pela sua estreita janela terapêutica e pelo aumento do risco de hemorragia intracerebral. Portanto, um modelo de acidente vascular cerebral adequado para pesquisa trombolítica é urgentemente necessária. A artéria cerebral média (MCA) é na maioria das vezes a artéria oclusa em acidente vascular cerebral em seres humanos. Focada em esta artéria, muitos modelos animais de acidente vascular cerebral isquêmico foram estabelecidas. Actualmente, dois tipos principais de modelos de isquemia focal de roedores por oclusão da MCA foram desenvolvidos: sutura modelo MCAO e embólico modelo MCAO. Embora os modelos de MCAO via a técnica de sutura intraluminal, têm sido amplamente utilizados em investigação orientada para o mecanismo de acidente vascular cerebral, estes modelos não fazer suturasacidente vascular cerebral humano mímico, como até 80% dos acidentes vasculares cerebrais humanos são causadas por trombose ou embolia. No entanto, o modelo de acidente vascular cerebral embólico usando coágulos sanguíneos imita traço humano e é considerado adequado para o estudo do trombolítico. Este modelo embólico foi desenvolvido pela primeira vez em ratos por Overgaard et al. 1 em 1992 e caracteriza-se por Zhang et al., Em 1997, 2 e por Dinapoli et al., Em 2006, 3. Embora embólico OACM ganha cada vez mais atenção, há problemas técnicos enfrentados por muitos laboratórios. Neste artigo, vamos demonstrar um método padrão para a produção de embólico OACM com coágulos de sangue homólogo no rato adulto, que pode desenvolver um infarto do previsível dentro do território da ACM. As técnicas apresentadas neste artigo deve ajudar os pesquisadores a superar problemas técnicos para o estabelecimento deste modelo para a pesquisa derrame.

<table><tbody><tr><td>rh-tPA</td><td>Chemical</td><td>Genentech</td><td></td></tr><tr><td>2,3,5-trifeniltetrazólio cloreto</td><td>Chemical</td><td>Sigma</td><td>T8877</td></tr><tr><td>Equipamento de vaporizador de anestesia</td><td></td><td>Soma Technology</td><td>Drager Vapor 19.1&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Micro broca recarregável de alta velocidade</td><td>Equipamento</td> Ferramentas <td>de Belas Ciências</td><td>18000-17</td></tr><tr><td>Tesouras curvas</td><td>Equipamento</td> Ferramentas <td>de Belas Ciências</td><td>14117-14</td></tr><tr><td>Fórceps Dumont (Médico # 7)</td> <td>Equipamento</td><td>Ferramentas de Ciências Finas</td><td>11270-20</td></tr><tr><td>Fórceps Dumont (Médico # 5) Equipamento</td><td></td> <td>Ferramentas de Ciências Finas</td><td>11251-35</td></tr><tr><td>Tesoura de mola</td> <td>estilo VannasEquipamento</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td></tr><tr><td>Câmara de recuperação veterinária</td><td>Equipamento&nbsp;</td><td>Serviços Peco&nbsp;</td><td>V1200&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Equipamento de bomba de seringa Genie plus</td><td></td><td>Kent Scientific Corporation</td><td></td></tr><tr><td>Equipamento de matriz cerebral de rato</td><td></td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>RBMA-310C</td></tr><tr><td>Paquímetro digital&nbsp;</td><td>Equipamento</td><td>Instrumentos de Precisão Mundial</td><td>501601</td></tr><tr><td>Microscópio de Dissecção</td><td>Equipamento</td><td>Instrumentos de Precisão Mundial</td><td>PZMTIII-BS-LWD</td></tr><tr><td>Equipamento de seringa Hamilton</td><td></td><td></td><td>modelo 710</td></tr><tr><td>Unidade de controle de cobertor homeotérmico</td><td>Equipamento</td><td>Harvard Aparelho</td><td></td></tr><tr><td>Equipamento de tosquiadeira elétrica</td><td></td><td>Braintree Scientific</td><td>CLP-9931</td></tr><tr><td>Equipamento de unidade eletrocirúrgica veterinária</td><td></td><td>MACAN Manufacturing Company</td><td>MV-9</td></tr><tr><td>Equipamento de medidor de fluxo sanguíneo</td><td></td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 4/30</td><td>Equipamento</td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>LabChart 7.2</td><td>software</td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 1 ml</td><td>Consumível</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>Consumível</td></tr> de <tr><td>agulha 309659 23 G</td><td>Consumível</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305143</td></tr><tr><td>Consumível</td> de<td>agulha de 30 G</td><td>Consumível Becton, Dickinson and Company</td><td>305106</td></tr><tr><td>Tubo PE-50</td><td>Consumível</td><td>Consumível Becton, Dickinson and Company</td><td>427517</td></tr><tr><td>Consumível</td><td></td><td></td>de<td></td></tr><tr><td>sutura de seda</td><td></td><td>Aparelho Harvard</td><td>723287</td></tr><tr><td>5-0 Sutura de seda</td><td>Aparelho Harvard</td><td>consumível 517607</td><td></td></tr></tbody></table>

embolic artéria cerebral média oclusão (mcao) para acidente vascular cerebral isquêmico com homólogos coágulos de sangue em ratos

Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats

Terapia clínica, com uso de trombolítico ativador do plasminogênio tecidual recombinante (tPA) continua a ser o tratamento mais eficaz para AVC isquêmico agudo. No entanto, o uso de tPA é limitada pela sua estreita janela terapêutica e pelo aumento do risco de transformação hemorrágica. Há uma necessidade urgente de desenvolver modelos tempos adequados para estudar novos agentes e estratégias de trombolíticos para o tratamento de acidente vascular cerebral isquêmico. Actualmente, dois tipos principais de modelos isquémicos tempos têm sido desenvolvidos em ratos e ratinhos: intraluminal MCAO sutura e embólico MCAO. Embora os modelos de MCAO via a técnica de sutura intraluminal, têm sido amplamente utilizados em investigação orientada para o mecanismo de acidente vascular cerebral, estes modelos de sutura não mimetizar a situação clínica e não são adequados para estudos trombolíticos. Entre esses modelos, o modelo OACM embólico imita AVC isquêmico humano e é adequado para a investigação pré-clínica de terapia trombolítica. Este modelo embólico foi desenvolvido pela primeira vez em ratos por Overgaard et al. 1 em 1992 e caracteriza-se por Zhang et al., em 1997 2. Embora embólico OACM ganha cada vez mais atenção, existem problemas técnicos enfrentados por muitos laboratórios. Para atender às necessidades crescentes de pesquisa trombolítica, apresentamos um modelo altamente reprodutível de embólico OACM no rato, que pode desenvolver um volume de infarto previsível dentro do território da ACM. Em resumo, um tubo de PE-50 modificado é avançada suavemente a partir da artéria carótida externa (ECA) para dentro do lúmen da artéria carótida interna (ICA), até que a ponta do cateter atinge a origem da MCA. Através do cateter, um coágulo de sangue homólogo único é colocado na origem da MCA. Para identificar o sucesso de oclusão MCA, o fluxo sanguíneo cerebral regional foi monitorizada, défices neurológicos e os volumes de enfarte foi medida. As técnicas apresentadas neste artigo deve ajudar os pesquisadores a superar problemas técnicos para o estabelecimento deste modelo para a pesquisa derrame. &lt;/ P&gt;

A fluxometria de Doppler a laser (LDF) foi utilizado para monitorizar rCBF durante a indução da isquémia cerebral 6,7. Muitos laboratórios, incluindo o nosso laboratório tem usado rCBF para identificar os animais com oclusão MCA bem sucedido, mas os limites de linha de base variou entre os laboratórios que estão relacionados com o local de medição. A sonda do LDF está posicionado a 2 mm posterior a 5 mm lateral ao bregma como descrito anteriormente 6. rCBF foi monitorizada nos tempos 0, 5, 15, 30, ...

Neste artigo, demonstramos um método padrão para produzir uma oclusão embólica da artéria cerebral média com coágulos sanguíneos homólogos (ricos em fibrina) em ratos adultos. Este modelo imita de perto o AVC isquêmico humano e é adequado para o estudo pré-clínico da terapia trombolítica para AVC isquêmico.

Embolic artéria cerebral média Oclusão (MCAO) para Acidente Vascular Cerebral Isquêmico com homólogos Coágulos de sangue em ratos

Clinically, thrombolytic therapy with use of recombinant tissue plasminogen activator (tPA) remains the most effective treatment for acute ischemic ...

O objetivo geral deste procedimento é desenvolver um modelo de AVC embólico no rato. Isso é feito pela primeira ligadura, a artéria carótida comum temporariamente com um nó deslizante e a artéria carótida externa o mais apertada possível. Em seguida, coloque uma sutura solta ao redor do ECA acima da bifurcação.O segundo passo é isolar a artéria tego palatina e a artéria carótida interna e ligá-las temporariamente com nós corrediços. Em seguida, faça um pequeno orifício no ECA entre as ligaduras apertadas e soltas. Em seguida, o tubo P 50 modificado contendo um coágulo sanguíneo é introduzido no ECA.Em seguida, o cateter é invertido para dentro da ACI e o tubo é suavemente avançado até que a ponta do cateter atinja a origem da ACM. A etapa final é injetar o coágulo sanguíneo através do cateter junto com solução salina e, em seguida, retirar o cateter da ECA cinco minutos depois. Por fim, 24 horas após o AVC, a coloração TTC é usada para mostrar as áreas de infarto nas fatias do cérebro.A principal vantagem desta técnica, nosso modelo de AVC existente, como o modelo MC, é que este modelo de AVC embólico imita de perto o AVC humano e o uso, adequado para pré-estudo da terapia SLI para AVC isquêmico, demonstrando que o procedimento será Dr.A falha na porta do meu laboratório. O Dr. Gene tem mais de 10 anos de experiência na realização de modelos de circuitos vermelhos. A demonstração visual deste método é etapas críticas é difícil de nomear.Para preparar o tubo PE 50, amoleça e estique gradualmente um tubo PE 50 de 30 centímetros de comprimento acima de um fogo de gás. Selecione um ponto no tubo de estiramento usando um paquímetro digital. Em seguida, corte-o em um segmento de 25 centímetros de comprimento com uma ponta de um centímetro de comprimento e um diâmetro externo entre 0,30 e 0,34 milímetros.Em seguida, colete o sangue da artéria femoral de um rato anestesiado com um tubo PE 50 de 20 centímetros de comprimento. Coloque o tubo em temperatura ambiente por duas horas para que o sangue coagule. Em seguida, retenha o tubo por 22 horas a quatro graus Celsius.Corte o tubo PE 50 em segmentos de 50 milímetros e lave o coágulo do tubo em uma placa de Petri estéril contendo solução salina normal. Transfira o coágulo de 50 milímetros de comprimento para um tubo PE 10 de 60 milímetros de comprimento. Em seguida, conecte cada extremidade do tubo PE 10 a um tubo PE 50 de 20 centímetros de comprimento, que é conectado a uma seringa de um mililitro contendo solução salina normal com uma agulha de calibre 23 para remover as células sanguíneas sem romper o núcleo da fibrina, mova o coágulo de uma seringa para a outra e vice-versa continuamente por cinco minutos depois disso, corte o coágulo em um segmento de 40 milímetros de comprimento e transfira o segmento do coágulo para um cateter PE 50 modificado.Neste procedimento, esterilize todas as ferramentas cirúrgicas em autoclavagem e higienize a mesa cirúrgica e o equipamento cirúrgico associado com etanol a 70%. Em seguida, anestesie o rato com iso flúor e garanta a profundidade da anestesia realizando uma pinça nos pés traseiros. Aplique uma pequena quantidade de pomada nos olhos para evitar o ressecamento.Em seguida, coloque o rato em decúbito dorsal em uma almofada de aquecimento. Depois disso, raspe o pelo na região ventral do pescoço com o aparador elétrico desinfete a pele e o pelo ao redor com 70% de etanol. Insira uma sonda retal e mantenha a temperatura corporal em torno de 37 graus Celsius usando uma unidade de controle de cobertor homeotemático.Em seguida, sob um microscópio de dissecação, faça uma incisão na linha média de dois centímetros de comprimento no pescoço. Use os afastadores para expor o campo cirúrgico. Disseque o CCA livre dos nervos circundantes sem prejudicar o nervo vago e coloque uma sutura estéril de seda de cinco zero sob a artéria.Dê um nó deslizante e puxe a sutura em direção ao corpo. Em seguida, disseque o ECA e seus dois ramos, o OA e o STA coagule os dois ramos usando uma unidade eletrocirúrgica veterinária, em seguida, coloque dois pedaços de sutura estéril de seda zero sob o ECA, separe as duas suturas de seda colocadas sob a artéria, uma peça em direção à cabeça e a outra em direção ao corpo. Amarre uma ligadura apertada no lado mais próximo da cabeça.Segure a sutura de seda com pequenos hemostáticos e puxe em direção à cabeça. Prepare um nó solto com a outra sutura de seda para uso posterior. Agora disseque a ACI e o PPA dos nervos circundantes sem prejudicar o nervo vago.Amarre o PPA com uma sutura de seis zeros. Em seguida, faça um nó corrediço ao redor do ICA ou prenda o ICA usando um clipe microvascular. Em seguida, faça um pequeno orifício no ECA entre as ligaduras apertadas e soltas com uma tesoura de mola estilo Veneza.Insira o tubo PE 50 modificado contendo o coágulo sanguíneo na incisão e avance para a bifurcação do CCA. Aperte a ligadura solta ao redor do lúmen apenas o suficiente para preservar com segurança a mobilidade do tubo de demora. Em seguida, corte o ECA no local do pequeno orifício para liberar o toco.Posicione o coto abaixo da bifurcação do ECA e do ICA. Isso permitirá que o tubo modificado deslize facilmente para dentro do ICA. Abra o ACI e avance suavemente o tubo do lúmen do ECA para o ICA até que a ponta do cateter atinja a origem do MCA.Agora injete o coágulo através do cateter P 50 modificado junto com 10 microlitros de solução salina durante 10 segundos usando uma seringa Hamilton de 100 microlitros. Cinco minutos depois, retirar o cateter da ECA, amarrar a ECA e reabrir a ECA em seguida, suturar a incisão no pescoço. Neste procedimento, faça uma incisão na linha média de 1,2 centímetro de comprimento no couro cabeludo de um rato anestesiado para expor o osso do crânio.Em seguida, perfure, um orifício de broca de 1,5 milímetro de diâmetro localizado a dois milímetros posterior e cinco milímetros laterais ao bgma usando uma broca esférica de aço inoxidável de 0,7 milímetro. Coloque a sonda 0,5 milímetros acima da superfície da dura-máter. Meça o RCBF usando um medidor de fluxo sanguíneo em 0, 5, 15, 30, 60, 90 e 120 minutos após a embolização em duas horas após a embolização.Trate o rato com TPA e monitore continuamente o fluxo sanguíneo 5, 15, 30, 45 e 60 minutos após o tratamento com TPA após a cirurgia, injete 2,5 mililitros de solução salina no animal por via subcutânea para evitar a desidratação e injete Bren a 0,05 miligramas por quilograma por via subcutânea imediatamente após a cirurgia e a cada seis a 12 horas, conforme necessário, para alívio da dor. Parar é de anestesia com flúor. Coloque o rato em uma câmara de recuperação veterinária de 37 graus Celsius e continue monitorando-o.Após cerca de 10 minutos, coloque o animal em uma gaiola esterilizada com um pouco de comida úmida em uma placa de Petri antes de devolver a gaiola à sala de esterilização do animal. Duas horas após a embolização, o escore neurológico é avaliado por meio do escore BESON. Ratos que não apresentam déficit são excluídos de estudos adicionais.Esta figura mostra a medição RCBF usando um medidor de vazão doppler a laser. A injeção de coágulo levou a uma redução de mais de 70% do valor basal. Tratamento com TPA duas horas após o coágulo por 30 minutos restaurado.RCBF próximo à linha de base. Aqui estão as fotos representativas mostrando os coágulos sanguíneos na origem da ACM e um CA 24 horas após o AVC. E essas são as imagens representativas das fatias de cérebro coradas com TTC.24 horas após o AVC Uma vez dominado Esta técnica deve ser feita em 30 minutos.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Indução cirúrgica de uma lesão cerebral isquêmico no rato é um modelo amplamente utilizado para a pesquisa acidente vascular cerebral. Aqui nós demonstram a indução de isquemia cerebral focal por oclusão da artéria cerebral média. Visualização do infarto resultantes de coloração histológica e ressonância magnética também é mostrada.

Modelo de isquemia focal cerebral por oclusão Suture Endovascular da artéria cerebral média no Rat

Demonstramos no vídeo um método para produzir uma oclusão da artéria cerebral média em ratos adultos utilizando um monofilamento intraluminal. Também mostramos como avaliar a extensão do infarto cerebral por 2,3,5-trifeniltetrazólio cloreto de coloração (TTC).

Modelo do rato de Oclusão da Artéria Cerebral Média

O intraluminal cerebral média de oclusão da artéria modelo (MCAO) é o modelo mais freqüente dentre os modelos experimentais acidente vascular cerebral isquêmico. Aqui vamos demonstrar todo o modelo em detalhes com o guia de Laser Doppler fluxometria, e os resultados do seu representante.

Intraluminal artéria cerebral média Oclusão Model (MCAO) para Acidente Vascular Cerebral Isquêmico com Laser Doppler Fluxometria Orientação em Ratos

Este vídeo demonstra o procedimento de realização da oclusão permanente da artéria cerebral média distal, ou MCAO, com a artéria carótida comum, ou ligadura CCA, em ratos idosos para modelar o AVC isquêmico. Isso bloqueia o fluxo sanguíneo para o cérebro, levando à morte neuronal e gerando um modelo para estudar os mecanismos do AVC e possíveis tratamentos.

Induzindo isquemia via oclusão do cérebro médio e da artéria carótida comum em um modelo de rato

Oclusão de filamento intraluminal da artéria cerebral média é o modelo mais frequentemente utilizadas na vivo do acidente vascular cerebral experimental em roedores. Uma abordagem alternativa cirúrgica para permitir a reparação de artéria carótida comum é realizada aqui, que permite a reperfusão da artéria carótida comum e uma reperfusão completa no território da artéria cerebral média.

Oclusão de artéria Cerebral média, permitindo a reperfusão através de reparação de artéria carótida comum em ratos

Aqui nós apresentamos um protocolo para induzir a depressão do borne-curso nos ratos obstruindo a artéria cerebral média através da artéria carotídea interna. Utilizamos o teste de nadada forçada de Porsolt e o teste de preferência de sacarose para confirmar e avaliar o humor depressivo induzido.

Uma técnica de oclusão da artéria cerebral média para induzir A depressão pós-AVC em ratos

Este protocolo demonstra um modelo único de acidente vascular cerebral em camundongo com um infarto de tamanho médio e uma excelente taxa de sobrevida. Esse modelo permite que os pesquisadores pré-clínicos do AVC estendam a duração da isquemia, usem camundongos envelhecidos e avaliem os resultados funcionais a longo prazo.

Modelo de Oclusão Transcraniana da Artéria Cerebral Média Modificada para Estudo de Resultados de Acidente Vascular Cerebral em Camundongos Idosos

Este protocolo descreve o modelo de isquemia cerebral focal transitória em camundongos através da oclusão intraluminal da artéria cerebral média. Além disso, exemplos de avaliação de resultados são mostrados usando ressonância magnética e testes comportamentais.

Modelo de Oclusão Transitória da Artéria Cerebral Média do Acidente Vascular Encefálico

Aqui, apresentamos um protocolo para estabelecer um modelo de oclusão da artéria cerebral média distal (dMCAO) por meio de eletrocoagulação transcraniana em camundongos C57BL/6J e avaliar o comportamento neurológico subsequente e as características histopatológicas.

Indução de AVC Isquêmico Agudo em Camundongos Usando a Técnica de Oclusão Distal da Artéria Média

O protocolo atual descreve um modelo de oclusão/reperfusão da artéria cerebral média em ratos que preserva a estrutura anatômica dos vasos cerebrais sem causar danos.

Um modelo de rato de oclusão/reperfusão da artéria cerebral média sem danificar a estrutura anatômica dos vasos cerebrais

O objetivo deste estudo foi estabelecer um método reprodutível para realizar uma craniectomia seguida de oclusão permanente e seletiva da artéria cerebral média em ratos, para aplicação em estudos experimentais de déficits de memória motora e espacial.

Oclusão Seletiva e Permanente da Artéria Cerebral Média em Ratos: Uma Abordagem Experimental para Estudar Déficits de Memória Motora e Espacial

Aprenda a criar um modelo de AVC isquêmico em ratos usando oclusão da artéria cerebral média com coágulos sanguíneos homólogos. Este método simula condições humanas para pesquisa pré-clínica de terapias trombolíticas.

Embolic artéria cerebral média Oclusão (MCAO) para Acidente Vascular Cerebral Isquêmico com homólogos Coágulos de sangue em ratos (Vídeo) | JoVE Journal

Embolic artéria cerebral média Oclusão (MCAO) para Acidente Vascular Cerebral Isquêmico com homólogos Coágulos de sangue em ratos

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