Name: Fisiológicas Recordings e RNA Sequenciação dos gustativas Appendages do Mosquito-febre amarela Aedes aegypti (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 9 s
Description: Aprenda a registrar respostas de neurônios gustativos e sequenciar RNA em Aedes aegypti. Este método combina eletrofisiologia e análise genética para estudar a percepção de sabores em insetos.

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Os autores agradecem a Bryan T. Vinyard do USDA, Serviço de Pesquisa Agrícola, Henry A. Wallace Beltsville Agricultural Research Center, Biometrical Consulting Service, Beltsville, MD pelas análises estatísticas. Este trabalho foi apoiado em parte por uma doação ao JCD do Programa de Pesquisa de Proteção de Combatentes de Guerra Implantado (DWFP) financiado pelo Departamento de Defesa por meio do Conselho de Gerenciamento de Pragas das Forças Armadas (AFPMB).

1. Cria Ae. adultos aegypti <ol><li> Ovos eclodem em cerca de ¾ de polegada de água na bandeja rasa. A superlotação irá reduzir o tamanho dos adultos. </li><li> Larvas Rear a 25 ° C (12-HL: 12-HD) e se alimentam com comida de peixe chão. NOTA: super-alimentação pode reduzir as taxas de sobrevivência. </li><li> Remover pupas individualmente por Pasteur pipeta diária e transferir para pratos de plástico (9 cm × 5,5 cm) dentro de pequenos baldes de confinamento, com tampas de malha fina, estabelecendo, assim, 24 grupos etários hr. </li><li> Mosquitos adultos alimentar 10% de solução de sacarose por bola de algodão colocado nas paredes de tela de uma habitação gaiola os mosquitos em uma câmara a 27 ° C e 70% de umidade relativa do ar sob o mesmo fotoperíodo como larvas. </li><li> Para eletrofisiologia, use 5-10 dias animais velhos. Em geral, os animais maiores irão produzir melhores resultados. Para o isolamento do RNA, usar animais que estão dentro de um único agrupamento idade 24 hr no intervalo de 5-10 dias de idade. </li></ol><ol><li> Determinar a concentração adequada de eletrólitos (por exemplo, 1-10 mM) que provoca atividade mínima de neurônios sensoriais selecionadas. NaCl 10 mM ou 1 mM KCl são eletrólitos razoáveis ​​para testar actividade de base ao começar um experimento. </li><li> Dissolver cada produto químico experimental em solvente apropriado (se não a água, o uso de etanol ou DMSO) que tem pouco ou nenhum efeito na actividade de pico quando comparadas aos electrólito sozinho. As concentrações finais de etanol a 10% ou 1% de DMSO são concentrações de partida razoáveis. </li><li> Selecione adequado (por exemplo quinina por amargo ou sacarose para doces) de controle de produtos químicos que são bem descritos impedimentos alimentação ou estimulantes em insetos. </li></ol> 3. Eletrofisiologia (gravação ponta 8; Figura 1) <ol><li> Eletrodos de vidro Form puxando mecanicamente capilares de vidro. Otimizar calor e puxar configurações para puxar vidro para formar recordi forma apropriadaeletrodos GN. Quebre cuidadosamente off final do eletrodo de vidro usando uma pinça sob um microscópio de dissecação para criar ponta do eletrodo de abertura que é grande o suficiente para envolver sensillum alvo, mas pequeno o suficiente para evitar o contacto com estruturas vizinhas. </li><li> Sob um microscópio, identificar visualmente pela morfologia e posicionar o alvo sensilla / sensillum para garantir a repetibilidade de gravação ponta. Animais da preparação para permitir o acesso livre para sensilla de ângulo de entrada do eletrodo. </li><li> Anesthetize insetos adultos frias no congelador a -20 ° C. Evite danos aos neurônios periféricos por exposição excessiva ao frio. Corte tiras estreitas de fita adesiva com lâmina de barbear em lâmina de vidro. Imobilizar todo inseto em uma lâmina de vidro usando tiras estreitas. </li><li> Insira um fio de tungstênio quimicamente afiada no tórax dorsal ou olho para servir como o indiferente (terra) eletrodo. </li><li> Preencha eletrodo de vidro feita no passo 3.1 com uma solução estimulante de interesse. Usando uma seringa inserido, preencher capIllary de ponta puxado para blunt end. Deitar fora todas as bolhas de ar, segurando fim puxou para baixo. Coloque um fio de prata (chloriding opcional) para o eletrodo de vidro feita no passo 3.1 para servir como gravação e eletrodo estimulante. </li><li> Conecte-se eletrodos para um pré-amplificador que é projetado para gravações de contato chemoreceptive sensilla em insetos. Este pré-amplificador (300 Hz-3 kHz filtro de banda) irá reduzir o tempo de estabilização para capturar a atividade neuronal tão perto de estímulo introdução possível. Coletar, armazenar e analisar sinais elétricos usando um microcomputador equipado com software de gravação de pico. NOTA: O aterramento da configuração de gravação corretamente pode melhorar drasticamente a relação sinal-ruído. </li><li> Estimular sensilas com uma solução de controlo (apenas electrólito) para garantir a funcionalidade. Contagem de pontos a partir de 200 ms após o artefato estímulo para todas as preparações. </li><li> Aleatória a fim de produtos químicos de teste para todas as experiências, excepto estudos de dose-resposta,para eliminar o preconceito. Para os estudos de dose-resposta, para expor sensilas concentrações crescentes da substância química experimental. Permitir que um mínimo de 3 min entre as estimulações para garantir a recuperação adequada. Nota: Esta exigência pode variar dependendo do inseto e sensilla. O limiar é definido como a concentração para a qual o erro padrão não se sobrepõe com o erro padrão para a concentração mais baixa testada. </li></ol> 4. Isolamento de ARN e Sequenciação (Figura 2) <ol><li> Prepare os pilões livre de RNAse bem ajustados pelo arrefecimento los em gelo seco antes de tecido disruption.Prepare acompanham pilões livre de RNase que se encaixam tubos de tampa de pressão com força. Manter tubos de coleta fechados a menos que dissecando ativamente para evitar o excesso de condensação. </li><li> Usando aspirador filtrada, coloque 30 a 40 mosquitos frio anestesiados (15 seg em freezer -20 ° C) na fase fria e ordenar por sexo. Coloque animais dorsal lado para baixo, segurando asas para não danificar apêndices gustativas.</li><li> O uso de dois pares de uma pinça fina, dissecar labella pareado ou tarsos de machos ou fêmeas sob um microscópio de dissecação e limitar a inclusão dos tecidos adjacentes. NOTA: 500 labella emparelhado rende aproximadamente 800-1.000 nanogramas de ARNm total. 400 tarsos indivíduo (5 cada) produzem segmentos 1,200-1,800 nanogramas de ARNm total. </li><li> Com um par de ofegantes-fórceps, levemente agarrar tromba mosquito apenas proximais para labella expondo estiletes interiores. Usando outro par de recolha-pinça, retire labella e adicionar o tecido para o lado do tubo de coleta de frio. </li><li> Com um par de fórceps, levemente agarrar mosquito perna no cruzamento da tíbia e do primeiro segmento tarsal. Usando outro par de fórceps, retire tarsos e adicionar o tecido para o lado do tubo de coleta de frio. Nota: Tenha em conta os tipos de células na interface do tecido queria e indesejado. Embora seja importante para limitar a inclusão de tecidos vizinhos, é igualmente importante para não omitir as porções de tecido desejado. A final amostra deve representar fielmente todo o órgão de interesse. Criar um limite preciso com a pinça de apreensão de tal forma que uma pinça de coleta pode precisamente libertar por raspagem ou pegar apenas o tecido desejado. </li><li> Periodicamente, girar tubo de coleta brevemente em 0 ° C centrifugar a 9000 xg para manter o tecido no fundo do tubo. Se a umidade se acumula nos tubos de coleta durante a dissecção, adicione 50uL de reagente Trizol fria para cobrir o tecido coletado. </li><li> Usando marcador laboratório anti-manchas, identifique claramente um livre de RNase 1,5 ml encaixe tubo de tampa para cada tipo de tecido para a coleção. Usando 1,5 ml suporte de tubos e nitrogênio líquido, congelada em seguida, moer tecido em pó fino (pedaços finos se em Trizol). Repetir uma vez. Levar o volume total de 1 ml de Trizol para ressuspender e tecido triturado por agitação em vórtex. </li><li> Adicionar 200 ul de clorofórmio e misture bem. Depois de 5 min à temperatura ambiente, rotação para baixo numa centrífuga a 4 ° C e 11.000 xg durante 15 min. Cuidadosamenteadicionar fase aquosa directamente numa coluna de filtro de DNA genómico. Girar a 11.000 x g durante 5 min. Adicionar um volume igual de RNase etanol a 70% a fluir-through e misture por pipeta. Transferir líquido a uma coluna de recolha de RNA e continuar a extracção de RNA por as instruções fornecidas. </li><li> Quantificar e avaliar a pureza do RNA total em um espectrofotômetro de precisão e prosseguir com qualquer método RNA seqüenciamento padrão. </li></ol> 5. quantitativa de RT-PCR de RNA Sequenciação de validação (Figura 3) <ol><li> Seleccione tantos genes quanto possível comparar os níveis de expressão de genes relativos ao longo de um intervalo dinâmico, tanto em abundância previsto sequência e função do gene chemosensory presumido. </li><li> Pares de criação de iniciadores para cada gene alvo para amplificar um produto de PCR específico 100-180 pares de bases. Excluir amplificação gDNA não específica, garantindo pelo menos um iniciador por conjunto se estende por uma fronteira intron. Como alternativa, use o tratamento DNase para reduzir a contaminação genômica. </li><li> Coletartecidos de insecto, tal como descrito na secção anterior. Calcule quanto tecido é obrigada a fornecer RNA suficiente para completar todas as reações qRT-PCR. NOTA: triplicado Biológica e reações triplicado técnicos irá proporcionar o máximo de confiança nos resultados. </li><li> Calcule quantificação gene relativo como alvo X - (Ct [alvo] -Ct [referência]) para cada gene alvo e médio para cada réplica, tanto biológica quanto técnico. Use gene (s) serviço de limpeza para normalizar valores Ct entre repetições biológicas e para erradicar a escala do eixo Y em comparações de expressão relativa. </li><li> Avaliar a semelhança de RNA-seq e conjuntos de dados de qRT-PCR utilizando o, procedimento de bootstrap equivalência com base em regressão 9, aplicada iterativamente, para os dados a partir de cada tecido. NOTA: Este procedimento identifica a mais pequena &quot;região de semelhança&quot; que pode ser construído em torno dos dados de RNA-seq e qRT-PCR observado, e permitir a expressão do gene como medido pela relação qRT-PCR para ser considerado estatisticamente equivalente à medição da expressão do gene em relação ao ARN-seq. </li></ol>

<ol><li>Klun, J. A., Khrimian, A., Debboun, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repellent+and+deterrent+effects+of+SS220%2C+picaridin%2C+and+DEET+suppress+human+blood+feeding+by+Aedes+aegypti%2C+Anopheles+stephensi%2C+and+Phlebotomus+papatasi%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Repellent and deterrent effects of SS220, picaridin, and DEET suppress human blood feeding by Aedes aegypti, Anopheles stephensi, and Phlebotomus papatasi.</a> J. Med. Entomol. 43 (1), 34-39 (2006).</li>
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<li>Sparks, J. T., Vinyard, B. T., Dickens, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gustatory+receptor+expression+in+the+labella+and+tarsi+of+Aedes+aegypti%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochem.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Gustatory receptor expression in the labella and tarsi of Aedes aegypti.</a> Insect Biochem. Mol. Biol. 43 (12), 1161-1171 (2013).</li>
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<li>Ramsköld, D., Wang, E. T., Burge, C. B., Sandberg, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+abundance+of+ubiquitously+expressed+genes+revealed+by+tissue+transcriptome+sequence+data%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Comput.+Biol%22%5BJournal%5D)">An abundance of ubiquitously expressed genes revealed by tissue transcriptome sequence data.</a> PLoS Comput. Biol. 5 (12), e1000598(2009).</li>
<li>Wagner, G. P., Kin, K., Lynch, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+based+criterion+for+gene+expression+calls+using+RNA-seq+data%5BTitle%5D)+AND+%22Theory+Biosci%22%5BJournal%5D)">A model based criterion for gene expression calls using RNA-seq data.</a> Theory Biosci. 132 (3), 159-164 (2013).</li>
<li>Hart, T., Komori, H. K., LaMere, S., Podshivalova, K., Salomon, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Finding+active+genes+in+deep+RNA-seq+gene+expression+studies%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Genomics%22%5BJournal%5D)">Finding active genes in deep RNA-seq gene expression studies.</a> BMC Genomics. 14 (778), (2013).</li>
<li>Isono, K., Morita, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+cellular+designs+of+insect+taste+receptor+system%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Cellu.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Molecular and cellular designs of insect taste receptor system.</a> Front. Cellu. Neurosci. 4 (20), 1-16 (2010).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

O aspecto mais desafiador de potenciais de ação de gravação de sensilla gustativa é decidir quais as respostas são &quot;normais&quot;. Quando se emprega única ponta sensillum gustativa gravação pela primeira vez para uma determinada espécie de inseto, o número total e sensibilidade dos neurônios dos receptores gustativos (GRNs) são provavelmente desconhecido. Muitas gravações preliminares são primeiros obrigados a decidir o alcance e as concentrações de produtos químicos para testar. Neste exemplo, que começaram com a ...

Compostos como DEET, Picaridin, Citronelal e IR3535 foram mostrados para repelir os mosquitos de forma eficaz, incluindo os importante vetor da doença Aedes aegypti 1,2. Registramos potenciais de ação de neurônios sensoriais associados com sensilla gustativa específica para determinar as células envolvidas com mosquito repelência. Juntamente com a jusante sequenciação de genes expressos nestes tecidos, que pode identificar os genes mais provável que medeiam as respostas destas células, a fim de rastrear novos compostos para melhorar a capacidade de repelência. RNA-seq é uma ferramenta poderosa, rapidamente se tornando padrão para controlar alterações temporais e espaciais na expressão gênica. Analisa RNA-seq de apêndices quimio insectos e órgãos foram usadas para descobrir receptores moleculares em várias espécies de insectos 3-5, melhorando consideravelmente em pesquisas de genes baseados em PCR convencional pelo gene 6. Insetos representar a classe animal mais diverso, prétando muitas oportunidades para estudar a relação entre os genes e os fenótipos únicos. Tecnologia de RNA-seq pode ser empregue em qualquer tecido de insectos vivos. Da mesma forma, a gravação electrofisiológica de células sensoriais dentro sensilas gustativa uniporous pode ser conseguido de muitas diferentes espécies de insectos. O emparelhamento das duas técnicas, permite que os pesquisadores para reduzir os genes envolvidos no conjunto de um fenótipo chemosensory observado. Diferentes espécies apresentará desafios específicos, mas podem informar a conexão entre genes de receptores de quimio e uma adaptação chemosensory. O tamanho ea morfologia dos chemosensory sensilla é variável e poderá exigir solução de problemas durante a gravação de potenciais de ação para reduzir o ruído e identificar sinais repetíveis. As dissecções de órgãos quimio pode ser trivial ou delicado e demorado, dependendo da morfologia e tamanho do insecto. Recuperação de RNA de alta qualidade pode exigir alguma resolução de problemas, bem como, tais como evitar certos pigmentos durantecoleta de tecido. Ao demonstrar os efeitos dos compostos repelentes através de ensaios de comportamento é direta e informativa, esta abordagem é demorada e ampla em relação ao mecanismo de ação. Eletrofisiologia juntamente com RNA-seq permite análises mais específicas do que impulsiona comportamentos de esquiva em insetos. Uma vez que o &quot;kit&quot; de discriminação produtos químicos foi identificado em uma espécie de insecto, tentativas mais específicos para melhorar repelentes conhecidos são possíveis. Receptores e proteínas associadas em células sensoriais responsáveis ​​por estes comportamentos podem ser expressas de forma heteróloga para o rastreio química directa. Além disso, modelagem molecular pode prever quais os produtos químicos que induzem respostas fortes de estes receptores 7. O instantâneo de todos os genes activos num conjunto restrito de tecidos quimio pode também ser útil na identificação de genes semelhantes noutras espécies. Usando homologia de sequência e de expressão de similarities, os investigadores podem formar conjuntos de receptores moleculares mais provável que medeiam respostas aos repelentes que são amplamente eficaz de insectos. Nós apresentamos o seguinte protocolo para auxiliar os pesquisadores na desconstrução vias quimio insetos e persuadir mais se aprofundar no neuroethology de não-modelo e insetos de importância econômica.

<table><tbody><tr><td>Capilar de vidro</td><td>A-M Systems</td><td>628000</td><td>Standard, 1,5 mm X 0,86 mm, 4"Silver</td></tr> <tr><td>wire</td><td>A-M Systems</td><td>7875.015</td><td>" nu</td></tr><tr><td>Fio de tungstênio</td><td>Alfa Products</td><td>369</td><td>0,127 mm de diâmetro</td></tr><tr><td>Pinça fina</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252</td><td>#5SF Estágio</td></tr><tr><td>refrigerado</td> Inox <td>BioQuip Products</td><td>1429</td><td>Chill Pré-amplificador de mesa</td></tr><tr><td></td> Software <td>pré-amplificador</td><td>Syntech</td><td>Taste Probe</td></tr><tr><td>para eletrofisiologia</td><td>Software Syntech</td><td>Autospike</td><td>para eletrofisiologia</td></tr><tr><td>Comida para peixes TetraMin</td><td>Grânulos de comida para peixes</td><td>tropicais comida de peixe moída a pó fino</td><td></td></tr><tr><td>TRIzol</td><td>Life Technologies</td><td>15596-026</td><td>Reagente de isolamento</td>de</tr><tr><td>RNA RNeasy Plus Mini Kit</td><td>Qiagen</td><td>74136</td><td>inclui eliminador de gDNA e colunas de rotação RNeasy</td></tr><tr><td>Espectrofotômetro Nanodrop</td><td>Produtos Nano Drop</td><td>Espectrômetro de mesa</td><td>ND-1000</td></tr><tr><td>R estatísticas</td><td>freeware (criado por Robert Gentleman e Ross Ihaka)</td><td>www.r-project.org</td><td>Use a função lm do pacote stats e a função equiv.boot do pacote de equivalência no ambiente de computação R.</td></tr><tr><td>Suporte para tubos de 1,5 ml</td><td>Evergreen</td><td>240-6388-030</td><td>Despeje nitrogênio líquido em alguns poços vazios para congelar e moer o tecido.</td></tr><tr><td>Tubos de coleta de 1,5 ml com pilão</td><td>Grainger</td><td>6HAX6</td><td>RNase free</td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Thermo Scientific</td><td>11178160</td><td>Gire o tecido congelado para mantê-lo no fundo do tubo de 1,5 ml.</td></tr><tr><td>Primer-BLAST Primer Ferramenta de design</td><td>NCBI</td><td>n / a</td><td></td></tr></tbody></table>

fisiológicas recordings e rna sequenciação dos gustativas appendages do mosquito-febre amarela aedes aegypti

Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti

O registro eletrofisiológico dos potenciais de ação dos neurônios sensoriais dos mosquitos fornece aos investigadores um vislumbre da percepção química desses vetores de doenças. Recentemente, identificamos um neurônio sensor amargo no labelo de fêmeas de Aedes aegypti que responde ao DEET e outros repelentes, bem como ao quinino amargo, por meio de investigação eletrofisiológica direta. Essas respostas dos neurônios receptores gustativos levaram ao nosso sequenciamento do mRNA total de amostras masculinas e femininas de labelos e tarsos para elucidar os genes de quimiorrecepção putativos expressos nesses tecidos de quimiorrecepção de contato. As amostras de tarso foram divididas em subtipos pró, meso e metatorácico para ambos os sexos. Em seguida, validamos nosso conjunto de dados conduzindo qRT-PCR nas mesmas amostras de tecido e usamos métodos estatísticos para comparar os resultados entre os dois métodos. Estudos que abordam a função molecular podem agora ter como alvo genes específicos para determinar aqueles envolvidos na percepção repelente por mosquitos. Essas vias receptoras podem ser usadas para rastrear novos repelentes para interromper o comportamento de busca de hospedeiro para conter a propagação de vírus nocivos.

As gravações de traço de potenciais de ação de Ae. sensilas gustativa aegypti (Figura 1) demonstrar a eficácia da estimulação directa com uma gama de produtos químicos. Esta técnica pode ser usada para quantificar respostas a qualquer químico estimulador contando picos de uma determinada amplitude e duração ao longo de um intervalo de tempo razoável (geralmente menos do que 500 ms). Gravações de rastreamento deve ser facilmente reproduzíveis sob um dado conjunto de condições experiment...

O uso de dois métodos para estimar a expressão do gene nos principais apêndices gustativas de Aedes aegypti, identificamos o conjunto de genes putativamente subjacentes às respostas neuronais para compostos amargos e repulsivas, conforme determinado pelo exame eletrofisiológico.

Fisiológicas Recordings e RNA Sequenciação dos gustativas Appendages do Mosquito-febre amarela Aedes aegypti

Electrophysiological recording of action potentials from sensory neurons of mosquitoes provides investigators a glimpse into the chemical perception of ...

O objetivo geral deste procedimento é observar as respostas dos neurônios gustativos em insetos e medir a expressão gênica em tecidos gustativos. Isso é feito registrando primeiro as respostas de cabelos gustativos específicos a vários gostos em diferentes concentrações. O segundo passo é dissecar cuidadosamente os tecidos gustativos.Em seguida, separe as amostras por sexo e apêndice. Em seguida, isole o RNA total de cada amostra de tecido e crie preparações de CD NA para sequenciamento de próxima geração e QPCR. A etapa final é analisar os dados de expressão gênica e formar hipóteses, como a forma como os genes sensoriais de quimioterapia expressos medeiam respostas fisiológicas aos gostos dos insetos.Em última análise, os registros eletrofisiológicos são usados para mostrar a faixa receptiva do sistema gustativo do inseto e o sequenciamento de RNA do tecido gustativo é usado para destacar os componentes genéticos mais importantes da recepção gustativa. Geralmente, os indivíduos novos nesses métodos terão dificuldades devido ao pequeno tamanho da quimioterapia dos insetos. Apêndices sensoriais.Seja dissecando ou registrando pequenos órgãos de insetos, a prática em pacientes é a chave para dominar essas técnicas. Para iniciar este procedimento, puxe um eletrodo de gravação de ponta fina em um extrator de pipeta com um capilar de vidro sob o microscópio de dissecação. Quebre cuidadosamente a ponta do eletrodo para que sua abertura seja larga o suficiente para envolver o centum-alvo, mas pequena o suficiente para evitar o contato com as estruturas vizinhas.Em seguida, anestesie dois a quatro insetos adultos no freezer a menos 20 graus Celsius por 20 segundos. Depois disso, imobilize um dos insetos usando uma lamínula com pequenas tiras de fita celofane. Sob o microscópio.Identificar a sensibilidade alvo pela sua morfologia e posição e orientar o animal de modo a permitir o livre acesso a ela a partir do ângulo de entrada do eléctrodo. Em seguida, insira um fio de tungstênio em seu tórax dorsal. Para servir como eletrodo de aterramento, encha o eletrodo de vidro da ponta com uma solução estimulante de interesse.Retire as bolhas de ar enquanto mantém a ponta para baixo. Insira um fio de prata no eletrodo para servir como eletrodo de gravação e estimulação. Depois disso, conecte os eletrodos a um pré-amplificador, o que permite a redução do tempo de estabilização para captar a atividade neuronal.O pré-amplificador é conectado a um computador equipado com software de gravação de pico para coletar, armazenar e analisar sinais elétricos. Agora estimule o centum com uma solução de controle para garantir sua funcionalidade. Conte os picos começando 200 milissegundos após o artefato de estímulo.Para obter os resultados da resposta à dose. Expor o centum a concentrações crescentes do produto químico experimental e permitir intervalos mínimos de três minutos entre as estimulações para assegurar uma recuperação adequada. Neste procedimento, prepare um refrigerador raso com gelo seco.Para os tubos de coleta de tecido, rotule os tubos de tampa de pressão sem RNA de 1,5 mililitro para a coleta de diferentes tipos de tecido. Mantenha os tubos fechados para evitar excesso de condensação. Em seguida, anestesiar 30 a 40 mosquitos no freezer de 20 graus Celsius negativos por 15 a 30 segundos.Em seguida, transfira os mosquitos anestesiados para um estágio frio e classifique por sexo. Vire o lado dorsal dos insetos para baixo segurando suas asas, tomando cuidado para não danificar os apêndices gustativos. Sob um microscópio de dissecação, disseque o rótulo emparelhado Bella ou tarso de machos ou fêmeas, segurando suavemente o mosquito pro Bois logo proximal ao rótulo.Bella com um par de pinças para expor o estilete interno e remover a etiqueta com o outro par de pinças. Em seguida, coloque o tecido no tubo de coleta a frio para o tecido do tarso. Segure suavemente a perna do mosquito na junção da tíbia e do primeiro segmento do tarso e remova o tarso.Em seguida, coloque o tecido no tubo rotulado a frio. Gire os tubos de coleta por um minuto em uma centrífuga de zero grau Celsius a 9.000 vezes a gravidade para manter o tecido no fundo do tubo. Se a umidade se acumular nos tubos de coleta durante a dissecção, adicione 50 microlitros de reagente de triol frio para cobrir e proteger o tecido coletado.Congele os tubos no rack de tubos de 1,5 mililitro contendo nitrogênio líquido. Depois disso, prepare os pilões livres de RNA bem ajustados, resfriando-os em gelo seco antes da ruptura do tecido. Em seguida, triture o tecido em pó fino e repita mais uma vez.Traga o volume total de triol para um mililitro e resus. Suspenda o tecido fundamental por vórtice. Depois disso, adicione 200 microlitros de clorofórmio ao tecido moído e misture bem.Após cinco minutos à temperatura ambiente, gire-o na centrífuga a quatro graus Celsius a 11.000 vezes a gravidade por 15 minutos. Adicione cuidadosamente a camada aquosa diretamente a uma coluna de filtro de DNA genômico. Em seguida, gire-o a 11.000 vezes a gravidade por cinco minutos.Adicione um volume igual de RNAs livres de 70% de etanol ao fluxo e misture por pipetagem. Transfira o líquido para uma coluna de coleta de RNA e continue a extração de RNA. Depois disso, quantifique e avalie a pureza do RNA total em um espectrofotômetro de precisão e prossiga com qualquer método de sequenciamento de RNA padrão.Os registros de traços de potenciais de ação da illa gustativa E GTI do auxiliar demonstram a eficácia da estimulação direta com a gama de produtos químicos. Essa técnica pode ser usada para quantificar as respostas a qualquer produto químico estimulante, contando os picos de uma determinada amplitude e duração em um intervalo de tempo razoável de menos de 500 milissegundos. Esses três picos correspondem a três subtipos de neurônios sensoriais com diferentes sensibilidades.As réplicas biológicas para conjuntos de dados de RNA-Seq podem ser limitadas pelo custo ou dificuldade de coleta de tecido. Q-R-T-P-C-R oferece a capacidade de validar pequenos subconjuntos de expressão gênica total a um custo menor e requer menos fonte. O RNA mostrado no painel esquerdo lado a lado é uma comparação entre a expressão relativa determinada pelo RN Aeq e a expressão relativa determinada pelo Q-R-T-P-C-R.Esses dois métodos dependem de diferentes químicas para a estimativa da abundância de genes. As funções de equivalência estatística exibidas graficamente no painel direito demonstram os limites de certeza em cada caso. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como dissecar o tecido do inseto para isolamento de RNA e registrar sinais neurais dos pêlos gustativos de insetos vivos.

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JoVE Journal

Biology

Biologia

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