Name: Técnica minimamente invasiva para a injeção em Rat Optic Nerve (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Aprenda uma técnica minimamente invasiva para injeção no nervo óptico de ratos, reduzindo complicações cirúrgicas e promovendo recuperação mais rápida. Este método avança pesquisas em neurociência regenerativa.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Este estudo foi apoiado pela NeuralStem, Inc. e pelo Johns Hopkins Project RESTORE.

NOTA: Todos os procedimentos com animais foram aprovados pelo Comitê Animal Care e Use o Johns Hopkins. Aparelhos de anestesia exigir uma inspecção anual e calibração, se necessário. 1. Anestesia e Posicionamento <ol><li> Anestesia. <ol><li> Execute todos os procedimentos cirúrgicos sob anestesia com isofluorano 2-3%. Confirme nível adequado de anestesia por pitada dedo do pé e taxa de respiração. Verifique se o rato não se mexe em resposta a uma pitada dedo do pé. NOTA: Um vacilo indica anestesia que é tarde demais e pode exigir anestesia mais longos antes de iniciar ou uma concentração de isofluorano superior. A taxa de respiração inferior a 1 respiração cada 2 s é muito lento o que indica anestesia é demasiado elevada e pode exigir um aligeiramento da concentração de isofluorano. </li><li> Prenda o animal como necessário para evitar o movimento da cabeça durante o procedimento. Coloque uma gota de lidocaína no olho cirúrgico. Use lágrimas artificiais a cada 10 minutos para evitar a secura sob anestesia. Daruma injecção de buprenorfina a 0,01 mg / kg SC pré-operatório e em seguida cada 6-8 horas, conforme necessário. </li></ol></li><li> Posicionamento. <ol><li> Coloque ratos em um quadro estereotáxico e manter aquecido com uma almofada de aquecimento. Molhar a pele do couro cabeludo com álcool tendo o cuidado de evitar a exposição sobre os olhos. Use ferramentas estéreis e técnica estéril para minimizar o risco de infecções pós-operatórias. </li></ol></li></ol> 2. Controle dos olhos <ol><li> Coloque um fio de sutura 4-0 na conjuntiva lateral e amarrá-lo com sutura suficiente para permitir tração suave. </li></ol> 3. Dissecção <ol><li> Dissecção inicial. <ol><li> Adicione uma incisão ~ 1 polegada na pele que recobre o cume orbital usando um bisturi tamanho 10, como mostrado na Figura 1. Retirar a pele e fáscia subjacente e cuidadosamente dissecar longe do painel frontal. Para evitar sangramento excessivo no cirúrgico, evitar o corte vasos sanguíneos enquanto dissecando a fáscia. Use estrategicamente placed pontas de algodão para proporcionar hemostase. </li></ol></li><li> Dissecção mais profundo. NOTA: Com tração suave na conjuntiva puxando o olho para baixo e para fora do soquete, o músculo orbital superior entrará em vista. A fim de expor o nervo óptico, este deve ser cortado do músculo e gordura retro-orbital removido. A gordura pode ser descartado e não deve ser substituído após a injecção. A partir deste ponto, a fáscia nervo óptico deve ser visível como um feixe do nervo óptico em si, juntamente com os vasos sanguíneos envolvidos na dura-máter (Figura 1). <ol><li> Fazer uma pequena incisão na dura usando o bisturi ou com uma agulha de calibre 31 chanfrada para fazer a perfuração menos traumática. </li></ol></li></ol> 4. Pipeta Injector <ol><li> Retire uma micropipeta de vidro para um diâmetro de 50-100 um. Para garantir a estabilidade da montagem, a micropipeta em um micromanipulador e se ligar a uma seringa de Hamilton ligada a uma bomba de infusão. </li><li> Puxe as contas (ou células-tronco)reconstituída num volume de 0,5-1,0 mL na micropipeta retrógrada juntamente com o volume de 0,5 ul de uma solução de metil azul antes e depois. Observação: Uma taxa de infusão definida para 0,5-2 mL por min impede trauma para o nervo óptico. </li></ol> 5. Injeção <ol><li> Diminuir a ponta da micropipeta para o nervo óptico logo acima da dura-máter entalhado. NOTA: Uma pequena, mas rápido movimento da ponta de vidro nos resultados do nervo óptico em menos danos. À medida que a bomba de infusão inicia, o corante azul de metilo deve destacar a área do nervo óptico injectado. O corante deve permanecer localizada dentro do nervo óptico sem vazando no espaço subaracnóide. </li><li> Seguir a segunda banda de azul de metileno para determinar quando a injecção de células estaminais é completa e ligar a bomba de infusão fora como a segunda dose de azul de metileno é injectado. Manter a micropipeta ainda dentro do nervo óptico durante 2 min para cada volume de 1 mL injectada no para prevenir altaejeção de pressão após a retirada da micropipeta. NOTA: Uma abordagem alternativa é conectar a ponta da pipeta a uma seringa cheia de ar que pode ser manipulado manualmente. De qualquer maneira, evitar força excessiva para minimizar o dano para os nervos ópticos. Recomendamos injetando não mais de 2 l de volume, em cada nervo óptico. </li></ol> 6. Acompanhamento <ol><li> Immediate. <ol><li> Quando a injecção estiver concluída, remova a micropipeta, juntamente com todas as pontas de algodão usados ​​para fornecer hemostasia. Suturar a pele com seda 3-0 e remova o fio de sutura conjuntival. </li><li> Mantenha ratos quente sobre uma almofada de aquecimento até que eles emergem da anestesia. Não deixe um animal sem supervisão até que tenha recuperado a consciência suficiente para manter decúbito esternal. Não devolva um animal que tenha sido submetido a cirurgia para a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado. </li><li> Se o animal está exibindo sinais de dor excessiva, incluindo letargia, ataxia, ou trabalharam breathing, administrar analgesia adequada com buprenorfina intramuscular (0,05 mg / kg) até três vezes ao dia. </li></ol></li><li> Longo prazo. <ol><li> Para a próxima 24-48 h, observe o rato por complicações da cirurgia, incluindo inchaço ou secreção da ferida ou outros sinais de dor, como vocalização, aparência curvada, não-aliciamento, ou não comer. Considere consulta com um veterinário ou a eutanásia ético, conforme necessário. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Dahlmann-Noor, A., Vijay, S., Jayaram, H., Limb, A., Khaw, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+approaches+and+future+prospects+for+stem+cell+rescue+and+regeneration+of+the+retina+and+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+journal+of+ophthalmology+Journal+canadien+d%27ophtalmologie%22%5BJournal%5D)">Current approaches and future prospects for stem cell rescue and regeneration of the retina and optic nerve.</a> Canadian journal of ophthalmology Journal canadien d'ophtalmologie. 45 (4), 333-341 (2010).</li>
<li>Quigley, H. A., Iglesia, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cells+to+replace+the+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Eye%22%5BJournal%5D)">Stem cells to replace the optic nerve.</a> Eye. 18 (11), 1085-1088 (2004).</li>
<li>Ghaffarieh, A., Levin, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+nerve+disease+and+axon+pathophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22International+review+of+neurobiology%22%5BJournal%5D)">Optic nerve disease and axon pathophysiology.</a> International review of neurobiology. 105, 1-17 (2012).</li>
<li>Fukui, Y., Hayasaka, S., Bedi, K. S., Ozaki, H. S., Takeuchi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+study+of+the+development+of+the+optic+nerve+in+rats+reared+in+the+dark+during+early+postnatal+life%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+anatomy%22%5BJournal%5D)">Quantitative study of the development of the optic nerve in rats reared in the dark during early postnatal life.</a> Journal of anatomy. 174, 37-47 (1991).</li>
<li>Celestre, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+approaches+to+the+cervical+spine%5BTitle%5D)+AND+%22The+Orthopedic+clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive approaches to the cervical spine.</a> The Orthopedic clinics of North America. 43 (1), 137-147 (2012).</li>
<li>Hallas, B. H., Wells, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Technique+for+Multiple+Injections+into+the+Mammalian+Optic+Nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Kopf+Carrier%22%5BJournal%5D)">A Novel Technique for Multiple Injections into the Mammalian Optic Nerve.</a> Kopf Carrier. 54, (2001).</li>
<li>Harvey, A. R., Hellstrom, M., Rodger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+therapy+and+transplantation+in+the+retinofugal+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+brain+research%22%5BJournal%5D)">Gene therapy and transplantation in the retinofugal pathway.</a> Progress in brain research. 175, 151-161 (2009).</li>
<li>Adachi-Usami, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+neuritis--from+diagnosis+to+optic+nerve+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Nippon+Ganka+Gakkai+zasshi%22%5BJournal%5D)">Optic neuritis--from diagnosis to optic nerve transplantation.</a> Nippon Ganka Gakkai zasshi. 104 (12), 841-857 (2000).</li>
<li>Slater, B. J., Vilson, F. L., Guo, Y., Weinreich, D., Hwang, S., Bernstein, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+nerve+inflammation+and+demyelination+in+a+rodent+model+of+nonarteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+ophthalmology+%26+visual+science%22%5BJournal%5D)">Optic nerve inflammation and demyelination in a rodent model of nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy.</a> Investigative ophthalmology & visual science. 54 (13), 7952-7961 (2013).</li>
<li>Zarbin, M. A., Arlow, T., Ritch, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+nanomedicine+for+vision+restoration%5BTitle%5D)+AND+%22Mayo+Clinic+proceedings%22%5BJournal%5D)">Regenerative nanomedicine for vision restoration.</a> Mayo Clinic proceedings. 88 (12), 1480-1490 (2013).</li>
</ol>

Os autores não têm divulgações significativas para relatar.

A injeção direta no nervo óptico de células-tronco ou outros produtos destinados a facilitar a regeneração fornece um modelo conveniente em comparação com outros meios de injeções no SNC. Essa técnica leva menos tempo, requer menos anestesia total, evita perfurar ou remover tecido craniano ou ósseo, reduz as taxas de complicações e permite uma recuperação mais rápida após a cirurgia. 
As etapas mais críticas neste protocolo incluem: 1. Hemostasia adequada no campo cirúrgico para permitir uma v...

O nervo óptico oferece uma localização ideal para o sistema nervoso central (SNC) de pesquisa regenerativa incluindo condições oftalmológicas como a neurite óptica, glaucoma e trauma. As injecções de uma variedade de células estaminais quer demonstraram eficácia ou mostraram-se promissores na substituição de mielina perdido, aumentando a contagem axonal e / ou prevenção de doenças degenerativas. 1,2 O nervo óptico humano contém aproximadamente 1,2 milhões de axónios que viajam paralelas da retina para o quiasma com um diâmetro de cerca de 3,0-3,5 mm. 3 Para modelar doenças humanas em laboratório, o rato tem sido utilizado frequentemente. O nervo óptico de rato adulto contém cerca de 100.000 axónios dentro de um diâmetro de aproximadamente 0,5 mm. 4 Uma das principais limitações na pesquisa no SNC regenerativo é desossada acesso directo. As complicações e riscos cirúrgicos para o animal são maiores quando o crânio ou vértebras são removidos. Similar aos benefícios deabordagens minimamente invasivas da coluna vertebral, 5 injeções diretas do nervo óptico sem abrir o crânio de oferta reduzida complicações e uma recuperação mais rápida. Esta técnica tem sido utilizada em estudos anteriores. 6 Neste manuscrito e vídeo acompanhante, que demonstram um procedimento minimamente invasivo para injectar células estaminais no nervo óptico de rato.

<table><tbody><tr><td>Rato Lewis</td><td>Charles River</td><td>4</td><td>Qualquer cepa de rato funcionará.</td></tr><tr><td>Máquina de anestesia</td><td>Surgivet</td><td>CDS9000</td><td>CDS 9000 Máquina de anestesia para pequenos animais - Bomba de infusão de montagem em poste</td></tr><tr><td></td><td>Stoelting</td><td>53129</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio de dissecção</td><td>National Optical</td><td>409-411-1105</td><td></td></tr><tr><td>Fonte de luz de fibra óptica</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-21</td><td></td></tr><tr><td>Dissecção e Armazenamento de Instrumentos Estereotáxicos</td><td></td><td>51400</td><td></td></tr><tr><td>Extrator de pipetas</td><td>Kopf</td><td>750</td><td></td></tr><tr><td>Pipetas</td><td>World Precision Instruments</td><td>18150-6</td><td></td></tr><tr><td>Lâminas de bisturi descartáveis</td><td>Harvard Apparatus</td><td>810-15-021</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de iridectomia</td><td>Ciências de Microscopia Eletrônica</td><td>Uniband LA-4XF</td><td></td></tr></tbody></table>

técnica minimamente invasiva para a injeção em rat optic nerve

Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve

O nervo óptico do rato é um modelo útil para a pesquisa de regeneração de células-tronco. A injeção direta no nervo óptico do rato permite a entrega ao sistema nervoso central em uma cirurgia minimamente invasiva sem remoção óssea. Esta técnica descreve uma abordagem para visualização e injeção direta do nervo óptico após uma pequena dissecção fascial da crista orbital, usando uma sutura de tração conjuntival para puxar suavemente o olho para baixo e para fora. Exemplos representativos de um nervo óptico injetado mostram injeção bem-sucedida de contas tingidas.

Na conclusão da experiência, os ratos foram sacrificados e perfundidos com paraformaldeído a 4%. Os nervos ópticos foram cuidadosamente dissecados e montados para seccionamento criostático. A Figura 2 mostra um exemplo de um nervo óptico de rato inteiro com baixa potência, em que o corante azul de Evans foi injectada a fim de visualizar o local. A seta identifica a localização precisa da injecção. Esta dissecção foi realizada dentro de alguns minutos da injecção, tal como indicado pela difusão restrita ...

A injeção direta no nervo óptico do rato é útil para a pesquisa regenerativa. Demonstramos uma técnica minimamente invasiva para injeção direta em um nervo óptico de rato que não envolve a abertura do crânio. Usando este método, as complicações cirúrgicas são minimizadas e a recuperação é mais rápida.

Técnica minimamente invasiva para a injeção em Rat Optic Nerve

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central ...

O objetivo geral deste procedimento é proporcionar uma abordagem minimamente invasiva para injetar medicamentos ou células-tronco no nervo óptico de uma rata viva. Isso é realizado primeiramente anestesiando a rata, posicionando-a no suporte de dissecação e inserindo uma sutura na conjuntiva para manipulação do olho. Posteriormente, o segundo passo consiste em dissecar a crista orbitária atrás do olho para expor o nervo óptico.Em seguida, a pipeta de vidro é inserida no nervo óptico, e a droga ou células-tronco são injetadas antes do fechamento do local cirúrgico e da recuperação do rato da anestesia. Por fim, após um determinado período de tempo, o rato é sacrificado, o nervo óptico é dissecado e os efeitos da injeção cirúrgica ou do transplante podem ser visualizados por microscopia. A principal vantagem desta técnica em relação aos métodos existentes é que esta abordagem é minimamente invasiva, o que permite que o rato sobreviva pelo tempo necessário.Estude os efeitos da injeção cirúrgica ou transplante. O procedimento será demonstrado por Kate Schwartz, técnica estudante do meu laboratório. Realize todos os procedimentos cirúrgicos sob anestesia com 2 a 3% de isoflurano.Confirme o nível apropriado de anestesia por meio da verificação da resposta à preensão do dedo do pé e da frequência respiratória. Verifique se o rato não apresenta reação de recuo em resposta à preensão do dedo do pé. Imobilize o animal conforme necessário para evitar movimentos da cabeça durante o procedimento.Em seguida, coloque uma gota de lidocaína no olho cirúrgico. Use lágrimas artificiais a cada 10 minutos para prevenir ressecamento durante a anestesia. Administre uma injeção pré-operatória de buprenorfina a 0,01 miligramas por quilograma por via subcutânea e, depois, a cada seis a oito horas conforme necessário.Mantenha o animal aquecido com uma almofada aquecida. Umedeça o pelo do couro cabeludo com álcool. Tendo o cuidado de evitar exposição aos olhos.Certifique-se de usar ferramentas estéreis e técnica asséptica para minimizar o risco de infecções pós-operatórias. Em seguida, coloque uma sutura 4-0 na conjuntiva lateral e amarre-a com fio suficiente para permitir tração suave. Faça uma incisão de aproximadamente uma polegada na pele sobreposta à crista orbitária.Usando um bisturi tamanho 10, retrair a pele e a fáscia subjacente e dissecar cuidadosamente a fáscia. Colocar um ponto na pele retraída para permitir a exposição do saco orbitário superior e prevenir sangramento excessivo no local cirúrgico.Evite cortar vasos sanguíneos ao dissecar a fáscia. Com tração suave sobre a conjuntiva, puxando o olho para baixo e para fora da órbita, o músculo orbital superior entrará em vista. Para expor o nervo óptico, a gordura retro-orbital deve ser removida e esse músculo deve ser cortado.A gordura pode ser descartada e não deve ser substituída após a injeção. A partir desse ponto, a fáscia do nervo óptico deve ser visível como um feixe do próprio nervo óptico, juntamente com vasos sanguíneos envoltos na dura-máter. Para realizar a dissecação mais profunda, faça uma pequena incisão na DRA usando um bisturi ou uma agulha biselada de calibre 31 para tornar a perfuração menos traumática, tendo preparado previamente uma micropipeta de vidro puxada com diâmetro entre 50 e 100 mícrons para fornecer estabilidade.Monte a micropipeta em um micromanipulador e conecte-a a uma seringa plástica de 20 cc. Aspire para dentro da micropipeta, em sentido retrógrado, as microesferas ou células-tronco reconstituídas em 0,5 a um microlitro, juntamente com 0,5 microlitro de solução de azul de metileno antes e depois de a pipeta de vidro ser carregada com o corante. Utilizando uma seringa de 1 cc e uma agulha de calibre 30, posicione a ponta da micropipeta sobre o nervo óptico, logo acima da dura-máter cortada.Um movimento pequeno mas firme da ponta de vidro em direção ao nervo óptico resulta no mínimo dano ao aplicar pressão lenta e constante no êmbolo. O corante azul de Evans deve destacar a área do nervo óptico injetada. O corante deve permanecer localizado dentro do nervo óptico, sem vazamento para o espaço subaracnóideo.Siga a segunda faixa do corante Azul de Evans para determinar quando a injeção de células-tronco está completa. Quando o volume necessário for injetado no nervo óptico, solte o êmbolo. Mantenha a micropipeta imóvel dentro do nervo óptico por cinco minutos para evitar a ejeção sob alta pressão ao retirar a micropipeta quando a injeção estiver concluída.Remova a micropipeta juntamente com quaisquer pontas de algodão utilizadas para fornecer hemostasia. Suture a pele com seda 3.0 e remova o ponto conjuntival. Mantenha os ratos aquecidos em uma placa aquecedora até que saiam da anestesia.Não deixe um animal sozinho até que tenha recuperado consciência suficiente para manter a posição esternal. Se o animal apresentar sinais de dor, incluindo letargia excessiva, ataxia ou dificuldade respiratória, administre analgesia apropriada com buprenorfina por via intramuscular até três vezes ao dia. Após o experimento, os ratos foram sacrificados e perfundidos com paraldeído.Os nervos ópticos foram cuidadosamente dissecados e montados para corte em criostato; aqui é mostrado um exemplo de um nervo óptico completo de rato em baixa ampliação, no qual foi injetado o corante azul de Evans. Para visualizar o local, a seta identifica a posição exata da injeção. Essa dissecação foi realizada alguns dias após a injeção, conforme indicado pela difusão restrita do corante ao longo do nervo após seu desenvolvimento.Essa técnica abriu caminho para pesquisadores na área de neurologia regenerativa explorarem novas formas de regenerar o nervo óptico e potencialmente restaurar a visão perdida nesse modelo de rato de doença desmielinizante.

minimally-invasive-technique-for-injection-into-rat-optic-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Injeção intravítrea é uma técnica amplamente utilizada na pesquisa em ciências visuais para doenças oculares ou como a aplicação direta do tratamento local. Este vídeo demonstra um protocolo para a injeção intravítrea usando uma seringa de 1ml com vidro pipeta. Dicas úteis sobre como evitar sangramento maciço e danos lentes são dadas.

Injeção intravítrea para o Estabelecimento de Modelo de Doenças Ocular

Transecção do nervo óptico é um modelo amplamente utilizado de lesão do SNC adulto. Este modelo é ideal para a realização de uma série de manipulações experimentais que visam a retina globalmente ou diretamente a população-alvo feridos neuronal de células ganglionares da retina.

Métodos para manipulações experimentais após a transecção do nervo óptico no sistema nervoso central de mamíferos

Este vídeo demonstra o procedimento de acesso cirúrgico ao nervo óptico em um animal anestesiado e entrega precisa de lisolecitina para induzir a desmielinização focal, criando condições neuropatológicas para estudos posteriores.

Induzindo desmielinização local no nervo óptico usando lisolecitina

As injeções sub-retinianas são a técnica mais comum para administrar grandes agentes terapêuticos, como proteínas e vetores virais, aos fotorreceptores e ao epitélio pigmentar da retina. Um método alternativo em camundongos que atinge com sucesso o espaço sub-retiniano com danos colaterais mínimos e tempos de recuperação rápidos é descrito aqui.

Um método de injeção Alternativa e validado para acessar o espaço sub-retiniano<i&gt; via</i&gt; Uma abordagem transcleral Posterior

Este protocolo tem como objetivo demonstrar uma via de administração venosa reprodutível que possa ser utilizada em ratos e camundongos durante todo o período neonatal. Esse procedimento é importante para estudos pré-clínicos com roedores que desejam espelhar a administração de medicamentos em unidades neonatais, principalmente por via intravenosa.

Modelo Neonato de Injeção de Veias Retroorbitárias em Roedores

Este protocolo descreve uma técnica para injeção intracameral em ratos usando uma incisão central na córnea e um longo túnel na câmara anterior. Este método de injeção minimiza o risco de induzir danos inadvertidos ao tecido e, assim, melhora a precisão e a reprodutibilidade.

Injeção intracameral em ratos com baixo risco de efeitos adversos

Apresentamos um protocolo para injeção direta do nervo vago em ratos, permitindo a administração do medicamento diretamente no nervo sem complicações pós-injeção. Este método se aplica a estudos neurológicos pré-clínicos envolvendo manipulação do sistema nervoso autônomo. Pode ser usado para injeção direta de nervos para outros nervos em ratos e outras espécies, com as modificações necessárias.

Protocolo de injeção direta do nervo vago para ratos

Este protocolo descreve uma técnica única usando uma abordagem transconjuntival para acessar o nervo óptico de rato para injeções.

Abordagem transconjuntival para injeção no nervo óptico de rato

Este estudo apresenta uma metodologia para a administração de terapêutica na retina e nos nervos ópticos do rato adulto. Além disso, um método exclusivo de recuperação de tecido é introduzido para uma coleção em bloco de cima para baixo do nervo óptico e da retina em um rato adulto.

Entrega terapêutica ocular e recuperação avançada de tecidos em ratos adultos

As injeções sub-retinianas são uma técnica indispensável para o desenvolvimento pré-clínico de terapêuticas para doenças fotorreceptoras e EPR. Descrevemos uma técnica de injeção sub-retiniana transescleral otimizada em camundongos que melhora as taxas de sucesso intraoperatório e minimiza os danos à retina.

Técnica de injeção sub-retiniana transescleral minimamente invasiva otimizada em camundongo

Aprenda uma técnica minimamente invasiva para injeção no nervo óptico de ratos, reduzindo complicações cirúrgicas e promovendo recuperação mais rápida. Este método avança pesquisas em neurociência regenerativa.

Técnica minimamente invasiva para a injeção em Rat Optic Nerve

Explorar mais vídeos