Name: Superfície de Medição de Potencial de Bactérias Usando Kelvin Probe Microscopia de Força (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 49 s
Description: Aprenda a usar microscopia de força de sonda Kelvin para mapear potencial de superfície em bactérias. Este método permite analisar a carga de membranas celulares individuais e biofilmes com alta resolução nanométrica.

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Os autores agradecem sinceramente ao Conselho de Pesquisa em Ciências Naturais e Engenharia do Canadá, ao Ministério de Pesquisa e Inovação de Ontário e à Fundação Canadense para Inovação por financiar este estudo.

1. Preparação de material de vidro e Culturas <ol><li> Antes de prosseguir com esta experiência, preparar agar sangue 5% de ovelha (SBA) placas para o cultivo de MRSA. Incubar as placas SBA durante 24 horas à temperatura de 37 ° C. Após este tempo,, colónias individuais bem isoladas deve estar presente para ser utilizado para as inoculações subsequentes em meios líquidos. Loja estrias SBA placas com colónias isoladas a 4 ° C durante 1 - 2 meses. NOTA: placas de agar de sangue de ovelha-se em embalagens contendo pré-fabricados entre 20-25 placas com base no fabricante, e consistem tipicamente numa base de agar de tripticase de soja com adição de 5% w / v de sangue de ovelha. </li><li> Adicione 500 ml de caldo de soja tríptica (TSB) suplementada com 1% de glucose e 0,1% de NaCl. Depois disso, recolher e limpar 2 tubos de ensaio de vidro. Se tampas autoclaváveis ​​não estão disponíveis para tubos de ensaio, use uma folha de alumínio como uma tampa. Autoclave TSB e tubos de ensaio, juntamente com uma caixa de 1 ml pontas de pipeta. </li><li> Debaixo de uma cabine de segurança biológica ou perto de uma Bunsen queimador, pipeta de 5 ml de previamente autoclavada TSB em tubos de ensaio autoclavado. Ter cuidado para garantir que o tempo suficiente tenha sido dada para permitir que o TSB e tubos de ensaio arrefecer até à temperatura ambiente. A partir de uma placa de 5% SBA anteriormente listado, inocular uma única colônia em 6 ml de caldo TSB. Uma vai conter MRSA, e o segundo tubo de ensaio será utilizado como um controlo negativo para assegurar a esterilidade. </li><li> Tome tubos de ensaio TSB inoculados e colocá-los numa incubadora recíproco durante 24 horas a 37 ° C e a 200 rpm. Após este tempo, o crescimento microbiano deve ser aparente no tubo de ensaio, enquanto não houve crescimento de MRSA deve ter ocorrido no tubo de ensaio de controlo. </li><li> Tome 1 ml de cultura de 24 horas e pipeta em 6 ml de TSB fresco. Incubar a 37 ° C durante 6 horas a 200 rpm. </li><li> Pipetar 1 mL de 6 horas de sub-cultura para um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. Centrifugar durante 3 min a 850 x g. Remover o sobrenadante e ressuspender o pellet em 1 ml de H 2 O. desionizada Centrífuga, repito, e suspender novamente. </li></ol><ol><li> Tome aço inoxidável e discos de amostra de AFM ouro (20 mm e 10 mm de diâmetro, respectivamente) e limpar cada um dos lados com 5 ml de H 2 O. desionizada Segurar discos de amostra no lado dominante com uma pinça e usar a mão para subdominant pipeta de 5 ml de cada lado do disco de amostra. Depois de lavar ambos os lados, discos lugar amostra num copo contendo 20 ml de H2O desionizada, seguido por sonicação durante 1 minuto. </li><li> Após utilização de sonicação fórceps para remover os discos da amostra a partir do copo. Coloque os discos de modo que eles se inclinar em um ângulo de 60 ° contra a borda de uma placa de Petri aberta em uma toalha de papel. Utilizar a tampa da placa de Petri para cobrir os discos de secagem. Deixe secar totalmente os discos antes de prosseguir. O tempo de secagem pode variar entre 4-8 horas. </li><li> Depois de seco, use uma pinça para colocar discos de amostra em uma placa de Petri. <ol><li> Opcionalmente, funcionalizar as superfícies dos discos com qualquer material de amostra (por exemplo, colagénio, ácido hialurônico, nano-partículas de prata, etc.). </li><li> Para esta experiência, usar poli-L-lisina para revestir a superfície do substrato. Por poli-L-lisina funcionalização, pipeta 200-400 ul de 0,1% de poli-L-lisina (em H2O) em discos de amostras, e deixou incubar durante 1 hora à temperatura ambiente numa placa de Petri. </li><li> Após 1 h, utilizar uma pinça para segurar o disco de amostra, e lava-se com 1 ml de H 2 O. desionizada Deixar secar em toalhas de papel, como descrito no passo 2.2. </li></ol></li><li> Tome 2x células re-suspenso lavados e placa 200-400 mL em discos de amostra dentro de uma cabine de segurança biológica. Se os discos de amostras são revestidas com poli-L-lisina, incubar durante 0,5 horas à temperatura ambiente. </li><li> Após incubação das células em discos de amostra, lavar discos amostra suavemente com 1 ml de H 2 O. desionizada Vamos discos secar durante a noite antes de imagem. </li></ol> 3. KPFM Imagem NOTA: Para esta experiência,usar um Agilent série 5500 ILM-AFM. <ol><li> Para iniciar AFM, ligue unidade de computador, juntamente com HEB e MAC III controlador da AFM. Abra o software de imagens AFM (por exemplo, da Agilent PicoView). Certifique-se de selecionar inicialmente ACAFM ou qualquer designação correta é no AFM para geração de imagens em modo intermitente-contact. </li><li> Utilizando uma pinça AFM na mão dominante, e segurando o titular clipe de mola aberta com a mão subdominant, coloque um cantilever KPFM para a cabeça-peça. Tenha cuidado ao manusear e transferindo a peça de cabeça AFM para o AFM que esta unidade (pelo menos no 5500 ILM-AFM) contém a unidade de cristal piezo frágil que controla X, Y, Z e direcionalidades digitalização. NOTA: As consolas KPFM utilizados neste caso foram Mikromasch condutora DPE (baixo ruído) cantilevers com frequências de ressonância média de 80 kHz e primavera constantes de 2,7 N / m. Cantilevers com estas frequências de ressonância e constantes de mola foram escolhidos devido a sua facilidade de uso.Cantilevers com maiores constantes de mola mais elevadas frequências de ressonância e também pode ser usado para imagiologia. </li><li> Arrumar com cuidado cabeça peça na AFM e ligar os fios apropriados (neste caso dois fios precisa ser conectado em: Laser e estágio motor de elevação). </li><li> Alinhar o laser para a ponta do braço de suporte. Algumas unidades contêm uma funcionalidade que permite a câmara de alinhamento mais fácil. Se a funcionalidade da câmera não está presente no AFM, alinhar na ponta cantilever conforme descrito a seguir: <ol><li> Gire o botão no sentido horário front-to-back para mover o laser overtop o chip cantilever. Quando o laser atinge o chip será bloqueado e não será mais visível. Apenas gire o botão algumas vezes. </li><li> Gire o botão front-to-back sentido anti-horário até o ponto de laser reaparece. O laser é agora na borda do chip. </li><li> Gire o botão da esquerda para a direita para posicionar o laser no cantilever. Como o laser passa sobre o cantilever ele vai desaparecer e reaparecer in rápida sucessão. O ponto de laser deve ser visível na tampa de vidro fosco onde a unidade fotodiodo mais tarde irá se sentar. </li><li> Rode o botão de front-to-back para a esquerda para mover o local para baixo o cantilever para a ponta até o local no vidro fosco desaparece. </li><li> Vire o-to-back frente botão no sentido horário apenas ligeiramente, a fim de posicionar o laser de modo que ele só se senta na ponta cantilever. O ponto de laser irá reaparecer no vidro fosco. NOTA: Este é o método de posicionamento a laser para consolas trampolim. Para cantilevers triangulares, o processo de alinhamento é um pouco diferente. </li></ol></li><li> Uma vez que o laser está alinhado, manter o motor na fase de elevação na posição &quot;aberto&quot; durante 10 segundos para assegurar espaço suficiente entre o braço de suporte e fixação da amostra quando a amostra para a AFM. </li><li> Colocar a amostra no palco amostra KPFM. Aterrar a amostra usando um fio de cobre. Ligue os fios apropriados da AFM para o estágio da amostra. Ligue os sTage ao AFM. Na maioria dos casos, a fase é mantida no lugar através de magnetos. </li><li> No software AFM, ajustar o braço de suporte e, em seguida, iniciar abordagem da ponta cantilever para a amostra. Certifique-se de que o tempo de estabilização é fixado em não mais do que 10 ms, e que a velocidade de aproximação não exceder 2,0 mm / s, a fim de evitar danos na ponta. </li><li> Uma vez que a ponta cantilever é na superfície da amostra, selecione um tamanho da janela de imagem e área de imagem ideal. Otimizar ganhos I e P, juntamente com o set point cantilever assim que a imagem topográfica é otimizado. <ol><li> Depois de imagem topográfica é otimizado, ligue módulo KPFM (tanto no modo AM FM ou, aqui, use o modo FM). Deve notar-se que KPFM imagem é muito desafiante fora da janela de imagem 5 mm x 5 mm. Além disso, para a imagem latente KPFM ideal, use uma resolução de 512 x 512 com velocidades lentas de digitalização (0,02-0,05 linhas / seg). </li></ol></li><li> Para definições FM-KPFM (não ACAFM configurações), defina o percentual de carro entre 5-10%. Defina a fr cantileverequency entre 1 - 5 kHz, com uma largura de banda de 2 kHz. Definir I e ganhos P para as definições FM-KPFM a 0,3%. <ol><li> Varie a largura de banda do sinal e eu e os ganhos de P entre as superfícies de amostras. Para otimizar SP imagem, ajustar ainda mais a largura de banda do sinal e eu e os ganhos P obter imagens mais favoráveis. O intervalo recomendado de ganhos I e P são 0,22-0,35%. </li></ol></li><li> Processar e analisar as imagens coletadas KPFM usando software de processamento de pós-imagem para coletar dados SP. </li></ol>

<ol><li>Seth, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+modeling+of+biofilm-infected+wounds%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Research%22%5BJournal%5D)">In vivo modeling of biofilm-infected wounds: a review.</a> J. Surg. Research. 178 (1), 330-338 (2012).</li>
<li>Wolcott, R. D., Ehrlich, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofilms+and+chronic+infections%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Biofilms and chronic infections.</a> JAMA. 299 (22), 2682-2684 (2008).</li>
<li>Hoiby, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+clinical+impact+of+bacterial+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Micro.+Infect%22%5BJournal%5D)">The clinical impact of bacterial biofilms.</a> Micro. Infect. 3 (2), 55-65 (2011).</li>
<li>Zhang, W., Hughes, J., Chen, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impacts+of+hematite+nanoparticle+exposure+on+biomechanical%2C+adhesive%2C+and+surface+electrical+properties+of+E.+coli+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Impacts of hematite nanoparticle exposure on biomechanical, adhesive, and surface electrical properties of E. coli cells.</a> Appl. Environ. Microbiol. 78 (11), 3905-3915 (2012).</li>
<li>Lorite, G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface+physicochemical+properties+at+the+micro+and+nano+length+scales%3A+role+on+bacterial+adhesion+and+Xylella+fastidiosa+biofilm+development%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Surface physicochemical properties at the micro and nano length scales: role on bacterial adhesion and Xylella fastidiosa biofilm development.</a> PLoS One. 8 (9), (2013).</li>
<li>Lee, I., Chung, E., Kweon, H., Yiacoumi, S., Tsouris, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scanning+surface+potential+microscopy+of+spore+adhesion+on+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Coll.+Surf.+Biointer%22%5BJournal%5D)">Scanning surface potential microscopy of spore adhesion on surfaces.</a> Coll. Surf. Biointer. 92, 271-276 (2012).</li>
<li>Tsai, C., Hung, H., Liu, C., Chen, Y., Pan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+plasma+membrane+surface+potential+of+PC12+cells+as+measured+by+Kelvin+probe+force+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Changes in plasma membrane surface potential of PC12 cells as measured by Kelvin probe force microscopy.</a> PLoS One. 7 (4), (2012).</li>
<li>Jucker, B. A., Harms, H., Zehnder, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adhesion+of+the+positively+charged+bacterium+Strenotrophomonas+%28Xanthomonas%29+maltophilia+70401+to+glass+and+Teflon%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">Adhesion of the positively charged bacterium Strenotrophomonas (Xanthomonas) maltophilia 70401 to glass and Teflon.</a> J. Bacteriology. 178 (18), 5472-5479 (1996).</li>
<li>Soon, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Different+surface+charge+of+colistin-susceptible+and+-resistant+Acinetobacter+baumannii+cells+measured+with+zeta+potential+as+a+function+of+growth+phase+and+colistin+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anti.+Chemo%22%5BJournal%5D)">Different surface charge of colistin-susceptible and -resistant Acinetobacter baumannii cells measured with zeta potential as a function of growth phase and colistin treatment.</a> J. Anti. Chemo. 66, 126-133 (2011).</li>
<li>Tariq, M., Bruijs, C., Kok, J., Krom, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Link+between+culture+zeta+potential+homogeneity+and+Ebp+in+Enterococcus+faecalis%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Link between culture zeta potential homogeneity and Ebp in Enterococcus faecalis.</a> Appl. Environ. Microbiol. 78 (7), 2282-2288 (2012).</li>
<li>Ayala-Torres, C., Hernandez, N., Galeano, A., Novoa-Aponte, L., Soto, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zeta+potential+as+a+measure+of+the+surface+charge+of+mycobacterial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Zeta potential as a measure of the surface charge of mycobacterial cells.</a> Ann Microbiol. , (2013).</li>
<li>Allison, D. P., Mortensen, N. P., Sullivan, C. J., Doktycz, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atomic+force+microscopy+of+biological+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Nanomed.+Nanobiotech%22%5BJournal%5D)">Atomic force microscopy of biological samples.</a> Nanomed. Nanobiotech. 2 (6), 613-634 (2010).</li>
<li>Lindsay, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scanning+tunneling+microscopy+and+atomic+force+microscopy+studies+of+biomaterials+at+a+liquid-solid+interface%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vac.+Sci.+Technol%22%5BJournal%5D)">Scanning tunneling microscopy and atomic force microscopy studies of biomaterials at a liquid-solid interface.</a> J. Vac. Sci. Technol. 11 (4), 808-815 (1993).</li>
<li>Moores, B., Hane, F., Eng, L., Leonenko, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kelvin+probe+force+microscopy+in+application+to+biomolecular+films%3A+frequency+modulation%2C+amplitude+modulation%2C+and+lift+mode%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">Kelvin probe force microscopy in application to biomolecular films: frequency modulation, amplitude modulation, and lift mode.</a> Ultramicroscopy. 110 (6), 708-711 (2010).</li>
<li>Melitz, W., Shen, J., Kummel, A. C., Kelvin Lee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((probe+force+microscopy+and+its+application%5BTitle%5D)+AND+%22Surf.+Sci.+Reports%22%5BJournal%5D)">probe force microscopy and its application.</a> Surf. Sci. Reports. 66 (1), 1-27 (2011).</li>
<li>Loppacher, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FM+demodulated+Kelvin+probe+force+microscopy+for+surface+photovoltage+tracking%5BTitle%5D)+AND+%22Nanotechnology%22%5BJournal%5D)">FM demodulated Kelvin probe force microscopy for surface photovoltage tracking.</a> Nanotechnology. 16 (3), (2005).</li>
<li>Domanski, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kelvin+probe+force+microscopy+in+nonpolar+liquids%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Kelvin probe force microscopy in nonpolar liquids.</a> Langmuir. 28 (39), 13892-13899 (2012).</li>
<li>Collins, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dual+harmonic+Kelvin+probe+force+microscopy+at+the+graphene-liquid+interface%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Phys.+Letters%22%5BJournal%5D)">Dual harmonic Kelvin probe force microscopy at the graphene-liquid interface.</a> Appl. Phys. Letters. 104 (13), 133103(2014).</li>
<li>Kobayashi, N., Asakawa, H., Fukuma, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoscale+potential+measurements+in+liquid+by+frequency+modulation+atomic+force+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Rev.+Sci.+Instru%22%5BJournal%5D)">Nanoscale potential measurements in liquid by frequency modulation atomic force microscopy.</a> Rev. Sci. Instru. 81, (2010).</li>
<li>Collins, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+charge+screening+dynamics+and+electrochemical+processes+at+the+solid-liquid+interface+with+electrochemical+force+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Comm%22%5BJournal%5D)">Probing charge screening dynamics and electrochemical processes at the solid-liquid interface with electrochemical force microscopy.</a> Nature Comm. 5, 2871(2014).</li>
<li>Pastar, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+of+methicillin+resistant+Staphylococcus+aureus+USA300+and+Pseudomonas+aeruginosa+in+polymicrobial+wound+infection%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Interactions of methicillin resistant Staphylococcus aureus USA300 and Pseudomonas aeruginosa in polymicrobial wound infection.</a> PLoS One. 8 (2), (2013).</li>
<li>Brien, D. J., Gould, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Does+vancomycin+have+a+future+in+the+treatment+of+skin+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Cur.+Opin.+Infec.+Diseas%22%5BJournal%5D)">Does vancomycin have a future in the treatment of skin infections.</a> Cur. Opin. Infec. Diseas. 27 (2), 146-154 (2014).</li>
<li>Wang, P., Kinraide, T. B., Zhou, D., Kopittke, P. M., Peijnenburg, W. J. G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma+membrane+surface+potential%3A+dual+effects+upon+ion+uptake+and%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Plasma membrane surface potential: dual effects upon ion uptake and.</a> 155 (2), 808-820 (2011).</li>
<li>Gross, M., Cramton, S. E., Gotz, F., Peschel, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Key+role+of+teichoic+acid+net+charge+in+Staphylococcus+aureus+colonization+of+artificial+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Infect.+Immun%22%5BJournal%5D)">Key role of teichoic acid net charge in Staphylococcus aureus colonization of artificial surfaces.</a> Infect. Immun. 69 (5), 3423-3426 (2001).</li>
<li>Sinensky, A. M., Belcher, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Label-free+and+high-resolution+protein%2FDNA+nanoarray+analysis+using+Kelvin+probe+force+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Nanotechnol%22%5BJournal%5D)">Label-free and high-resolution protein/DNA nanoarray analysis using Kelvin probe force microscopy.</a> Nat. Nanotechnol. 2, 653-659 (2007).</li>
<li>Park, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-molecule+recognition+of+biomolecular+interaction+via+kelvin+probe+force+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Nano%22%5BJournal%5D)">Single-molecule recognition of biomolecular interaction via kelvin probe force microscopy.</a> ACS Nano. 5 (9), 6981-6990 (2011).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

KPFM foi empregado como uma nova técnica para a obtenção de dados elétricos de superfície. Ele tem sido comumente usada como um método para a análise de distribuição de carga em química e só recentemente começou a ser aplicado para o estudo de sistemas biológicos na micro e nano-escala. A partir dos dados coletados, descobrimos que os micróbios não pareceu facilmente anexar para limpar superfícies de aço inoxidável e ouro, mesmo após 3 horas de incubação estática. Superfícies funcionalizadas poli-L-lisina foi rápida ade...

Os biofilmes produzidos nas superfícies dos equipamentos e em feridas cutâneas apresentam um problema para a indústria médica como biofilmes são recalcitrantes à remoção e pode levar a um aumento das taxas de transmissão da doença e resistência aos antimicrobianos. Anexo é o primeiro passo na formação de biofilme e é a etapa mais crítica, devido à sua reversibilidade 1-3. Características de superfície do substrato desempenham um papel crucial na adesão microbiana. Factores tais como a dureza da superfície, a porosidade, rugosidade, hidrofobicidade e têm sido mostrados para efectuar a adesão microbiana; No entanto, pouca investigação examinar o potencial papel da superfície do substrato (SP) na adesão microbiana tem sido feito 4,5. Superfícies carregadas negativamente impedir a penhora de esporos de Bacillus thuringiensis a mica, silício e ouro 6. Alterações no potencial da membrana celular são indicativos de alterações na adesão celular e a motilidade 5,7. Tem sido observado que hom electricamentesuperfícies ogeneous mais facilmente promover a adesão microbiana 5. Caracterizar o potencial de superfície de bactérias à escala nanométrica pode proporcionar uma nova maneira de entender a cinética de adesão de bactérias a superfícies diferentes, e assim pode ajudar no desenvolvimento de estratégias anti-incrustação biológica. Ao contrário de outros métodos utilizados para caracterizar a cinética electro de bactérias, como eletroforética espalhamento de luz, o potencial zeta, e determinação do ponto isoelétrico, microscopia de força sonda Kelvin (KPFM) permite a análise de células individuais em vez de culturas inteiras 11/08. Isso é benéfico quando se quer comparar célula-célula ou biofilme características elétricas com alta precisão e exatidão. KPFM é um módulo de microscopia de força atômica (AFM). AFM foi desenvolvido como um resultado direto do microscópio de tunelamento (STM) 12. As imagens publicadas pela primeira vez usando STM foram feitas por Gerd Binnig e Heinrich Rorhrer em 1982 12 </sup&gt;. Sua invenção foi capaz de resolver estruturas atômicas por raster digitalizando uma ponta condutora afiada sobre uma superfície condutora de ar. As implicações de conseguir imagens de alta resolução biólogos que rapidamente tentaram usar STM a imagem amostras secas de DNA, proteínas e vírus 12 animado. STM também pode ser feito de líquidos usando pontas de prova especializados 13. Isto foi demonstrado por Lindsay et ai., Que utilizado STM e AFM para moléculas de ADN da imagem em 10 mM de HClO 4 e na água, em eléctrodos de ouro 13. KPFM foi demonstrada na determinação dos potenciais de superfície de análise de DNA e proteína de 25 e biomoléculas interacção com ligandos 26. KPFM opera através da medição da diferença de potencial contacto (CPD), entre uma ponta cantilever condutor e uma amostra de AFM idealmente condutor (Figura 1, i) 14,15. As amostras não têm necessariamente de ser condutora (ie, sampl biológicaes). A imagiologia pode ser realizado em mica, vidro e superfícies de silício (não condutores), desde que a superfície não condutiva é fina e tem um material condutor subjacente 6,7. O DPC é equivalente ao potencial de tensão de superfície e pode ser descrita como a diferença nas funções de trabalho entre a ponta (tip φ) e amostra (amostra φ), dividida pela carga do electrão negativo (- e). Quando uma ponta de AFM condutor é levado para perto de uma superfície da amostra (separados por uma distância d), uma força electrostática (F es) é gerado, devido à diferença nas energias de Fermi (Figura 1, ii, a) 15. Neste ponto, as energias de vácuo da ponta e amostra (E v) estão em equilíbrio e alinhados. Ao trazer a extremidade mais perto da superfície da amostra, a superfície da ponta e a amostra entrem em contacto eléctrico e agir como capacitores de placas paralelas (Figura 1, b, ii </strong&gt;) 14,15. No ponto, as energias de Fermi superfície da ponta e da amostra se alinham, atingindo um equilíbrio de estado estacionário (Figura 1, ii, b). A ponta e amostra de superfície será cobrado e um CPD V irá formar devido a uma diferença de funções E v &#39;s e de trabalho. A F es age na área de contato elétrico devido ao CPD V formado. Esta força é subsequentemente anulada através da aplicação de um V DC externa da ponta que tem a mesma grandeza que o DPC V formado (Figura 1, ii, c). Esta tensão de CC aplicada elimina carga de superfície na área de contacto eléctrico, e a quantidade de V CC necessária para eliminar as es de F V CPD é igual à diferença nas funções de trabalho entre a sasuperfície mple e gorjeta de 15. Deve notar-se que a função de trabalho da ponta é conhecido e é fornecida pelos fabricantes. Em todos os métodos KPFM, uma tensão alternada (CA V, cerca de 100 - 500 mV) é também aplicado na ponta, a fim de gerar forças eléctricas oscilantes entre a ponta ea amostra 14. Isto proporciona uma melhor resolução ao medir mudanças na V CPD e / ou F es. Neste contexto, as alterações na frequência e amplitude de oscilação eléctrica pode ser corrigido por V DC, e mapas de potencial de superfície pode ser gerado. Os dados de áreas específicas destes mapas pode ser ainda analisada a fornecer informações elétrica sobre características topográficas específicas. KPFM pode ser operado em três modos: (1) Modo de levantamento, o modo (2), modulação de amplitude (AM), e modulação de frequência (FM) de modo 14,16 (3). Modo de elevação foi o inc inicialarnation de KPFM. Elevador modo baseia-se num método de duas passagens em que um ponta com oscilação é arrastado através da superfície para se obter uma imagem topográfica. Para o segundo passe a ponta é levantada uma distância pré-definida acima da amostra (10-100 nm) e digitalizada para o outro lado da mesma área. Devido a este método de duas passagens, o modo de elevador, em comparação com AM- e FM-KPFM, leva mais tempo para aquisição de imagem. Aumentando a ponta para fora da superfície garante que apenas longo alcance F es é medido. Além disso, conversas cruzadas entre topografia e medições de superfície potenciais é desacoplada à custa do aumento da resolução lateral e sensibilidade. AM-KPFM melhora a resolução lateral e sensibilidade usando dual-frequências para medir simultaneamente topografia da amostra e potencial de superfície (varredura de uma passagem) 14. No modo de AM, o braço de suporte é oscilado mecanicamente, geralmente 5% abaixo da sua primeira frequência de ressonância (f 0), e electricamente oscilado (through um AC V) em sua segunda frequência de ressonância (f 1). Mudanças na amplitude de f 0, para a geração de dados topográficos, enquanto as mudanças na amplitude de f 1, devido a mudanças na F es e V CPD, fornecer dados de medição do potencial de superfície. f 0 e f 1 do cantilever são separados por freqüências e energias significativas que sinalizam cross-talk é minimizado 14. A caixa eletrônica de cabeça (HEB) da AFM separa os dois sinais para dar tanto topográfico e de superfície de dados potenciais simultaneamente em uma varredura. FM-KPFM melhora a resolução ainda mais longe do AM-KPFM em superfícies biológicas 14. FM-KPFM funciona de forma diferente do que o AM-KPFM no que mede a evolução gradientes força eletrostática, em vez de força eletrostática (F es) 15. Como modo de AM, FM utiliza modo dual-frequências e um singlmecanismo de varredura de e-pass para obter topográfico e de superfície de dados potenciais simultaneamente 14. No modo FM, o cantilever é mecanicamente oscilaram em torno de f 0 e eletricamente oscilou em uma freqüência modificado baixo (f mod, tipicamente 1-5 kHz). Após interações eletrostáticas, f 0 e f mix mod para produzir faixas laterais de f 0 ± f mod. Estas bandas laterais são muito sensíveis às mudanças na força electrostática, e pode ser separado a partir de f 0 HEB através da AFM. Desde FM-KPFM mede as alterações em gradientes de força electrostática, o dicas forma ápice e sua manutenção / integridade desempenhar um papel crítico na superfície global potencial resolução 14, 15. Superfície potencial resolução com AM e modos de FM estão na gama de 1 nm, 14 lateralmente -16. Deve notar-se que KPFM imagiologia pode ser feito em líquidos não polares, e, mais recentemente, tem sido mostrado para ser feito em (&lt;10 mM) líquidos polares de baixo iónico (emKPFM modos de malha aberta, que não requerem uma reacção de polarização, obviando a aplicação de uma polarização DC), tais como água MilliQ; no entanto, KPFM imaging ainda tem de ser feito em células vivas em soluções polares 17-20. Desafios adicionais associados com SP imaging em líquido é que as soluções comumente usado para manutenção de células (ou seja, tampão fosfato salino) têm altas concentrações de íons móveis, o que levaria a reações faradaica, dinâmica de carga induzida por viés e difusão do íon / redistribuição 20. Assim, para esta experiência, as medidas foram tomadas a partir de células secas por MRSA e mortos em superfícies em aço inoxidável funcionalizadas com poli-L-lisina de aço e ouro sob condições ambientes. A imagiologia pode ser realizado em condições de ar ou de vácuo, em amostras biológicas que foram previamente secos ou imobilizados em superfícies 20. Condições de umidade também foram mostrados para afetar imagem KPFM de superfícies 6. Neste estudo, foram empregados FM-KPFMe AFM para examinar o papel de SP sobre a penhora de resistente à meticilina Staphylococcus aureus USA100 (MRSA) para superfícies de aço inoxidável e ouro funcionalizadas poli-L-lisina. MRSA foi recentemente ganhou status como um multi-resistente (MDR) &quot;superbactéria&quot;, devido à sua resistência selecionados naturalmente a muitos antibióticos β-lactâmicos e cefalosporinas 21. Infecções MRSA são agora mais desafiadora, difícil e formidável de tratar, que conduz à utilização de agentes antimicrobianos mais duras, tais como a vancomicina ou oxazolidinonas que possuem níveis mais elevados de toxicidade em seres humanos e, portanto, não podem ser utilizados como tratamentos de longo prazo 22. O aço inoxidável foi escolhida devido à sua relevância médica e uso comum como um material em agulhas hipodérmicas, comadres, maçanetas, pias, etc. O ouro foi usado como um metal comparativa. FM-KPFM foi utilizado para examinar se microbiana membrana SP muda mediante adesão aos substratos.

tecnologias <table><tbody><tr>atômicas de <td>Agilent do</td> <td>microscópio da força 5500ILM</td><td>#N9435S</td><td></td></tr><tr><td>discos TED PELLA do espécime do metal de AFM/STM</td><td>, INC.</td><td>#16219</td><td>Discos de amostra de aço inoxidável</td></tr><tr><td>DPE (Baixo Ruído) Sondas SPM Condutivas</td><td>Mikromasch</td><td>#HQ:DPE-XSC11</td><td>Existem 4 cantilevers revestidos com Pt por chip. Utilizamos o cantilever B para experimentos.</td></tr><tr><td>Discos de amostra de metal AFM / STM revestidos de ouro PELCO</td><td>TED PELLA, INC.</td><td>#16218-G</td><td>Discos de amostra de ouro</td></tr><tr><td>PicoView Software</td><td>Agilent Technologies</td><td>#N9797B</td><td>5500ILM Microscópio de Força Atômica software de imagem</td></tr><tr><td>Pico Image Software (Pico Image Basic)</td><td>Agilent Technologies</td><td>#N9797AU-1FP</td><td>5500 ILM Microscópio de Força Atômica software de processamento pós-imagem</td></tr><tr><td>Microcentrífuga de alta velocidade Scilogex D3024</td><td>Thomas Scientific</td><td>#91201513</td><td>Centrífuga usada em etapas de lavagem de células para separar células (pellet) do meio</td></tr><tr><td>Ágar Soja Tripticase com 5% de Sangue de Ovelha</td><td>BD</td><td>#221261</td><td>Pratos pré-fabricados</td></tr><tr><td>Caldo de Soja Tríptico</td><td>BD</td><td>#257107</td><td>Vem como um pó seco. Instruções sobre como fazer vir no recipiente.</td></tr></tbody></table>

superfície de medição de potencial de bactérias usando kelvin probe microscopia de força

Surface Potential Measurement of Bacteria Using Kelvin Probe Force Microscopy

Potencial de superfície é uma característica física geralmente negligenciado que desempenha um papel dominante na adesão de microorganismos para substrato superfícies. Microscopia de força sonda Kelvin (KPFM) é um módulo de microscopia de força atômica (AFM), que mede a diferença de potencial entre as superfícies de contato na escala nano. A combinação de KPFM com a AFM permite a produção simultânea de potencial de superfície e mapas topográficos de amostras biológicas, tais como células bacterianas. Aqui, nós empregamos KPFM para examinar os efeitos do potencial de superfície sobre a adesão microbiana em superfícies medicamente relevantes, tais como aço inoxidável e ouro. Mapas de potencial de superfície revelou diferenças de potencial de superfície para membranas microbianas em diferentes substratos de materiais. Um gráfico passo-a altura foi gerado para mostrar a diferença de potencial na superfície uma área de fronteira entre a superfície do substrato e microrganismos. Alterações no potencial de membrana da superfície celular têm sido relacionados com a mudanças no metabolismo celular e a motilidade. Portanto, KPFM representa uma ferramenta poderosa que pode ser utilizado para examinar as alterações da superfície microbiana potencial de membrana sobre a adesão a várias superfícies do substrato. Neste estudo, nós demonstramos o procedimento para caracterizar o potencial de superfície de células de Staphylococcus aureus resistentes à meticilina USA100 individuais em aço inoxidável e ouro usando KPFM.

A capacidade de medir utilizando SP KPFM baseia-se no princípio de que tanto a superfície da amostra e o braço de suporte da ponta condutora são, em certa medida. Aço inoxidável e ouro agiu superfícies como condutores para que MRSA foram anexados. KPFM imagens foram tiradas de 15 células por MRSA em ambas as superfícies com 512 x 512 de resolução, e com as áreas de análise que variam de 5 x 5 mm a 10 x 10 mm. Varredura foi realizada com velocidades de linha que variam de 0,02 linhas / seg de 0,05 linhas / seg. Portanto,...

Aqui, apresentamos um protocolo explicando o uso da microscopia de força da sonda Kelvin como uma ferramenta para gerar mapas de potencial de superfície em nanoescala de alta resolução. Esta ferramenta foi aplicada para avaliar o papel do potencial superficial na capacidade de ligação de microrganismos às superfícies do substrato.

Superfície de Medição de Potencial de Bactérias Usando Kelvin Probe Microscopia de Força

Surface potential is a commonly overlooked physical characteristic that plays a dominant role in the adhesion of microorganisms to substrate surfaces. ...

O objetivo geral do seguinte experimento é observar alterações na carga da membrana celular após a adesão a diferentes substratos de material. Isso é conseguido cultivando os microrganismos em meio rico em nutrientes para aumentar seu número. Em seguida, as superfícies de material às quais os microrganismos aderirão são limpas e funcionalizadas para obter taxas ideais de fixação microbiana.Em seguida, os microrganismos são cultivados em diversos substratos materiais para permitir a microscopia de força com sonda Kelvin ou a imagem por KPFM. Os resultados mostram que o tipo de substrato material e sua carga inerente afetam a atividade celular, conforme observado por alterações na carga da membrana celular e na aderência celular. A principal vantagem desta técnica em relação a métodos existentes, como eletroforese, espalhamento de luz e determinação do ponto isoelétrico, é que a KPFM permite examinar a carga de células individuais e biofilmes, em vez de culturas ou colônias inteiras.Isso é benéfico ao desejar comparar célula a célula, bem como características elétricas de biofilmes, com alta precisão e exatidão. Para começar, prepare placas de ágar sangue de ovelha a 5%, estrie as bactérias MRSA nas placas preparadas e incube por 24 horas a 37 graus Celsius para gerar colônias únicas bem isoladas. Prepare 500 mililitros de caldo triptica de soja, suplementado com 1% de glicose e 0,1% de cloreto de sódio, autoclave, juntamente com dois tubos de ensaio de vidro limpos e uma caixa de pipetas de um mililitro.Após deixar o meio e os tubos de ensaio esfriarem sob uma cabine de segurança biológica ou próximo a uma chama de bico de Bunsen, pipete seis mililitros do TSB para cada tubo de ensaio. Utilizando uma das placas de ágar sangue de ovino previamente preparadas, inocular uma única colônia de MRSA em um dos tubos. Utilize o segundo tubo como controle negativo para garantir a esterilidade e incubar os tubos em um incubador reciprocante por 24 horas a 37 graus Celsius e 200 rpm.O tubo de MRSA deve apresentar crescimento ou nada deve ter crescido no tubo de controle. Em seguida, crie uma subcultura utilizando um mililitro da cultura de 24 horas para inocular seis mililitros de caldo tripticaseína soja fresco e incube a 37 graus Celsius e 200 rpm por mais seis horas. Em seguida, pipete um mililitro da cultura para um tubo afus e centrifugue a 850 vezes G durante três minutos.Remova o sobrenadante e use água desionizada para lavar o pellet duas vezes com pinça na mão dominante. Segure um disco de amostra FM de aço inoxidável de 20 milímetros e use cinco mililitros de água desionizada para limpar cada lado. Coloque os discos limpos em um béquer com água desionizada e sonique por um minuto após a sonicação.Use a pinça para remover os discos de amostra do béquer e apoie-os em um ângulo aproximado de 60 graus contra a borda de uma placa de Petri aberta sobre uma toalha de papel para secar completamente. Use a tampa da placa para cobrir os discos durante a secagem. Após a secagem, transfira o disco para uma placa de Petri para funcionalizar a superfície do disco. Pipete de 200 a 400 microlitros de poliol lisina 0,1% sobre os discos em uma cabine de segurança biológica e incube à temperatura ambiente por uma hora, utilizando a pinça para segurar os discos.Utilize água desionizada para lavá-los conforme demonstrado anteriormente neste vídeo. Em seguida, plaque de 200 a 400 microlitros de células re-suspensas, previamente lavadas duas vezes, sobre os discos de amostra revestidos. Após incubação à temperatura ambiente por 30 minutos, lave suavemente os discos com um mililitro de água desionizada.Deixe os discos secarem durante a noite antes da obtenção de imagens para realizar a microscopia de força com sonda Kelvin. Ligue o computador juntamente com o microscópio de força atômica ou AFMs, o HEB e o controlador MAC três. Abra um software de imageamento de AFM, como o Ulence P ovu overview.Selecione A-C-A-F-M ou a designação correta para imagem em modo de contato intermitente. Usando uma pinça FM na mão dominante e mantendo o suporte de clipe com mola aberto na outra mão, coloque cuidadosamente a alavanca A-K-P-F-M na peça cabeçote. Carregue cuidadosamente a peça cabeçote no A FM e conecte os fios da luz laser e do motor de elevação da platina.Em seguida, alinhe o laser sobre a ponta do cantiléver. Para alinhar o laser sobre a ponta do cantiléver, gire o botão de frente para trás no sentido horário algumas vezes para mover o laser para cima do chip do cantiléver.Quando o laser atingir o chip, ele será bloqueado e não será mais visível. Em seguida, gire o botão da frente para trás no sentido anti-horário até que o ponto do laser reapareça. O laser está agora na borda do chip.Gire o botão da esquerda para a direita para posicionar o laser sobre o cantiléver. À medida que o laser passa sobre o cantiléver, ele desaparecerá e reaparecerá em rápida sucessão. O ponto do laser deve ser visível na tampa de vidro fosco onde a unidade do fotodiodo será posicionada posteriormente.Gire o botão frontal para traseiro no sentido anti-horário para mover o ponto ao longo da alavanca em direção à ponta, até que o ponto no vidro fosco desapareça. Agora, gire o botão frontal para traseiro ligeiramente no sentido horário para posicionar o laser de modo que fique exatamente na ponta da alavanca; o ponto do laser reaparecerá no vidro fosco. Uma vez que o laser esteja alinhado, mantenha o motor de elevação da platina na posição aberta por 10 segundos para garantir espaço suficiente entre a alavanca e a amostra.Ao fixar a amostra no MFA, coloque agora a amostra no estágio de MFPK. Use um fio de cobre para aterrar a amostra e conecte os fios apropriados do MFA ao estágio da amostra. Em seguida, conecte o estágio ao MFA no software do MFA.Certifique-se de que o tempo de estabilização seja de no máximo 10 milissegundos e que as velocidades de aproximação não excedam dois mícrons por segundo. Para evitar danos à ponta, sintonize o cantiléver e comece a mover a ponta do cantiléver em direção à amostra. Uma vez que a ponta do cantiléver atinja a superfície da amostra, selecione um tamanho de janela de imagem e uma área de imagem ideal, e otimize os ganhos do olho e do P, juntamente com o ponto de ajuste do cantiléver, de modo a otimizar a imagem topográfica.Quando a imagem topográfica estiver otimizada, ligue o módulo KPFM no modo FM. Defina a janela de imagem como cinco mícrons por cinco mícrons com resolução de 12 por 12 ou velocidades de varredura lentas. Para as configurações KPFM em FM, ajuste a amplitude entre 5 e 10%. Defina a frequência de excitação entre um e cinco quilohertz, com uma largura de banda de dois quilohertz.Defina os ganhos das NP de ferro para F-M-K-P-F-M em 0,3%. Após adquirir as imagens de KPFM, utilize um software de processamento pós-imagem para analisar as imagens e coletar os dados de SP usando as configurações descritas neste vídeo de demonstração. As imagens de KPFM foram obtidas em 15 células de MRSA, em superfícies de aço inoxidável e de ouro. São mostrados aqui os tipos de imagens coletadas.Como a KPFM opera utilizando duas frequências, imagens topográficas e dados elétricos da superfície celular foram coletados simultaneamente. Filtros térmicos foram aplicados aos mapas de potencial de superfície para facilitar a identificação de pequenas alterações no potencial de superfície. Neste gráfico, as imagens foram analisadas para determinar o potencial de superfície da membrana microbiana e, em seguida, utilizadas para comparação entre o crescimento em diferentes substratos.As varreduras de potencial superficial dos substratos de aço inoxidável e ouro nus mostraram potenciais superficiais negativos. Discos de aço inoxidável e ouro revestidos com lisina poliol exibiram ambos uma mudança para potenciais superficiais positivos. Os potenciais da membrana celular de MRSA variaram entre as superfícies de aço inoxidável e ouro.Com o aço inoxidável exibindo um potencial de superfície da membrana significativamente mais positivo para as células em comparação com as células de MRSA sobre o substrato de ouro, que apresentaram potenciais superficiais negativos. Para demonstrar as capacidades completas da KPFM, um exemplo de gráfico de altura de degrau de MRSA sobre aço inoxidável é mostrado aqui. Isso mostra a diferença no potencial de superfície entre a superfície do substrato e a membrana microbiana.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como utilizar a microscopia de força com sonda Kelvin para examinar os efeitos da carga elétrica na adesão e atividade de células microbianas em diferentes superfícies de substratos materiais.

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioengenharia

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