Name: Citometria de Fluxo protocolos para a superfície e intracelular Antigen análises de tipos de células neurais (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-18T15:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 5 s
Description: Aprenda citometria de fluxo para análise de antígenos de superfície e intracelulares em células neurais. Este método permite identificar subpopulações específicas e estudar a função celular em neurociência.

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Nosso programa de pesquisa é financiado pelo Programa Emmy Noether da Fundação Alemã de Pesquisa (DFG), concessão PR1132/3-1. O apoio adicional da Fundação Müller-Fahnenberg da Universidade de Freiburg é reconhecido com gratidão. Este estudo foi apoiado em parte pela Iniciativa de Excelência da Fundação Alemã de Pesquisa (GSC-4, Spemann Graduate School).

1. Neural colheita celular <ol><li> Avaliação por microscópio: <ol><li> Antes de iniciar um experimento, verificar o estado da cultura com brilhante-campo ou microscopia de contraste de fase. NOTA: Enquanto o tecido neural primário obtido a partir de dissecações é, em princípio, igualmente passível de análise por citometria de fluxo 14,28, por favor, note que o foco do protocolo está em células obtidas de sistemas in vitro de células neurais. </li></ol></li><li> Colheita de células 7: <ol><li> Lavar suavemente o prato / frasco de células aderentes com Mg2 + / Ca2 + livre salina tamponada com fosfato (PBS) à temperatura ambiente (por exemplo, 5 ml para o frasco T75, 3 ml por poço de placa de 6 poços, ou 10 ml de prato de 10 cm). NOTA: O PBS usado durante todo o protocolo é Mg2 + / Ca2 + livre. <ol><li> Para o exemplo de vídeo, utilizar um frasco T75 de células de neuroblastoma SH-SY5Y em 80% de confluência. Aplicar etapas de lavagem suplementar nos casos emdetritos considerável está presente no prato. </li><li> Considere 48 lavagens com PBS, contendo albumina de Percoll, ou de centrifugação de Ficoll 49 gradientes de soro e / ou grânulos comercialmente disponíveis 50,51. A remoção da mielina e outros lípidos ou de outros contaminantes é crítica, especialmente quando as fontes de tecidos adultos primários estão a ser utilizados. </li></ol></li><li> Adicionar pré-aquecido (37 ° C) substituição de tripsina a um volume apropriado que cobre toda a superfície do recipiente de cultura de tecidos. NOTA: Como alternativa, considere Accutase ou outras opções de digestão enzimática. Este passo crítico pode afetar negativamente a expressão epitopo superfície (ver 7). </li><li> Incubar o prato / frasco a 37 ° C durante 2-5 minutos (dependendo do tipo de célula) para permitir que as células a separar. Bata levemente o vaso de cultura de tecidos ou flush com uma pipeta sorológica para desalojar as células. Evitar o excesso de digestão (pois isso pode causar a perda de células e coagulação em etapas posteriores). </li><li> Quench a substituição da tripsina por adição de duas vezes o volume de tampão de fluxo (2% de FBS em PBS) e recolher as células num tubo de 15 ml. </li><li> Triturar suavemente a suspensão de células utilizando uma pipeta de microlitro (100 - 1000 uL) ou uma pipeta de 5 ml serológico para preparar uma suspensão de célula única. </li><li> Centrifuga-se as células a 220 xg durante 5 min a 25 ° C. Aspirar cuidadosamente o sobrenadante deixando um pelete de trás. </li><li> Re-suspender o sedimento num volume apropriado de tampão de fluxo, dependendo do tamanho da pastilha (por exemplo, para um frasco T75 confluente de células SH-SY5Y o rendimento típico é de pelo menos 10 x 10 6 células, caso em que as células são ressuspensas em 5 ml de tampão de fluxo). NOTA: Se forem observados pedaços maiores ou coagulação, filtrar através de um 30 - malha 100 mm. </li></ol></li><li> A contagem das células 52: <ol><li> Transferir uma pequena alíquota da suspensão de células para um tubo de microcentrífuga e diluir em uma proporção definida em um volume de trypan azul ou um corante de viabilidade alternativa antes da transferência para um hemocitômetro ou sistema de contagem de células automatizado. </li><li> Dilui-se a suspensão de células para uma concentração de 1 x 10 6 células viáveis ​​/ ml através da adição do volume apropriado de tampão de fluxo ou PBS com 0,1% de BSA (se prosseguir com a rotulagem CFSE). NOTA: iodeto de propídio, D-7 aminoactinomycin, anexina V e comercialmente disponíveis kits de ensaio viabilidade solucionáveis ​​representam opções alternativas, a fim de avaliar a viabilidade das células. Além disso, ensaios de apoptose caspase-3 utilizando a fluorescência como anteriormente descrito 53 pode ser usado. Canais fluorescentes serão &quot;ocupado&quot; por estes reagentes que podem limitar as opções para passos subsequentes, se incluído em todas as amostras. </li></ol></li></ol> 2. Corante intracelular Etiquetagem Usando CFSE (Figura 3) <ol><li> Dilui-se a CFSE para uma concentração do material desejado que pode ser facilmente utilizado. NOTA: Para estas experiências a concentração de ações de0,01 mM foi usada. Determinar a concentração de trabalho ideal de CFSE empiricamente. </li><li> Adicionam-se 10 ul de uma solução 0,01 mM de CFSE por ml de células (Secção 1.3.2, concentração de 1 x 10 6 células / ml em PBS + BSA a 0,1%) para uma concentração final de 0,1 uM. Resumidamente vortex para misturar bem. NOTA: As concentrações de CFSE usados ​​aqui são cerca de dez vezes menor do que os normalmente aplicados em ensaios de proliferação, por conseguinte, a toxicidade celular do corante é mínima. Não observamos efeitos negativos sobre a viabilidade celular. </li><li> Incubar durante 5 min à temperatura ambiente com agitação constante (200 rpm). Proteger da luz. </li><li> Extingue-se o corante por adição de 5 volumes de tampão de fluxo para os tubos. Centrifuga-se a 94 x g durante 5 min à TA. </li><li> Descartar o sobrenadante deixando um pelete de trás. Re-suspender as células com 5 volumes de tampão de fluxo. </li><li> Centrifuga-se a 94 x g durante 5 min à TA. Descartar o sobrenadante e ressuspender as células em tampão de fluxo a uma concentração de 1 x 10 6 células /<html> ml. </li><li> Adicionar um número igual de células não coradas de interesse para a suspensão de células coradas. Proceder à tona protocolo de coloração antígeno (Seção 3). </li></ol><img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52241/52241fig3highres.jpg" width="700" /> Figura 3. Detecção de expressão diferencial entre o antigénio de superfície CD duas linhas de células por células SH-SY5Y neuroblastoma CFSE corante rotulagem. São pré-marcado com CFSE, para posterior identificação em comparação com fibroblastos BJ não marcados. Co-coloração da amostra mista (painéis à direita) com marcadores de superfície CD24 ou CD54 (ambos conjugados com APC) demonstra que as linhas celulares são facilmente distinguíveis devido à coloração CFSE (Setas = SH-SY5Y; setas = fibroblastos BJ). A maioria das células SH-SY5Y expressam CD24, mas não CD54 (ICAM-1). Em contraste, os fibroblastos BJ (CFSE-negativo) são positivas para CD54, mas amplamente negativo para CD24.Target &quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/52241/52241fig3highres.jpg&quot; = &quot;_ blank&quot;&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. 3. celular coloração da superfície <ol><li> Etiqueta de tubos, incluindo amostras e controlos críticos (ver Tabela 1). </li></ol><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Tubo não. </td><td> Nome da amostra </td><td> Antigen-fluorophore </td><td> Diluição </td></tr><tr><td> 1 </td><td> Células não coradas </td><td> - </td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td> Manchado Individual </td><td> CD24-APC </td><td> 01:50 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> Manchado Individual </td><td> TUJ1-Alexa 488nm fluor </td><td> 1: 2000 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> Duplo manchado </td><td> CD24-APC </td><td> 01:50 </td></tr><tr><td></td><td></td><td> TUJ1-Alexa 488nm fluor </td><td> 1: 2000 </td></tr><tr><td> 5 </td><td> Manchado Individual</td><td> Secundária só: Alexa 488nm fluor </td><td> 1: 2000 </td></tr></tbody></table> Tabela 1. L ist de tubos para ser incluído em um fluxo típico citometria experimento. A tabela mostra um conjunto mínimo de tubos de amostra necessários para uma experiência de co-coloração descrito neste artigo de vídeo. Um experimento ideal deve incluir todos os controles necessários (e positivas, bem como controles negativos de compensação) para a interpretação precisa dos resultados obtidos. <ol start="2"><li> Adicionar 100 ul de suspensão de células (a partir da Secção 2.7 ou 1.3.2) a cada tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. NOTA: Certifique-se de um mínimo de 0,1 x 10 6 células estão presentes por 100 mL de suspensão de células. </li><li> Adicionar fluoróforo anticorpo conjugado com a amostra a uma diluição adequada. NOTA: Determinar a diluição de trabalho de cada um dos anticorpos, antes da experiência. Ver Tabela 2 para uma lista of antigénios de superfície neurais. </li></ol><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Antígeno </td><td> Tipo celular </td><td> Referência </td></tr><tr><td> CD15 </td><td> As células estaminais neurais </td><td> [28, 67] </td></tr><tr><td> CD24 </td><td> Células neuronais </td><td> [28, 68] </td></tr><tr><td> CD29 </td><td> As células estaminais neurais </td><td> [28, 69, 70] </td></tr><tr><td> CD44 </td><td> As células da glia </td><td> [25] </td></tr><tr><td> CD49f </td><td> As células estaminais neurais </td><td> [38] </td></tr><tr><td> CD56 (NCAM) </td><td> Células neuronais </td><td> [71] </td></tr><tr><td> CD133 </td><td> As células estaminais neurais </td><td> [27] </td></tr><tr><td> CD184 </td><td> Células-tronco neurais e células gliais </td><td> [25] </td></tr><tr><td> CD200 </td><td> Células neuronais </td><td> [38] </td></tr><tr><td> CD271 </td><td> Células-tronco da crista neural </td><td&gt; [25] </td></tr><tr><td> A2B5 </td><td> As células da glia </td><td> [31] </td></tr><tr><td> CORIN </td><td> Precursores dopaminérgicos </td><td> [35, 36] </td></tr><tr><td> FORSE1 </td><td> Células-tronco neurais (NSC) </td><td> [72] </td></tr><tr><td> GLAST </td><td> As células da glia </td><td> [33] </td></tr><tr><td> NG2 </td><td> As células da glia </td><td> [32] </td></tr></tbody></table> Tabela 2. Selecção de antigénios de superfície neurais. Esta tabela fornece uma lista de epítopos de superfície que se verificou ser expresso por diversos tipos de células neurais para exemplificar o aumento painel de antigénios de superfície utilizados para caracterizar a linhagem neural. Note-se que esta selecção está longe de ser completa e que a maioria destes marcadores são também expressos por uma variedade de outras células neurais e não neurais. Por conseguinte, as combinações de vários marcadores será necessária para melhor definir e isolar os subconjuntos neurais indicados. <ol start = &quot;4&quot;&gt; <li> Incubar durante 30 min num agitador orbital (200 rpm) no escuro. </li><li> Tampão de lavagem de fluxo <ol><li> Adicionar 1 ml de tampão de fluxo para os tubos. Centrifugar a 380 g durante 4 min a 4 ° C. </li><li> Descartar o sobrenadante deixando um pelete de trás. </li></ol></li><li> Repita o passo de lavagem de novo. </li><li> Após a segunda lavagem, decantar o sobrenadante e ressuspender as células em tampão de fluxo para um volume final de 100 ul. </li><li> Use amostra para análise de citometria de fluxo. Como alternativa, proceder com a Seção 4 e 5. NOTA: Se as células estão a ser classificado e colocado de volta na cultura pós-FACS (ou seja, a suspensão de células viáveis ​​sem fixação ou permeabilização), aplicar técnicas de assepsia durante a colheita, a coloração e as etapas de análise. </li></ol> 4. Fixação e permeabilização 38 <ol><li> Fixação com paraformaldeído (PFA): <ol><li> Preparar tampão de fixação contendo 2% de PFA em PBS. <br/&gt; NOTA: PFA é prejudicial aos seres humanos e ao meio ambiente. Usar equipamento de protecção individual adequado e descarte de resíduos, de acordo com os regulamentos locais. </li><li> Adicionar 500 ul de tampão de fixação de 100 ul de suspensão de células. </li><li> Incubar os tubos à temperatura ambiente durante 15 min num agitador orbital (100 rpm) no escuro. </li></ol></li><li> PBS lavagem: <ol><li> Adicionar 1 ml de PBS ao tubo. Centrifuga-se a 380 xg durante 3 min a 4 ° C. </li><li> Descartar / decanta-se o sobrenadante deixando aproximadamente 100 ul do tubo. </li></ol></li><li> Permeabilização com Tween-20: <ol><li> Preparar tampão de permeabilização que contém 0,7% de Tween-20 em PBS. </li><li> Adicionar 500 ul de tampão de permeabilização de 100 ul de suspensão de células. </li><li> Incubar os tubos à temperatura ambiente durante 15 min num agitador orbital (100 rpm) no escuro. </li></ol></li><li> Lavar as células uma vez com PBS (como descrito na Secção 4.2) e remover o sobrenadante do co tubosmpletely, deixando apenas o sedimento atrás. </li></ol> 5. Coloração Intracelular Antigen 38 (Figura 4) <ol><li> Preparação das soluções de anticorpos primários: <ol><li> Dilui-se os anticorpos primários em tampão de diluição contendo 1% de albumina de soro bovino, 10% de soro (por exemplo, burro ou soro de cabra normal) e 0,5% de Tween-20 em PBS. NOTA: Escolha o soro a ser utilizado, dependendo da espécie os anticorpos secundários foram levantados no. </li><li> Alternativamente, usar Zenon rotulagem de fluoresceína o anticorpo primário de acordo com as instruções do fabricante. <ol><li> Prepare 1 jig de anticorpo primário em PBS a uma diluição adequada (volume total ≤ 20 ul). </li><li> Adiciona-se 5 ul de reagente de marcação Zenon fluoresceína IgG (Componente A) à solução de anticorpo. </li><li> Incubar a mistura durante 5 minutos à temperatura ambiente. </li><li> Adiciona-se 5 ul de reagente de bloqueio Zenon (Componente B) à mistura de reacção. </li><li> Incubara mistura durante 5 minutos à temperatura ambiente. Aplicar o anticorpo com a amostra em 30 min. </li></ol></li></ol></li><li> Coloração de anticorpo primário: <ol><li> Adicionar 100 ul da solução de anticorpo primário para a pelete de células e tritura-se suavemente para misturar. </li><li> Alternativamente, adicionar Zenon anticorpo marcado com fluoresceína para a suspensão de células na diluição apropriada. </li><li> Incubar os tubos à temperatura ambiente durante 30 min num agitador orbital (200 rpm), protegida da luz. Lavar as células uma vez com PBS (como descreve na Secção 4.2) e remover o sobrenadante dos tubos completamente, deixando apenas o sedimento atrás. </li></ol></li><li> Coloração do anticorpo secundário (não necessária para os anticorpos Zenon fluoresceína marcados): <ol><li> Dilui-se os anticorpos secundários em PBS a uma concentração apropriada. </li><li> Adicionar 100 ul da solução de anticorpo secundário para a pelete de células e tritura-se suavemente para misturar. Incubar os tubos à temperatura ambiente durante 30 min num agitador (200 rpm) no escuro. </li></ol></li><li> Lavam-se as amostras duas vezes com PBS (como descrito na Secção 4.2). </li><li> Lavar uma vez com tampão de fluxo (ver secção 3.5). </li><li> Re-suspender as células em cerca de 150 ul de tampão de fluxo e analisar no citómetro de fluxo. </li></ol><img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52241/52241fig4highres.jpg" width="700" /> Figura 4. Co-coloração de superfície e proteínas intracelulares. A citometria de fluxo de dados exemplifica uma comparação entre baseada em anticorpo primário + secundário contra a coloração intracelular com base em fluoresceína Zenon em combinação com coloração de superfície. Positividade exclusiva no eixo y (quadrante superior esquerdo) e o eixo x (quadrante inferior direito) mostra células coradas para MAP2 e CD24, respectivamente. Após co-coloração, MAP2 partilhada e expressão de CD24 pode ser visto no quadrante superior direito (painéis da direita). Comparação do usoAlexa Fluor 488. (Top; AF488) versus Zenon fluoresceína (em baixo) para os rendimentos de rotulagem MAP2 resultados semelhantes <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52241/52241fig4highres.jpg" target="_blank">por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> 6. Fluxo de análise de citometria <ol><li> Realizar uma análise de citometria de fluxo, imediatamente após a conclusão do protocolo de coloração utilizando um citómetro de fluxo com filtros adequados para a detecção de sinal. Use 488 nm laser vermelho nm azul e 640 com FL-1 (533/30), FL-2 (585/40), e filtros FL-4 (675/25) de banda. </li><li> Configure portas primárias com base na dispersão frontal e lateral excluindo detritos e células mortas. </li><li> Definir portões fluorescência para superfície e antígeno intracelular para ≤0.5% com base nas amostras não coradas e indemnizações por sobreposição espectral usando controles manchadas de solteiro. </li></ol>

Os autores declaram não haver potenciais conflitos de interesse.

O protocolo aqui apresentado é bem estabelecido para as culturas de células neurais derivadas de células estaminais humanas, mas pode ser igualmente aplicado a outras fontes de células neurais, incluindo tecido primário ou linhas de células neuronais. Para além das fontes embrionárias, células estaminais ou progenitoras neurais pode ser extraído a partir das regiões do cérebro adulto neurogénicos 27. Além disso, a citometria de fluxo e FACS pode ser explorada para quantificar, analisar e isolar várias populaç...

A citometria de fluxo foi explorado extensivamente em imunologia, hematologia e oncologia para definir populações de células através de dispersão propriedades intrínsecas, a expressão do antigénio da superfície celular, e outros parâmetros de fluorescência 1-3. Os nossos insights sobre desenvolvimento linhagem de sangue e doença são o resultado de um significativo grau de refinamento contínuo desta metodologia após a sua implementação inicial de 4,5. O aumento da consciência do potencial analítico quantitativo e global de citometria de fluxo tem incentivado recentemente o seu uso mais difundido na pesquisa com células-tronco e pode permitir semelhante profunda progresso em um tempo mais curto 6. No entanto, a aplicação da citometria de fluxo para analisar especificamente e isolar populações neuronais tem sido entendida como um desafio. Em contraste com as células hematopoiéticas que existem naturalmente em suspensão, os tipos de células neuronais são tipicamente colhidas de fontes excessivamente complexas que podem incluir células gliais e vários outras células circundantes, bem como uma intrincada rede de neurônios portadores de processo. Consequentemente, neurobiologia ainda tem que implementar a versatilidade de citometria de fluxo para o seu potencial completo em rotinas do cotidiano da pesquisa. No entanto, desde que uma única suspensão de células viáveis ​​podem ser gerados (e protocolos têm sido desenvolvidos e optimizados para esse fim 7), citometria de fluxo e de células activadas por fluorescência (FACS) pode ser considerado um elemento valioso do repertório analítico em neurobiologia 8-11. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52241/52241fig1highres.jpg" width="600" /> . Figura 1. Princípio da análise de citometria de fluxo e componentes de um citômetro de fluxo Fluxo cytometers compreendem três sistemas principais: fluídicos, óptica e eletrônica. Um fluxo simplificado de células em suspensão (preparada a partir de tecido primário ou em cultura in vitro) é realizada pela bainha Fluid através de focagem hidrodinâmica, a limitação da amostra para o seu núcleo central. As peças ópticas são compostos de lasers que iluminam o fluxo de células e os filtros ópticos que encaminham o sinal para os detectores apropriados. Os sinais de luz detectados são convertidos em sinais eletrônicos, posteriormente processadas por um computador e visualizadas em um monitor para análise de dados e gating. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52241/52241fig1highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> Usuários de métodos de citometria de fluxo de lucro de pelo menos um conhecimento básico dos fundamentos subjacentes, incluindo blocos de construção de um citómetro (para revisão ver 12,13; também veja a Figura 1). Um feixe de raios laser intersecta com um fluxo de fluidos hidrodinamicamente focado que contém as células em suspensão, que por sua vez, passam através do feixe de laser em um ficheiro único &quot;um após o outro. O Interceptino de uma célula (ou qualquer outra partícula, para esse efeito) com os resultados de laser na dispersão de luz a partir deste ponto de interrogação. Luz dispersada pode ser detectada na continuação da direcção de laser (dispersão frontal, associada ao tamanho da partícula), bem como perpendiculares à sua direcção (dispersão lateral; reflectindo a granulosidade da partícula / célula). Estas propriedades de dispersão acima mencionados não exigem rotulagem específica, razão pela qual uma amostra não marcado (ou também os restos celulares, bolhas de ar, etc.) gerará um sinal (evento) na dispersão para a frente bivariada e lado dispersão comumente usado para gating inicial. Ao utilizar os lasers e filtros específicos para os espectros de excitação e de emissão correspondente adequadas, uma célula pode ser analisada quanto a sua positividade, o nível de intensidade, ou na ausência de marcadores fluorescentes. A maioria das aplicações de citometria de fluxo têm-se centrado na caracterização através de antigénios da superfície celular. Ao contrário do lineag hematopoiéticase, a linhagem neural permaneceu menos extensivamente definido de acordo com a superfície de expressão epitopo padrões 5. Uma vantagem de explorar os antigénios de superfície é que as células vivas podem ser submetidas a triagem celular paradigmas tais como FACS. Em contraste, a coloração do antigénio intracelular requer fixação e permeabilização passos para mediar a interacção epitopo-anticorpo, o que impede a jusante aplicações que exigem células viáveis. Digno de nota, tais abordagens ainda permitem inúmeros ensaios quantitativos 14, bem como análises a jusante para RNA e proteína expressão 15. Hematologia, imunologia e oncologia, muitas vezes utilizado mais de uma dúzia de marcadores em conjunto para definir determinadas subpopulações 16. Além disso, citometria de massa ou CyTOF pode agora ser utilizado para analisar se a 30 parâmetros simultaneamente 17,18. Para aplicações de células-tronco neurais, bem como culturas primárias 14,19,20 A heterogeneidade das célulasvitro é um fenômeno comum 21-23. As células não representam a população alvo de interesse encarnar um fator potencialmente confusão para leitura experimental 24,25. Convenientemente, os diferentes tipos celulares presentes dentro de uma suspensão celular heterogénea suportar perfis de expressão de antigénio distintas (conhecidas ou ainda a ser decifrados), que podem ser utilizados para definir estes diferentes populações. A citometria de fluxo pode, portanto, desempenhar um papel crucial na resolução de heterogeneidade celular e, assim, facilitar aplicações biomédicas (ensaios in vitro, de terapia celular) e otimizar a leitura quantitativa, concentrando-se no subconjunto mais relevantes 24,26. Várias combinações de antigénios de superfície foram identificados nos últimos anos para permitir o isolamento e quantificação de tipos de células neuronais específicas. Isto inclui CD133 para o enriquecimento de células estaminais neurais 27, uma combinação dos / CD24 / CD29 antigénios de superfície CD15 para o isolamento da NSC, Differentiated neurônio e células da crista neural 28 ou CD15 / CD24 / CD44 / CD184 / CD271 para isolar neural e subconjuntos gliais 25, entre outras assinaturas 29,30. Além neurônios, marcadores gliais incluem A2B5 31, CD44 25, NG2 32 e GLAST 33. Uma publicação recente tem explorado o mesencéfalo marcador precursor floorplate CORIN 34,35 para enriquecer precursores dopaminérgicos no transplante de células Parkinson paradigmas 36. Moléculas de CD não são apenas marcadores, mas mediadores funcionalmente relevantes de interações célula-célula e da capacidade de uma célula para responder a estímulos a partir de moléculas de matriz extracelular e fatores de crescimento 37. Uma estratégia de reforçar ainda mais o arsenal de antigénios CD combinatórias para caracterizar desenvolvimento da linhagem neural é a utilização de marcadores intracelulares conhecidos para rastrear e definir as combinações de antigénios CD para um tipo particular de célula de interesse. Nós exploramos recentemente essa abordagem e identificaram CD49F - / CD200 padrões de expressão combinatórias altas como uma nova abordagem para o enriquecimento de subconjuntos de neurônios de pluripotentes induzidas sistemas de cultura de células-tronco diferenciadas neurally 38. Aqui, nós incluímos e discutir o último protocolo (e variações opcionais dos mesmos), em que a coloração da superfície e coloração intracelular pode ser utilizado simultaneamente para definir sub-populações de células neurais, por citometria de fluxo. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52241/52241fig2highres.jpg" width="300" /> Figura 2. Diagrama do sistema de opções de protocolos experimentais. A figura ilustra uma representação esquemática dos principais passos envolvidos no protocolo. Passos opcionais (corante CFSE ou rotulagem antígeno intracelular) são indicados por caixas de cinza claro. Após a colheita, é essencial avaliar o número e a viabilidade de células de suspensões de células neuronais antes da coloração da superfície celular. Positivo comobem como os controlos negativos devem ser incluídos em adição às amostras de interesse. As amostras podem ser analisadas por análise de citometria de fluxo e / ou utilizadas em paradigmas de separação de células. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52241/52241fig2highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> Embora se tenha usado previamente anticorpos primários em combinação com anticorpo secundário por 38 coloração intracelular, que agora introduzir a rotulagem não-covalente do anticorpo primário através de fragmentos Fab fluorescentes (rotulagem Zenon) como uma ligeira variação, reduzindo, assim, os passos de manipulação de células 39. Além disso, como mais um exemplo da versatilidade do protocolo, que empregam uma etiquetagem opcional de um subconjunto experimental por carboxifluoresceína éster de succinimidilo (CFSE) antes da coloração de antigénio de superfície. Essa pré-rotulagem CFSE permite a comparação direta imediata de duas linhas celulares ou condições experimentais (CFSE marcado vs. sem rótulo) dentro de um único tubo de amostra, reduzindo variação ou diferenças sutis no tempo de incubação e de poupança de anticorpos. CFSE é um corante fluorescente estabelecido que é comumente usado para rastreamento de células 40, na proliferação 41,42 e barcoding experiências 43,44. Finalmente, embora passos reais (FACS, de separação de células imunomagnï¿½ica ou immunopanning) não fazem parte deste protocolo, em princípio, os procedimentos de colheita e de rotulagem descritos aqui fazer amostras de rendimento que podem ser submetidos a superfície antígeno ou aplicações de classificação baseada em rotulagem intracelulares 15 25,28. Com este artigo, pretendemos: resumir um protocolo de coloração antígeno de superfície viável 25,28, resumir um protocolo para detecção de alvos intracelulares, bem como superfície combinada e análise do antígeno intracelular 38, apresentar uma CFSE marcação com corante passo intracelular 41,45 como um opção experimental para comanalisa comparativo de populações de células neurais, e resumir abordagens para análise de citometria de fluxo (controles apropriados 13,46, gating estratégia e dados apresentação 47).

<table><tbody><tr><td>DMEM/F12 (1:1) (Meio Essencial Modificado por Dulbecco/Mistura Nutricional F-12)</td><td><a href="http://www.lifetechnologies.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Life Technologies</a></td><td>11330057</td><td></td></tr><tr><td>DPBS sem Ca&lt;sup&gt;2+&lt;/sup&gt; Mg&lt;sup&gt;2+&lt;/sup&gt;</td><td><a href="http://www.lifetechnologies.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Life Technologies</a></td><td>14190169</td><td></td></tr><tr><td>Soro bovino fetal, qualificado, aprovado pela União Europeia, origem América do Sul (FBS)</td><td><a href="http://www.lifetechnologies.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Life Technologies</a></td><td>10270-106</td><td></td></tr><tr><td>Aminoácidos não essenciais MEM (100x)</td><td><a href="http://www.lifetechnologies.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Life Technologies</a></td><td>11140035</td><td></td></tr><tr><td>TrypLE Express</td><td><a href="http://www.lifetechnologies.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Life Technologies</a></td><td>12604013</td><td></td></tr><tr><td>Solução de azul de tripano, 0,4%</td><td><a href="http://www.lifetechnologies.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Life Technologies</a></td><td>15250061</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldeído</td><td><a href="http://www.carlroth.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Carl Roth</a></td><td>335.3</td><td></td></tr><tr><td>Albumina sérica bovina (BSA) Fração V</td><td><a href="http://www.gelifesciences.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> PAA Laboratories, Coelbe</a></td><td>K41-001</td><td></td></tr><tr><td>Detergente Tween-20</td><td><a href="http://www.merckmillipore.de" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Calbiochem</a></td><td>655205</td><td></td></tr><tr><td>Éster succinimidil de carboxifluoresceína (CFSE)</td><td><a href="http://www.ebioscience.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> eBioscience</a></td><td>65-0850-84</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td><a href="http://www.applichem.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> AppliChem</a></td><td>A1584</td><td></td></tr><tr><td>Filtros de frasco com membrana de 0,22 &amp;micro;m, 250 ml</td><td><a href="http://www.millipore.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Millipore</a></td><td>SCGPU02RE</td><td></td></tr><tr><td>Frascos para cultivo celular (T 25)</td><td><a href="http://www.thermoscientific.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> NUNC</a></td><td>156367</td><td></td></tr><tr><td>Frascos para cultivo celular (T 75)</td><td><a href="http://www.thermoscientific.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> NUNC</a></td><td>156499</td><td></td></tr><tr><td>Tubos cónicos (15 ml)</td><td><a href="http://www.greinerbioone.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Greiner Bio-One</a></td><td>188271</td><td></td></tr><tr><td>Tubos cónicos (50 ml)</td><td><a href="http://www.greinerbioone.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Greiner Bio-One</a></td><td>227261</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta de Pasteur, vidro (150 mm)</td><td><a href="http://www.stein-labortechnik.de" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> STEIN Labortechnik, Remchingen</a></td><td>S03710150</td><td></td></tr><tr><td>Pontas de pipeta (0,1-10 &amp;micro;l)</td><td><a href="http://www.corning.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Corning</a></td><td>4125</td><td></td></tr><tr><td>Pontas de pipeta (1-200 &amp;micro;l)</td><td><a href="http://www.corning.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Corning</a></td><td>4126</td><td></td></tr><tr><td>Pontas de pipeta (100-1000 &amp;micro;l)</td><td><a href="http://www.corning.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Corning</a></td><td>4129</td><td></td></tr><tr><td>Pipetas serológicas, 5 ml</td><td><a href="http://www.corning.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Corning</a></td><td>4051</td><td></td></tr><tr><td>Pipetas serológicas, 10 ml</td><td><a href="http://www.corning.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Corning</a></td><td>4101</td><td></td></tr><tr><td>Pipetas serológicas, 25 ml</td><td><a href="http://www.corning.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Corning</a></td><td>4251</td><td></td></tr><tr><td>Tubos microcentrífugos (0,5 ml)</td><td><a href="http://www.sarstedt.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Sarstedt</a></td><td>72,699</td><td></td></tr><tr><td>Tubos microcentrífugos (1,5 ml)</td><td><a href="http://www.greinerbioone.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Greiner Bio-One</a></td><td>616201</td><td></td></tr><tr><td>Tubos microcentrífugos (2,0 ml)</td><td><a href="http://www.sarstedt.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Sarstedt</a></td><td>72,695,500</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo monoclonal Anti-Human CD24 APC</td><td><a href="http://www.ebioscience.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> eBioscience</a></td><td>17-0247-42</td><td>Diluição de trabalho 1:50</td></tr><tr><td>Anticorpo monoclonal Anti-Human CD54 PE</td><td><a href="http://www.ebioscience.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> eBioscience</a></td><td>12-0549-42</td><td>Diluição de trabalho 1:50</td></tr><tr><td>Anticorpo policlonal Neuronal Class III &amp;beta;-Tubulin (Tuj1)</td><td><a href="http://www.covance.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Covance</a></td><td>PRB-435P</td><td>Diluição de trabalho 1:2.000</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 Donkey anti Rabbit</td><td><a href="http://www.lifetechnologies.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Life Technologies</a></td><td>A21206</td><td>Diluição de trabalho 1:2.000</td></tr><tr><td>Kit de marcação Zenon&amp;reg; Fluorescein Rabbit IgG</td><td><a href="http://www.lifetechnologies.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Life Technologies</a></td><td>Z-25342</td><td></td></tr><tr><td>Câmara de contagem Neubauer-Improved</td><td><a href="http://www.marienfeld-superior.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Marienfeld</a></td><td>0640010</td><td></td></tr><tr><td>Vortex</td><td><a href="http://www.scientificindustries.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Scientific Industries</a></td><td>G560E</td><td></td></tr><tr><td>Thermomixer comfort</td><td><a href="http://www.eppendorf.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Eppendorf</a></td><td>5355 000.001</td><td></td></tr><tr><td>Citómetro de fluxo Accuri C6</td><td><a href="http://www.bdbiosciences.com/instruments/accuri" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Becton Dickinson (BD)</a></td><td>653118</td><td></td></tr><tr><td>Microcentrífuga refrigerada, PerfectSpin 24 R</td><td><a href="http://www.peqlab.de" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Peqlab</a></td><td>91-PSPIN-24R</td><td></td></tr><tr><td>Agitador orbital, Unimax 1010</td><td><a href="http://www.heidolph-instruments.de" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Heidolph</a></td><td>543-12310-00</td><td></td></tr><tr><td>Centrífuga refrigerada, Rotanta 96 RC</td><td><a href="http://www.hettichlab.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Hettich</a></td><td>4480-50</td><td></td></tr><tr><td>Câmara de segurança biológica Classe II Safe 2020</td><td><a href="http://www.thermoscientific.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Thermo Scientific</a></td><td>51026640</td><td></td></tr><tr><td>Incubadora de CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, Heracell 240i</td><td><a href="http://www.thermoscientific.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Thermo Scientific</a></td><td>51026331</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de vácuo, Vacusafe comfort</td><td><a href="http://www.integra-biosciences.de" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Integra Biosciences</a></td><td>158320</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio, Axiovert 40 CFL</td><td><a href="http://www.zeiss.de" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Zeiss</a></td><td>451212</td><td></td></tr><tr><td>Controlador de pipeta, accu-jet pro</td><td><a href="http://www.brand.de" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Brand</a></td><td>26303</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta micrométrica, Pipetman neo P20N (2-20 &amp;micro;l)</td><td><a href="http://www.gilson.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Gilson</a></td><td>F144563</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta micrométrica, Pipetman neo P200N (20-200 &amp;micro;l)</td><td><a href="http://www.gilson.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Gilson</a></td><td>F144565</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta micrométrica, Pipetman neo P1000N (100-1000 &amp;micro;l)</td><td><a href="http://www.gilson.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Gilson</a></td><td>F144566</td><td></td></tr></tbody></table>

citometria de fluxo protocolos para a superfície e intracelular antigen análises de tipos de células neurais

Flow Cytometry Protocols for Surface and Intracellular Antigen Analyses of Neural Cell Types

A citometria de fluxo tem sido amplamente utilizada para definir populações de células em imunologia, hematologia e oncologia. Aqui, fornecemos uma descrição detalhada dos protocolos para análise citométrica de fluxo do cluster de antígenos de superfície de diferenciação (CD) e antígenos intracelulares em tipos de células neurais. Nossa descrição passo a passo dos procedimentos metodológicos inclui: a colheita de culturas neurais in vitro, uma etapa opcional de marcação com éster succinimidílico de carboxifluoresceína (CFSE), seguida de coloração de antígeno de superfície com anticorpos CD conjugados (por exemplo, CD24, CD54) e subsequente detecção intradomiciliar de antígeno por meio de anticorpos primários/secundários ou fragmentos de Fab marcados com fluorescência (marcação Zenon). O vídeo demonstra as etapas mais críticas. Além disso, os princípios do planejamento experimental, a inclusão de controles críticos e os fundamentos da análise por citometria de fluxo (identificação da população-alvo e exclusão de detritos; estratégia de gating; compensação por sobreposição espectral) são brevemente explicados para permitir que neurobiólogos com conhecimento prévio limitado ou treinamento específico em citometria de fluxo avaliem sua utilidade e explorem melhor essa poderosa metodologia.

O protocolo aqui apresentado permite abordagens para versátil experimentais (Figura 2). Na sua versão mais curta (passos 1, 3 e 6), ele pode ser considerado como um guia para a coloração simples de antigénios de superfície. Na sua forma mais complexa, um número de paradigmas de co-marcação com uma gama de antigénios intracelulares pode ser prosseguido passos opcionais (2 e / ou 4 a 5). Além disso, o pas...

Fornecemos uma descrição detalhada de um protocolo para análise de citometria de fluxo de antígenos de superfície e/ou antígenos intracelulares em tipos de células neurais. Aspectos críticos do planejamento experimental, procedimentos metodológicos passo a passo e princípios fundamentais da citometria de fluxo são explicados para permitir que os neurobiólogos explorem essa poderosa tecnologia.

Citometria de Fluxo protocolos para a superfície e intracelular Antigen análises de tipos de células neurais

Flow cytometry has been extensively used to define cell populations in immunology, hematology and oncology. Here, we provide a detailed description of ...

O objetivo geral deste procedimento é analisar a expressão de antígenos de superfície e intracelulares em células neurais usando citometria de fluxo. Isso é feito primeiro colhendo células neurais de culturas in vitro ou tecido neural primário. Em seguida, uma coloração intracelular não específica opcional é aplicada às células.Em seguida, os antígenos de superfície desejados são imediatamente marcados com um anticorpo primário, enquanto os antígenos intracelulares desejados são marcados após a fixação e permeação celular. Em última análise, os resultados podem ser obtidos usando a análise de citometria de fluxo para co-expressão dos antígenos de superfície em subpopulações neurais específicas de interesse, conforme definido pela marcação intracelular. Este protocolo demonstrará como preparar células neurais derivadas de cultura de tecidos para interrogação de antígenos de superfície e intracelulares com citometria de fluxo multicolorida.Para começar, colha as células neurais aderentes cultivadas em frascos T 75, primeiro lavando suavemente as células uma vez com cinco mililitros de PBS livre de magnésio e cálcio à temperatura ambiente. Em seguida, retire as células do frasco adicionando três mililitros de substituição de tripsina e incube a 37 graus Celsius por dois a cinco minutos. Extinguir a digestão enzimática adicionando seis mililitros de tampão de fluxo depois de soltar os aglomerados de células pipetando a suspensão celular para cima e para baixo algumas vezes, transfira toda a suspensão celular para um tubo novo de 15 mililitros para isolar as células.Coloque o tubo em uma centrífuga, gire as células por cinco minutos em temperatura ambiente e aspire o snat em preparação para a marcação do corante intracelular. Suspenda novamente o pellet celular com cinco mililitros de PBS mais 0,1% BSA. Caso contrário, adicione cinco mililitros de tampão de fluxo em conjunto com o protocolo de coloração trian blue padrão.Use um hemocitômetro para estimar a contagem efetiva de células viáveis. Reajustar a concentração celular da suspensão existente para 1 milhão de células viáveis por mililitro com o mesmo tampão utilizado no passo anterior. Essas células agora estão prontas para duas opções de coloração, uma coloração de anticorpo de antígeno de superfície ou uma coloração intracelular fluorescente opcional com carboxifluoresceína seguida pela coloração de antígeno de superfície mencionada acima.Para realizar uma etapa de marcação intracelular com corante éster carboxifluoresceína CIN, primeiro adicione 10 microlitros de solução estoque CFSE. Para cada mililitro de suspensão celular, coloque o tubo em um agitador a 200 RPM e incube a mistura por cinco minutos. À temperatura ambiente, evite o fotobranqueamento protegendo o tubo da exposição direta à luz.Extinguir todos os corantes não reativos adicionando cinco volumes de soro contendo tampão de fluxo e pipetar suavemente para cima e para baixo algumas vezes para misturar. Em seguida, gire as células por cinco minutos em uma centrífuga em temperatura ambiente e aspire o sobrenadante para remover vestígios residuais de corantes não reativos. Lave o pellet da célula suspendendo-o novamente com cinco volumes de tampão de fluxo.As células são então giradas mais uma vez em uma centrífuga em temperatura ambiente por cinco minutos antes de descartar o SUP natant. Finalmente, suspenda novamente o pellet celular com tampão de fluxo de modo que a concentração final de células seja de 1 milhão de células viáveis por mililitro. Para um experimento multiplexado, adicione um número igual de células não coradas de interesse de uma condição experimental diferente à suspensão de células coradas com CFSC.As células agora estão prontas para a marcação de antígenos de superfície com anticorpos para iniciar a coloração da superfície celular. Transfira 100 microlitros da suspensão celular com ou sem etiquetas CFSC para um tubo novo de 1,5 mililitro. Adicione anticorpos conjugados com flúor quatro à suspensão celular em uma quantidade previamente determinada por testes de titulação de anticorpos.Coloque o tubo em um agitador orbital à temperatura ambiente a 100 RPMs e incube a mistura por 30 minutos. Na ausência de luz, diluir a mistura de anticorpos adicionando um mililitro de tampão de fluxo. Pipete suavemente para cima e para baixo para misturar e girar as células em uma microcentrífuga pré-resfriada de quatro graus Celsius por quatro minutos.Aspirar o supinato para remover os anticorpos não ligados e repetir esta centrifugação de lavagem e aspiração. Dê mais um passo. Reus suspende o pellet celular em 100 microlitros um tampão de fluxo para as células previamente coradas.Adicione 500 microlitros do tampão de fixação a 100 microlitros da suspensão celular. Coloque o tubo em um agitador orbital à temperatura ambiente a 100 RPMs e incube por 15 minutos no escuro. O formaldeído fará a reticulação de todas as espécies de proteínas e DNA que estão próximas umas das outras e produzirá suspensões celulares não viáveis.Dilua a mistura de fixação adicionando um mililitro de PBS e pipete suavemente para cima e para baixo algumas vezes para misturar. Em seguida, gire as células fixas em uma centrífuga pré-resfriada de quatro graus Celsius por três minutos. Aspire o supinato de forma que 100 microlitros de líquido permaneçam acima do pellet celular para permear a membrana celular para subsequente marcação intracelular do antígeno.Adicione 500 microlitros de tampão de permeação a 100 microlitros de suspensão celular. Coloque o tubo em um agitador orbital à temperatura ambiente a 100 RPMs e incube por 15 minutos no escuro. Dilua a mistura de permeação adicionando um mililitro de PBS pipeta suavemente para cima e para baixo algumas vezes para misturar e girar as células fixas em uma centrífuga pré-resfriada de quatro graus Celsius por três minutos.Aspire o SUP natant completamente antes da incubação. Prepare um estoque de trabalho de anticorpo primário diluindo o anticorpo em um tampão PBS mais 0,5% entre 20. Isso é ainda enriquecido com soro de burro 1% BSA 10% ou soro de cabra 10%.Em seguida, ressuspenda o pellet de células permeáveis à membrana com 100 microlitros do estoque de trabalho do anticorpo primário. Coloque o tubo em um agitador orbital à temperatura ambiente a 200 RPM e incube por 30 minutos no escuro. Diluir a mistura de anticorpos primários adicionando um mililitro de tampão de fluxo.Pipete suavemente para cima e para baixo algumas vezes para misturar e girar as células em uma centrífuga pré-resfriada de quatro graus Celsius por quatro minutos. Aspire o supinato completamente para remover os anticorpos não ligados. Em seguida, ressuspenda o pellet com 100 microlitros do estoque de trabalho do anticorpo secundário.Repita a incubação à temperatura ambiente protegida da luz por 30 minutos. No mesmo agitador, diluir a mistura de anticorpos secundários adicionando um mililitro de tampão de fluxo. Repita a mesma mistura de inversão de tubo, rotação para baixo e remoção do sobrenadante para eliminar todos os anticorpos não ligados.Repita as mesmas etapas de centrifugação de lavagem de um mililitro e remoção do sobrenadante por mais duas vezes, mas com PBS fresco como tampão de lavagem. Em vez disso, o resultado final será um pellet de célula limpa marcado com anticorpos fluorescentes direcionados extracelulares ou intracelulares CFSC ou qualquer combinação dos três ressuspende, o pellet de célula marcada em 150 microlitros de tampão de fluxo. Transferir a suspensão da célula para o citómetro de fluxo e iniciar a análise com as definições adequadas do filtro de excitação e emissão do laser para cada piso de quatro.Usando os dados de dispersão direta e lateral como guia, configure a dispersão direta inicial versus lateral no software de análise de citometria de fluxo para excluir pontos de dados não específicos, como detritos celulares e células mortas. Em seguida, usando dados brutos de uma suspensão de células não coradas como controle negativo, configure várias portas de integração fluorescente que selecionam sinais de emissão positiva de marcadores de antígenos extracelulares e intracelulares para contabilizar o fundo fluorescente de multicolorido. Os efeitos de sobreposição espectral reajustam as portas fluorescentes usando dados brutos de controles corados com anticorpos únicos.Em um experimento de fax multiplexado, as etiquetas de carboxifluoresceína podem ser usadas como um sinal de linha de base que pode discriminar entre células de duas linhagens diferentes ou condições experimentais sem o uso de um anticorpo. Por exemplo, em uma suspensão celular heterogênea, pode-se diferenciar imediatamente entre células neurais marcadas com CFSC e fibroblastos não marcados apenas observando a presença ou ausência de fluorescência no canal verde. Além disso, em conjunto com a marcação CFSE Esther, pode-se usar anticorpos fluorescentes de cores diferentes para determinar a expressão diferencial de antígenos de superfície entre os subconjuntos marcados com CFSE versus não marcados em uma amostra mista.Por exemplo, as células de neuroblastoma Y SHSY cinco marcadas com CFSE no canal de fluorescência verde, co-expressaram altos níveis de antígeno de superfície CD 24, mas não do marcador de fibroblastos CD 54. Em contraste, os fibroblastos BJ negativos para CFSC são positivos para CD 54 com níveis mais baixos de CD 24. A análise de antígenos de superfície neural também pode ser realizada em conjunto com a detecção baseada em anticorpos de antígenos intracelulares.A inclusão de amostras não coradas e controles de coloração única para antígenos de superfície e antígenos intracelulares é crítica como uma alternativa à marcação primária e secundária baseada em anticorpos de antígenos intracelulares, como o mapa de marcadores neurais dois mostrado aqui. A marcação fluorescente não covalente do anticorpo primário pode produzir resultados comparáveis na análise de co-expressão e encurta o protocolo. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como preparar células neurais para análise citometria de fluxo básica usando várias abordagens alternativas de rotulagem e combinações das mesmas.

flow-cytometry-protocols-for-surface-intracellular-antigen-analyses

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Este protocolo de vídeo demonstra um novo método para a geração e subsequente purificação de células progenitoras neuronais a partir de uma fonte renovável de células estaminais neurais (NSCs) com base na sua (granulosidade tamanho e interno) física e propriedades fluorescentes usando tecnologia de citometria de fluxo.

O Ensaio neuroblasto: um ensaio para a Geração e Enriquecimento de células progenitoras neuronais de Diferenciando Progeny Neural Stem Cell utilizando citometria de fluxo

Fonte: Becker-Kojić, Z. A., et. al., Geração Livre de GM de Células Neuronais Derivadas do Sangue. J. Vis. Exp. (2021)O vídeo demonstra um protocolo para preparar células neurais derivadas de células do sangue periférico reprogramadas para microscopia de fluorescência, mostrando diferentes tipos de células e estágios de desenvolvimento por meio de imagens de imunofluorescência.

Microscopia de Imunofluorescência de Células Neurais Diferenciadas de Células Derivadas do Sangue Periférico 

Fonte: Hidmark, A. S., et al. Análise de Células Imunes em Nervos Ciáticos Únicos e Gânglio da Raiz Dorsal de um Único Camundongo Usando Citometria de Fluxo. J. Vis. Exp.{{TAG_ 27}} (2017).  Este vídeo demonstra o uso da citometria de fluxo para analisar células imunes em nervos ciáticos de camundongos e gânglios da raiz dorsal (DRGs). O processo envolve a marcação de células imunes com anticorpos marcados com fluoróforo e biotina, estabilizando e permeabilizando as células e usando marcadores...

Análise de células imunes em tecidos nervosos de camundongos usando citometria de fluxo

Ao longo dos últimos anos, os ensaios baseados em células vivas têm sido utilizados com sucesso para detectar anticorpos contra antigénios de superfície e de conformação. Aqui, descrevemos um método que utiliza o fluxo de alto rendimento citometria permitindo a análise de grandes grupos de pacientes. Detecção de novos anticorpos irá melhorar o diagnóstico e tratamento de distúrbios mediados pela imunes.

High-throughput Citometria de Fluxo Ensaio Celular para detectar anticorpos em N-metil-D-aspartato ou dopamina-2 Receptor em Soro Humano

O objetivo deste protocolo é usar a técnica de classificação de células ativadas por fluorescência (FACS) para classificar tipos específicos de células neurais para análise subsequente da expressão gênica específica do tipo de célula, marcadores epigenéticos e/ou expressão de proteínas.

Usando fluorescência celular ativado Classificando a Examine-Cell-tipo específico Expressão Gênica em Tissue cérebro de um rato

Apresentamos um método de citometria de fluxo para identificar simultaneamente diferentes tipos de células recuperadas do cérebro do rato ou da medula espinhal. Este método poderia ser explorado para isolar ou caracterizar populações de células puras em doenças neurodegenerativas ou para quantificar a extensão das células que visam a administração in vivo de vetores virais ou nanopartículas.

Caracterização citométrica de fluxo simultâneo de múltiplos tipos de células recuperadas do cérebro do camundongo/medula espinhal através de diferentes métodos de homogeneização

Este manuscrito apresenta um protocolo para induzir encefalomielite autoimune experimental ativa (EAE) em camundongos. Um método de isolamento e caracterização dos linfócitos infiltrados no sistema nervoso central (SNC) também é apresentado para mostrar como os linfócitos estão envolvidos no desenvolvimento da doença autoimune cns.

Análise Citométrica de Fluxo de Infiltração linfócito no Sistema Nervoso Central durante Encefalomielite Autoimune Experimental

Desenvolvemos um método que enriquece e isola populações de astrócitos humanos de tecido fresco congelado para uso em análises moleculares a jusante.

Isolamento de populações de astúcitos humanos adultos do córtex congelado fresco usando a classificação de núcleos ativados por fluorescência

Este protocolo descreve estratégias para identificar e enriquecer o estado celular em culturas primárias de células-tronco neurais de camundongos adultos por imagem de autofluorescência usando i) um microscópio confocal, ii) um classificador de células ativadas fluorescentes para realizar imagens de intensidade ou iii) um microscópio multifotônico para realizar imagens de fluorescência ao longo da vida.

Classificação do estado de ativação de células-tronco neurais in vitro usando autofluorescência

Até o momento, os protocolos para o isolamento simultâneo de todos os principais tipos celulares residentes no sistema nervoso central do mesmo camundongo são uma demanda não atendida. O protocolo mostra um procedimento aplicável em camundongos ingênuos e experimentais com encefalomielite autoimune para investigar redes celulares complexas durante a neuroinflamação e, simultaneamente, reduzir o número necessário de camundongos.

Isolamento Simultâneo dos Principais Tipos Celulares Residentes no Sistema Nervoso Central de Camundongos Adultos com Encefalomielite Autoimune

Aqui apresentamos dois protocolos para quantificar o engolfamento microglial de sinapses positivas para vGLUT1 e sinaptossomos brutos marcados com pHRodo Red usando citometria de fluxo.

Quantificação do engolfamento microglial de material sináptico usando citometria de fluxo

Aprenda citometria de fluxo para análise de antígenos de superfície e intracelulares em células neurais. Este método permite identificar subpopulações específicas e estudar a função celular em neurociência.

Citometria de Fluxo protocolos para a superfície e intracelular Antigen análises de tipos de células neurais

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